溫嶺小洋薯組培快繁技術

2025-08-28 00:00:00李嘉俊叢建民尹欣幸劉金平黃威劍熊圣嬌

智慧農業導刊 2025年15期

中圖分類號：S532 文獻標志碼：A 文章編號：2096-9902（2025）15-0050-05

DOI：10.20028/j.zhnydk.2025.15.012

Abstract：Asthefourth largestglobalfoodcrop，potatoholdssignificantimportanceinensuring foodsecurityand promoting agriculturalidustrializatioTradioaltuberpropgationfacschallngessuchaslongycles，loencandsuscetiblito pestanddiseasetransmisio.Inontrast，theinvitrorapidpropagationtechnologyenablestherapidmuliplicationandlargscale productionofvirus-freesedlingsthroughtisueculture.TopreservethequalityoftheWenling Xiaoyangshupotatothisstudy utilizedWenlingXiaoyangshuasexperimentalmaterialtoinvesigatesterilizationmethods，dferentiationmediumfoulatiosnd subculture medium formulations.Theresultsdemonstrated that the optimal sterilizationprotocol involved 75% ethanol for 30 s combined with 0.1% HgC ¹² for 7 min，achieving the lowest contamination rate of 1.67% for explants.The optimized conditions for stem tip callus induction were MS medium supplemented with 6.5g?L^-1 agar， 30g?L^-1 sucrose， 0.3 mg·L ^-1 NAA （Naphthaleneacetic acid），and 1.5 mg ·L ^-1 ⁶ -BA （6-benzylaminopurine），yielding the highest induction rate of 91.67% .For subculture，the optimal medium was MS+6.5 g·L ^-1 agar+ 30g 山 ^-1 sucrose+0.1 mg·L ^-1 NAA+0.1 mg·L ^-1 6-BA.

Keywords： potato; tissue culture; rapid propagation; germplasm resource protection; breeding

馬鈴薯是茄科茄屬一年生草本植物，其塊莖可供食用，是僅次于小麥、水稻、玉米的第四大重要糧食作物。傳統馬鈴薯繁殖依賴薯塊無性繁殖，但存在周期長、病毒累積、種質退化及病蟲害傳播風險高等問題，成薯的產量和質量受到影響，這大大制約了馬鈴薯產業化發展[2-3]。此外，四倍體馬鈴薯基因組高度雜合，遺傳改良難度大，傳統雜交育種效率低下，品種更新周期長達10～15年4。在此背景下，馬鈴薯快繁技術應運而生，旨在通過組織培養、脫毒處理及遺傳改良，實現種苗高效生產與品質提升，為現代農業提供可持續解決方案[4-5]。

溫嶺小洋薯是臺州溫嶺當地優勢微型薯種質資源，人選2024年農業農村部種業管理司發布的“十大全國優異農作物種質資源推介和典型開發案例”。其具有薯塊迷你而整齊、皮薄光滑、結薯率高、營養豐富、口感軟糯和耐貯藏等特點。但在實踐生產中，營養塊栽培及多年連作，造成品種退化，品質下降。本研究以溫嶺小洋薯為試材，對外植體消毒方式、培養基配方、繼代培養基配方等進行了優化，篩選出適宜的溫嶺小洋薯快繁條件，建立了溫嶺小洋薯快繁技術體系，為實現溫嶺小洋薯的工廠化育苗及種薯快繁提供技術支撐。

1材料與方法

1.1 試驗材料

供試溫嶺小洋薯由臺州默梵農業發展股份有限公司提供。

1.2 試驗方法

1.2.1培養方法將溫嶺小洋薯種薯放至室溫 23±0.5°C 進行催芽，

待芽長出 3～4cm 后，取頂端約 1cm 的芽作為外植體材料。試驗所涉及培養基 pH 為5.6～5.9，培養環境保持溫度 23±1^°C ，光照強度 2500Lx ，光照時間每天 16h^[6]

1.2.2 消毒處理

以單獨用 75% 酒精30s進行消毒處理組（消毒完畢后用無菌水沖洗3～4遍）作為對照組（CK），分別設置不同的消毒劑、消毒濃度、消毒時間對溫嶺小洋薯莖尖進行消毒處理，具體見表1。先用 75% 酒精消毒

30s后，用無菌水沖洗3～4遍后，再結合其余消毒劑進行消毒。并于消毒結束后繼續用無菌水沖洗3～4遍，方可進行后續操作。在超凈工作臺上利用解剖刀剝離出帶1～2個葉原基的莖尖約 0.2±0.1mm ，接至MS 培養基中。每瓶接入10個外植體，各統計10瓶。

溫嶺小洋薯莖尖接種至MS培養基 15d 后，統計染菌率和成活率。

表1溫嶺小洋薯莖尖消毒方案

染菌率污染個數/接種總數 ×100% 成活率成活個數/接種總數 ×100% 。

1.2.3莖尖愈傷組織誘導培養基篩選

將消毒后的剝離出的溫嶺小洋薯莖尖接種在不同的培養基上進行誘導愈傷組織，以1/2MS培養基作對照組（CK），分別設置3種基礎培養基（MS、MT、WPM），見表2。培養基為基礎培養基 ^?+ 蔗糖（ 30g?L^-1）+ 瓊脂（6.5g?L^-1），每瓶接10個外植體，各統計10瓶。

表2溫嶺小洋薯莖尖誘導培養基篩選

1.2.4激素水平的選擇

將消毒后的溫嶺小洋薯莖尖外植體接種在培養基進行愈傷誘導。以未加激素的MS培養 ?MS+30g?L^-1 蔗糖 +6.5g?L^-1 瓊脂）為對照組（CK），分別設置不同濃度的6-BA濃度和NAA濃度誘導愈傷組織，具體見表3。每瓶接入10個外植體，各統計10瓶。

6-BA濃度和NAA濃度誘導愈傷組織分化，具體見表4。每瓶接入10個外植體，各統計10瓶。愈傷組織培養30d后，觀測根、芽分化、褐化情況，并統計愈傷組織分化下根分化率、芽分化率、褐化率，篩選出芽分化培養基。

溫嶺小洋薯莖尖培養 30d 后，觀測愈傷量，計算誘導率。

褐化率褐化個數/接種總數 ?×100% 。

愈傷組織（根或芽）分化率 L= 分化個數/接種總數 ?x 100% ，

愈傷組織誘導率誘導個數/接種總數 ×100% 。

表4溫嶺小洋薯愈傷組織分化成苗培養基方案

表3溫嶺小洋薯莖尖誘導愈傷培養基方案

1.2.5愈傷組織分化培養基篩選

將1.2.4最優下誘導出的愈傷組織用解剖刀分解成為 1cm³ 體積大小，接種到分化培養基。 30d 后統計分化情況。以未加激素的MS培養（ MS+30g?L^-1 蔗糖 + 6.5g?L^-1 瓊脂）為對照組（CK），分別設置不同濃度的

1.2.6繼代培養基的篩選

將分化的無菌小苗剪成帶一個腋芽的莖段，將其接種在繼代培養基上培養，以未加激素的MS培養為對照組（CK），分別設置3個濃度NAA（0.1、0.2和0.3mg?L^-1 ）3個濃度6-BA（0.1、0.2和 0.3mg^?L^-1 ）共9個不同的繼代培養基處理，培養基選擇方案見表5。每瓶接6個外植體，各統計10瓶。繼代培養 30d 后，用游標卡尺分別測量組培苗的根長、莖粗、株高，統計分支數量。根長為生根處至根最下端，莖粗為組培苗中段粗度，株高為生根處至植株最高處，分支為生根處向上 2cm 內莖的分支。

表5溫嶺小洋薯快繁培養基配比優化方案

1.3 統計方法

數據用OfficeExcel2020軟件統計分析數據，用SPSS進行LSD方差分析并進行差異顯著檢驗

2 結果與分析

2.1莖尖消毒方案篩選

不同消毒方案對溫嶺小洋薯莖尖的消毒效果統計見表 6 不同消毒劑組合處理下，溫嶺小洋薯外植體的染菌率在 1.67%～10.83% ，均低于CK的 15.83% 。S5和S9的染菌率最低，均為 1.67% ，在 plt;0.05 水平下表現為差異顯著。觀察發現，不論是升汞還是次氯酸鈉，在超過適宜的消毒時間后，外植體的死亡率隨著消毒時間的增加而增加。外植體的成活率在 81.67% }96.67% ，均高于CK的 78.33% 。其中，處理效果最佳的為S5，成活率為 96.67% ，顯著高于CK組。此外，S1一S9的成活率總體要高于S10一S18。本研究下，S5處理組的染菌率最低，成活率最高，即在 75% 酒精處理30s后結合 0.1% 升汞 7min 消毒，外植體的染菌率最低為1.67% ，最高成活率為 96.67% 。

表6不同消毒方案對莖尖的消毒效果

注：表格中不同小寫字母代表差異顯著（ plt;0.05 ，下同。

2.2 莖尖愈傷組織培養基篩選

不同基礎培養基誘導對溫嶺小洋薯莖尖愈傷組織的培養統計結果見表7。在不同基礎培養基誘導下，溫嶺小洋薯莖尖愈傷組織的誘導率在 51.67% 260.83% ，與CK組誘導率 52.50% 無顯著差異。從表7可見，誘導效果最好的是A1組，誘導率達 60.83% 。其中，A1誘導出的愈傷組織量最多。從愈傷組織表現出的顏色與質地上來看，A1表現最好，為呈黃綠色，顆粒較小，較致密。而A3處理最差，呈部分褐化，顆粒小，疏松。由以上可知，MS培養基誘導效果優于其他各種基礎培養基，且愈傷的質量也優于其他組。

表7溫嶺小洋薯莖尖誘導培養基的篩選

注： + 越多代表誘導出的愈傷組織越多，下同。

2.3愈傷誘導的激素水平篩選

不同激素水平對溫嶺小洋薯莖尖的誘導愈傷組織效果見表8。在不同的處理下，愈傷組織的誘導率在82.50%～95.83% ，與CK組誘導率 60.83% 統計比較，在plt;0.05 水平下，表現為差異顯著。其中，誘導效果最好的是L6，誘導率為 95.83% 。

在不同激素水平誘導下，溫嶺小洋薯誘導出愈傷組織的情況有差異。其中，L6、L9誘導出的愈傷組織量最多。從愈傷組織表現出的顏色與質地上來看，L3、L6表現最好，為黃綠色，顆粒小，致密。L9表現最差，為邊緣黃褐色，顆粒大，疏松。由愈傷量可得，在6-BA的濃度保持不變的情況下，愈傷量隨著NAA濃度的升高而增加；同樣在NAA的濃度保持不變的情況下，愈傷量隨著6-BA濃度的升高而增加。

由以上結果可知NAA濃度在 0.3mg^-L^-1 ，6-BA濃度在 1.5mg?L^-1 組合激素水平下，愈傷組織誘導率最高為 91.67% ，愈傷組織的數量和質量均較好。

表8不同誘導培養基激素水平對莖尖愈傷組織的影響

2.4愈傷組織分化培養基篩選

將愈傷組織用解剖刀分解成 1cm³ 體積大小，接種到分化培養基。 30d 后統計不同培養基對溫嶺小洋薯愈傷組織的分化影響，結果見表9。在不同的處理下，統計溫嶺小洋薯愈傷組織的根分化率，根分化率在 25.00%～45.00% 之間，其中效果最好的是B6，為45.00% ，與CK組的 21.67% 相比，在 plt;0.05 水平下，表現為差異顯著。分化最低的為B1，較CK高了3.33% ，差異未達顯著水平。

統計芽分化率，芽分化率在 21.67%～63.33% 之間，其中處理效果最好的是B4，為 63.33% ，與CK的分化率 21.67% 相比，在 plt;0.05 水平下，表現為差異顯著。最差的是B3，為 21.67% ，與CK無顯著差異。統計褐化率，褐化率在 20.00%～56.67% 之間，最好的為B4，最差的為B6，為 43.33% ，兩者與 CK56.67% 相比，在plt;0.05 水平下，表現均為差異顯著。此方案下，NAA濃度在 0.5mg^?L^-1 ，6-BA濃度在 2.0mg?L^-1 組合激素水平下，芽分化率最高為 63.33% 。

表9不同培養基對愈傷組織分化的影響

2.5繼代培養基篩選

將分化的無菌小苗剪成帶一個腋芽的莖段，將其接種在繼代培養基上培養，繼代 30d 后，統計不同培養基對溫嶺小洋薯的生長影響結果見表10。

不同處理下，統計溫嶺小洋薯組培苗的根長，長度在 2.48～4.47cm 之間。其中效果最好的為M1組，根均長為 4.47cm ，與CK組根長 3.25cm 比較，在 plt; 0.05水平下，表現為差異顯著。最差的為M8，根長為2.48cm ，較CK短了 23.69% 。

統計莖粗為 0.71～0.83mm ，各處理間并無顯著差異；株高統計表明，株高在 4.29～8.29cm ，其中最高組為M7，株高為 8.29cm ，統計上與CK組株高 6.69cm 無差異；株高最矮化組為M6，株高為 4.29cm ，與CK組對比，在 plt; 0.05水平下，表現為差異顯著。統計分支數，各組分子數在1.56～3.11個之間，除M9外，均高于CK組分支1.56個，其中，處理效果最好的是M1，即在NAA 10.1mg?L^-1+ 6-BA 0.1mg?L^-1 ，分支數為3.11個，與CK組分支數對比，在 plt;0.05 水平下，表現為差異顯著。在此培養條件下，植株分化和根發育良好，可進行煉苗后移栽。

表10不同培養基對組培苗的影響

3 討論與結論

外植體的消毒是溫嶺小洋薯莖尖脫毒技術取得成功的基礎，對于莖尖的處理既要使其不受污染，又要確保其成活狀態。李東方等研究表明，氯化汞或次氯酸鈉與 75% 乙醇組合使用對溫嶺小洋薯莖尖的消毒效果較好。本研究選用18個消毒方案對溫嶺小洋薯莖尖進行染菌率和成活率測定，測定結果表明升汞、次氯酸鈉對莖尖污染均有一定的抵制作用，溫嶺小洋薯外植體的成活率在 81.67%～96.67% ，均高于CK的 78.33% ，升汞的消毒效果好于次氯酸鈉。其中0.1% 升汞消毒 7min 處理和 0.15% 升汞消毒 9min 處理溫嶺小洋薯莖尖消毒效果最好，染菌率低至 1.67% ，成活率可達 96.67%.90.87% 。在適宜濃度內，消毒效果會隨著消毒劑濃度增加而增強，但超出適宜濃度后，濃度的增加會導致外植體死亡率的上升。在4組莖尖愈傷組織誘導基礎培養基的篩選中，A1表現最好，即基礎培養基選擇MS培養基，這也與杜連彩的研究較為符合。

植物激素對馬鈴薯愈傷組織的誘導具有重要的調節作用。在MS培養基中加入生長調節劑GA3、6-BA、NAA等激素成分化培養基，其成分及濃度是影響形態建成的關鍵，濃度過低會出現大量愈傷組織無法分化成苗；濃度過高，會出現黃化現象，導致成活率降低。本研究中選用10組莖尖愈傷組織誘導培養方案中，其中 0.3mg^?L^-1NAA+1.5mg^?L^-16-B/ A組合表現較為良好，所產出的愈傷組織體積較大，結構較疏松。在 0.3mg^?L^-1NAA+3mg^?L^-16-BA 組合下，提高 ^6- BA濃度，有部分愈傷組織褐化，這與學者董穎蘋等[]范繼紅等的研究類似，在6-BA的濃度保持不變的情況下，愈傷量隨著NAA濃度的升高而增加。根據根芽激素理論，生長素NAA可促進根的生長，細胞分裂素6-BA可促進芽的增殖[12-14]，適當的NAA、6-BA配比培養基，誘導分化能力越強。在10組溫嶺小洋薯愈傷組織分化培養基篩選中，由結果可知，當NAA的濃度增加時，可促進愈傷組織分化出根，但會導致愈傷組織的褐化加劇，這與楊春等的研究類似，同時6-BA的濃度增加可促進芽的分化，這也符合根芽激素理論。其中 0.5mg^?L^-1NAA+2mg^?L^-1 6-BA 組合表現較為良好，分化出芽較多， 1.5mg?L^-1 NAA+2mg?L^-1 6-BA組合中，分化根較多。在10組不同的溫嶺小洋薯繼代培養基方案中，M1組 0.1mg^?L^-1 NAA+0.1mg?L^-1 6-BA在組培苗根長、莖粗、株高、分支方面表現突出。

綜上所述，在本試驗條件下，優化溫嶺小洋薯無菌脫毒的培養體系為： ① 無菌消毒，使用 75% 的酒精和 0.1% 的升汞依次對溫嶺小洋薯莖尖進行消毒30s和 7min ，用無菌水沖洗5～6遍后，在超凈工作臺上利用解剖刀剝離出帶葉原基的莖尖 0.2±0.1mm ，作為試驗材料。 ② 莖尖愈傷組織培養條件為培養基 pH 為5.6～5.9，培養溫度，光照強度 2500Lx ，光照時間每天 16h ，培養基配方為 MS+30g?L^-1 蔗糖 +6.5g?L^-1 瓊脂 +0.3mg^-L^-1 NAA+1.5mg?L^-1 6-BA。 ③ 溫嶺小洋薯愈傷組織芽分化培養基為 MS+6.5g?L^-1 瓊脂 + 30g?L^-1 蔗糖 +0.5mg^?L^-1NAA+2mg^?L^-1 6-B. A，培養基ΔpH 為 5.6～5.9 ，培養溫度 23±1°C ，光照強度 2500Lx ，光照時間每天 16h 。 ④ 繼代培養條件為 MS+6.5g?L^-1 瓊脂 +30g?L^-1 蔗糖 Σ^{+0.1mg?L-1NAA+0.1mg?L-1 6-BA} 培養基 pH 為 5.6～5.9 ，培養溫度 23±1°C ，光照強度2500Lx ，光照時間每天 16h 。在此條件下，根均長可達 4.47cm ，莖粗為 0.71～0.83mm ，株高達 8.29cm ，經煉苗后可進行移栽。