京秀葡萄四倍體誘變研究

張丙秀，李 璐，楊國慧，高慶玉

（東北農業大學園藝學院，哈爾濱 150030）

多倍體育種可以高效改變果樹某些性狀，從而達到提高產量、改良品質、增強抗逆性的目標[1－2]。自Blakeslee等用秋水仙素誘導曼陀羅四倍體成功后[3]，許多科技工作者開展了果樹多倍體誘導工作。早在20世紀50年代，Dermen通過誘導獲得了葡萄四倍體或嵌合體[4]。日本在葡萄多倍體誘導研究方面成效最為顯著[5]。四倍體葡萄因早熟、大粒、品質好等優點深受市場的歡迎，但目前我國四倍體品種數量較少，遺傳背景狹窄[6]，因此，葡萄四倍體誘導研究對葡萄育種和生產都具有重要意義。

過去普遍采用浸種和滴涂生長點的方法誘導果樹多倍體，但這種在整體水平上誘導染色體加倍的方法受環境干擾大，嵌合體多，組培技術使誘導單個細胞內染色體加倍成為可能[7－8]。而且，秋水仙素處理組培苗可以使獲得的誘變嵌合體在短時間內快速大量繼代和分離[9]。因此，組培技術誘導多倍體的方法日益受到關注。在多倍體鑒定上，過去多通過形態和器官組織進行間接鑒定或體細胞染色體計數法在顯微鏡下觀察鑒定[10]，前者簡便，但可靠性低[11]，后者可靠性高，但操作復雜，難度較大[12]。利用流式細胞術進行多倍體檢測，省時且操作簡單，準確度和靈敏度極高[13－14]。京秀葡萄是加工鮮食兼用的優良品種，關于京秀多倍體組織培養誘變方法的研究，也有相關報道[6,15]，但誘變率不夠理想。

本試驗以秋水仙素為誘變劑，對京秀葡萄進行組培誘導，探索秋水仙素不同濃度以及不同處理方法對誘變染色體變異的影響，利用流式細胞倍性分析儀對誘變多倍體整株進行分析鑒定。以期獲得京秀四倍體植株，為葡萄多倍體育種提供種質資源，并為四倍體的誘變尋找簡單有效的途徑。

1 材料與方法

1.1 材料

1.1.1 植物材料

葡萄品種京秀，由東北農業大學果樹教研室高慶玉教授提供。

1.1.2 培養基和培養條件

采用MS培養基，添加0.6%的瓊脂粉、2.5%的蔗糖。pH調至5.5，121℃高壓滅菌15 min。激素和秋水仙素在滅菌前加入。在溫度為（25±2）℃、光照強度為2 000 lx、日照時間12 h的培養室中進行培養。

1.2 方法

1.2.1 浸泡單芽莖段法誘導四倍體

將無菌組培苗的帶單芽莖段浸泡在各濃度（0.05%，0.1%，0.2%，0.3%，0.4%）的秋水仙素中，包好瓶口，避免強烈光照，分別處理6、12、24、48和72 h。處理過程中輕輕搖動以使誘導材料與藥液充分接觸，以無菌水為對照，處理后接種到培養基（MS+2.5 mg·L－16－BA+0.1 mg·L－1IBA）上培養。待腋芽萌發后取部分芽尖進行倍性鑒定，生根誘導（1/2MS+0.5 mg·L－1IBA）20 d 后取根尖進行倍性鑒定，研究植株倍性變化。培養30 d后對組培苗的生長量進行測定。

1.2.2 混培法誘導四倍體

將一定量秋水仙素水溶液加入MS培養基中，配成 50、100、500、1 000、2 000 mg·L－1的秋水仙素培養基，高壓滅菌。選取苗齡12～15 d左右，根系長為1.5 cm的健壯組培苗，留頂端部分，帶根轉入尚未完全凝固的秋水仙素培養基中，每個處理10株，重復3次，分別處理15、30、40 d后，剪取芽尖進行倍性檢測，并繼代培養進行倍性鑒定。

1.2.3 倍性檢測

使用美國BD公司生產的FACSAria型流式細胞分析系統測定單個細胞核的DNA含量，通過倍性分析儀對植株進行倍性檢測。對誘導后的植株進行倍性分析，以未經處理的京秀二倍體為對照。具體方法如下：取生長良好的組培苗的根尖50 mg或莖尖30 mg，在滴有1 mL提取緩沖液（含有15 mmol·L－1Tris－HCl（pH 7.5），80 mmol·L－1KCl，20 mmol·L－1NaCl，20 mmol·L－1EDTA－Na2，15 mmol·L－1巰基乙醇，0.05%（V/V）Triton X－100）的培養皿中用鋒利刀片迅速切碎，260目尼龍網包住移液槍頭過濾吸取，再通過400目細胞篩過濾，濾液用標準試管收集，暗處放置3 h，加入0.5 mL Rnase A溶液（100 mg Rnase A 溶于 10 mL 的 10 mmol·L－1Tris－HCl（pH 7.5）、15 mmol·L－1NaCl中，100 ℃煮沸15 min，冰浴冷卻，－20℃保存），置暗處，37℃培養30 min，冰浴冷卻再加入 10 μg·mL－1碘化丙錠0.6 mL，隨即上機測定。

2 結果與分析

2.1 誘導前京秀的葡萄倍性檢測

取生長良好的京秀組培苗，取其根尖50 mg及莖尖30 mg，分別提取并過濾，按1.2.3的方法進行測定，測定的結果為二倍體，如圖1所示。

2.2 浸泡單芽莖段法對植株生長情況及四倍體誘變效果的影響

在生長過程中，京秀組培苗莖段生長分化受到抑制，對組培苗生長30 d后的生長量進行測定，如圖2所示，秋水仙素對生長的抑制作用隨濃度增加和處理時間的延長而加重。秋水仙素濃度為0.05%時，不同時間處理間植株生長量差異不顯著。0.2%和0.3%濃度下，浸泡12和24 h處理的試管苗株高顯著低于浸泡6 h處理的株高。而在對莖段浸泡時間相同條件下，0.1%和0.2%濃度處理間的植株生長量不存在顯著差異。0.4%濃度處理，在24～72 h間植株生長都受到嚴重的抑制，根系變短變粗，且根系的分支數量變多，幾乎不生長。

圖1 京秀莖尖及根尖DNA含量分布Fig.1 Distribution of DNA content in stem tip and root tip of Jingxiu

圖2 秋水仙素浸泡單芽莖段法的植株生長Fig.2 Plant growth of shoot segments pretreated by colchicines soaking

從表1中可以看出，0.05%濃度下處理6 h成苗率最高，隨著秋水仙素濃度及處理時間的增長，成苗率在總體上呈下降趨勢。同一時間處理下，褐化率隨著秋水仙素濃度的增大變化最慢的是6 h處理，最快的是72h處理，成苗率下降最慢的也是6h處理，但最快的卻是48 h處理。同一濃度處理下，隨著處理時間增長，低濃度處理的成苗率的下降速度及褐化率的升高速度要都低于高濃度處理。而且，0.4%濃度與其他處理濃度相比，在所有時間處理下，其成苗率始終最低，褐化率也始終最高。可見高濃度的秋水仙素毒害作用重于長時間的浸泡處理。

表1 秋水仙素濃度和處理時間對京秀誘變效果及生長的影響Table 1 Effect of pretreatments with colchicines on induction and growth of Jingxiu

續表

浸泡莖段誘導京秀葡萄共出現39株變異植株，有17株為四倍體。由表1可知，6 h處理和0.05%的低濃度處理均沒有出現變異植株。當處理時間在6 h以上時，誘變率隨著濃度的增加先升高后下降，處理時間越長，最佳處理濃度越低，當高于此濃度時，誘變率開始下降；處理濃度高于0.05%時,誘變率隨著處理時間的增加先升高后下降，處理濃度越高，最佳處理時間越短，當超過此時間時，誘變率開始下降。在本試驗中，最佳濃度及時間組合為0.3%濃度處理24 h，四倍體的變異率為10.34%。

2.3 混培法對植株生長情況及誘導效果的影響

在含秋水仙素的培養基未完全凝固時，將根系生長良好的組培幼苗接入。

培養15、30、45 d后觀察發現：組培苗根的生長普遍受到抑制，植株生長變慢，葉片變深綠，腋芽很難萌發，濃度越高，抑制作用越強；尤其是苗齡較小的植株，不僅嫩芽停止生長，而且整個植株都逐漸枯死；有些成活的植株除了生長緩慢外，新發葉片變皺，葉緣下卷，繼代后變大變厚，顏色為深綠色，莖和根略粗。結果見圖3。

圖3 秋水仙素混培法植株生長情況Fig.3 Plant growth state of plant on mixed culture with colchicines

從表2可以看出，500 mg·L-1濃度下15 d處理的成苗率最高。本混培處理試驗發現，處理時間對組培苗生長的作用強于處理濃度，這體現在以下兩個方面：其一，同濃度下，隨著培養時間的增加，死亡率、褐化率升高明顯，萌芽率下降也顯著，而同時間處理下，隨著秋水仙素濃度的增加，萌芽率、褐化及死亡率的變化規律雖同前者，但變化速度緩慢，而且15 d處理萌芽率還出現了先升再降的趨勢。其二，長時間（30和40 d）處理即使在低濃度（50 mg·L-1）下，其萌芽率還是顯著低于短時間（15 d）中濃度（100～1 000 mg·L-1）處理的萌芽率。

混培法誘導京秀葡萄共出現9株變異植株，有5株為四倍體。從表2中可以得出，短時間處理時各濃度均不能誘導變異，而長時間高濃度處理會使苗成活率受到很大影響。組培苗在培養15 d時，各濃度均未出現變異植株；培養30 d時，除濃度50 mg·L-1外，各個濃度都測得變異植株，1 000 mg·L-1出現 1株四倍體，2 000 mg·L-1出現 2株四倍體；培養45 d時，由于長時間秋水仙素培養對植株根系抑制作用的增強，變異植株只在100mg·L-1出現1株、500 mg·L-1出現1株，但都為四倍體，且生長正常。在本試驗中，30 d、2 000 mg·L-1的處理效果最好，該處理誘導出變異植株的嵌合體率為0，四倍體出現率為20.00%，占總四倍體植株數的40%。

表2 秋水仙素混培法對京秀誘變效果及生長的影響Table 2 Effect of mixed culture with colchicines on induced polyploidy and growth of Jingxiu

2.4 誘變植株的倍性鑒定

圖4為京秀的四倍體、二、四倍嵌合體和二倍體的DNA含量分布圖。

四倍體植株在接近100的位置上出現一個單峰；二、四倍嵌合體具有2個峰：除50附近的位置有1個峰外，在位于其DNA含量一倍的地方還有一個峰；二倍體對照植株僅在熒光強度值為50的位置上出現一個單峰。經FACSAria型流式細胞儀中軟件分析，得到嵌合體中不同倍性細胞的相對比例。

如圖5京秀嵌合體圖譜所示，二倍體細胞所占比例為47.13%，四倍體細胞所占比例為52.87%，該結果也以峰面積形式體現出來，以此結果可以了解誘變株中不同細胞的情況。

圖4 京秀DNA含量分布Fig.4 Distribution of Jingxiu DNA content

3 討論

馬愛紅等采用500、1 000、2 000 mg·L-1秋水仙素混合培養組培苗至30 d，未發現加倍植株，也沒有測得嵌合體植株，培養40 d時，僅有4株植株的莖尖嫩葉有加倍現象[6]。但在本研究中，混培法的最佳誘導條件為2 000 mg·L-1培養30 d，四倍體誘導率為20%，與馬愛紅等研究的結果有差異，這可能是由于芽的狀況或處理時的環境差異造成的。徐德平等研究認為，秋水仙素溶液浸泡莖段比秋水仙素混合培養基法誘導葡萄多倍體效果更好[16]，本研究認為浸泡莖段法的四倍體誘導率并不明顯高于混合培養基法。但從試驗操作和后期生長等情況看，直接浸泡單芽莖段法簡單且用藥量少，藥液更易滲入植物組織，倍性特征在短期內就能顯現，有利于早期檢測及培養四倍體植株。另外，秋水仙素混入培養基誘導四倍體時，如果選用的組培苗苗齡較大則不易誘變，而如果較小，根比較幼嫩，很容易變黑死亡，從而導致整株植株停止生長甚至死亡。

4 結論

用秋水仙素對二倍體葡萄京秀進行組培誘導多倍體，并采用流式分析儀對誘變植株的細胞DNA含量進行鑒定。結果表明，不同的誘變方法對于處理時間和處理濃度的反應不同，對于浸泡單芽莖段法，處理濃度的影響強于處理時間，而對于混培法，處理時間的影響強于處理濃度；浸泡單芽莖段法最佳誘導條件為0.3%處理24 d；混培法的最佳誘導條件為2 000 mg L-1處理30 d；在本研究中，莖段浸泡秋水仙素法誘導葡萄四倍體的效果并不明顯優于混培法。

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