苦參素對肝癌細胞增殖、侵襲和遷移能力的影響及機制

鄧通元，黃桂柳，黃贊松，周喜漢，胡高裕，覃月秋

(右江民族醫學院附屬醫院，廣西百色533000)

原發性肝癌以肝細胞癌(簡稱肝癌)為主，是常見的惡性腫瘤，患者預后差，其5年生存率不超過30%[1]。肝癌的發生常缺乏典型的臨床表現，多數患者確診時已出現腫瘤的遠處侵襲和轉移，是導致患者治療效果欠佳、預后不良的重要原因。研究顯示，肝癌的轉移與某些基因的改變與表達有關。鈣黏蛋白(E-cadherin)和免疫球蛋白類黏附因子CD44在肝癌的侵襲與轉移過程中起重要作用。研究[2，3]表明，在肝癌細胞及手術切除的伴有轉移的肝癌組織中可檢測到E-cadherin和CD44表達異常，其與肝癌的侵襲轉移密切相關。新近研究[4]發現，中藥在抗腫瘤治療中具有一定的療效。苦參素為苦參、苦豆子、廣豆根等中藥活性成分的提取物，具有抗肝癌的作用。我們的前期研究[5～7]發現，苦參素具有抑制肝癌細胞增殖、增強順鉑抗肝癌細胞及肝癌移植瘤的作用。2015～2016年，我們在前期實驗的基礎上，進一步觀察不同濃度苦參素對肝癌細胞增殖、侵襲和遷移能力的影響，并檢測細胞中E-cadherin和CD44表達的變化，探討苦參素抗肝癌作用的分子機制。

1　材料與方法

1.1　材料

肝癌HepG2細胞株購自中科院上海細胞庫；青霉素、鏈霉素、胰蛋白酶、PVDF膜購自北京索萊寶科技有限公司；DMEM培養液、PBS緩沖液、小牛血清購自北京賽默飛世爾生物化學制品有限公司；總RNA提取試劑盒、逆轉錄試劑盒、SYBR Green ERTM qPCR Super Mix試劑盒及E-cadherin和CD44引物購自TaKaRa生物公司；Transwell小室購于美國康寧公司，Matrigel基質膠購自BD公司；一抗、二抗及抗體稀釋液購自武漢博士德公司。

1.2　細胞培養與分組

將HepG2細胞加入DEPE培養液(含10%小牛血清和青、鏈霉素各100 μg/mL)，置于培養箱內培養24 h后換液，待細胞生長至貼壁狀態，細胞融合接近90%傳代。取對數生長期細胞，分為陰性對照組和苦參素低、中、高濃度組，陰性對照組加入細胞培養液，苦參素低、中、高濃度組分別加入終濃度為1.0、2.0、4.0 mg/mL的苦參素和細胞培養液。每組設5個復孔。

1.3　細胞增殖抑制率測算

采用MTT法。將細胞按5×104/mL接種于96孔板。待細胞貼壁后，按1.2方法進行分組處理。另設空白對照組，僅加入細胞培養液。培養24、48、72 h后，分別加入5 mg/mL MTT，繼續孵育4 h。吸凈上清液后加入DMSO，置恒溫振蕩箱中，37 ℃振蕩10 min。在全自動酶標儀上，于490 nm波長處測定各孔光密度OD值，計算各組細胞增殖抑制率。細胞增殖抑制率=[1-(實驗組OD值-空白對照組OD值)/(陰性對照組OD值-空白對照組OD值)]×100%。

1.4　細胞侵襲能力觀察

采用Transwell細胞侵襲實驗。取40 μL稀釋好的Matrigel基質膠加入預冷的Transwell小室中，37 ℃孵育2 h使其凝固。取各組細胞制成懸液，調整細胞密度為1×105/mL。分別在Transwell小室上室加入含0.1%胎牛血清的DMEM高糖培養液稀釋的細胞懸液200 μL，下室加入500 μL含20%胎牛血清的DMEM高糖完全培養基。37 ℃繼續培養24 h后，甲醇固定，0.1%結晶紫室溫下染色，倒置顯微鏡拍照，顯微鏡下觀察穿膜細胞數，計數中間及四周5個高倍鏡下視野細胞數，計算平均數。

1.5　細胞遷移能力觀察

除在Transwell小室內未加入Matrigel外，其他步驟與侵襲實驗相同。

1.6　細胞中E-cadherin、CD44 mRNA表達檢測

采用Real-time PCR方法。取各組作用48 h后的細胞制成懸液，調整細胞密度為1×106/mL，采用TaKaRa試劑盒提取細胞總RNA，按逆轉錄試劑盒說明制備cDNA。以cDNA為模板，GAPDH為內參進行擴增。引物序列：E-cadherin上游5′-GAGTGCCAACTG-GACCATTCAGTA-3′，下游5′-CACAGTCACACACGC-TGACCTCTA-3′，擴增片段長度164 bp；CD44上游5′-CAGGGCTGGGCTTAGACAGA-3′，下游5′-CTGGCCAATGATGTTCACAGA-3′，擴增片段長度178 bp；GAPDH上游5′-GCACCGTCAAGGCTGAGAAC-3′，下游5′-TGGTGAAGACGCCAGTGGA-3′，擴增片段長度138 bp。反應體系：2×Super Real Premix Plus 10 μL，上、下游引物各0.8 μL，cDNA 2 μL，50×ROX Reference Dye 1 μL， RNase Free dH2O 6.4 μL，總體系20 μL。反應條件：預變性95 ℃、30 s；變性95 ℃、10 s，退火60 ℃、34 s，共40個循環；延伸55～95 ℃、30 s，共81個循環。PCR擴增結束后，分析儀即顯示標準曲線、擴增曲線、熔解曲線和CT值。用2-ΔΔCt法計算mRNA的相對表達量。

1.7　細胞中E-cadherin、CD44蛋白表達檢測

采用Western blotting法。取各組作用48 h后的細胞，加入細胞裂解液提取細胞總蛋白，BCA法測定蛋白濃度。取總蛋白20 μg制備蛋白樣品變性上樣，于8%～10% SDS-PAGE膠上電泳，PVDF轉膜，膜封閉1.5 h后，在孵育盒中加一抗(小鼠源抗CD44抗體、小鼠源抗E-cadherin抗體，小鼠源抗β-actin抗體)4 ℃孵育過夜。TBST洗膜，加二抗(HRP標記的羊抗鼠抗體)，室溫孵育1.5 h。TBST洗膜，用化學發光法曝光顯影，膠片掃描后，用Image J軟件行灰度值分析。以E-cadherin和CD44蛋白與內參β-actin蛋白灰度值的比值表示蛋白的相對表達量。

1.8　統計學方法

2　結果

2.1　各組細胞增殖抑制率比較

苦參素高濃度組細胞增殖抑制率較中、低濃度組升高，中濃度組較低濃度組升高(P均<0.05)；苦參素中、高濃度組細胞增殖抑制率在72 h高于48 h和24 h，48 h高于24 h(P均<0.05)。見表1。

表1　各組細胞增殖抑制率比較

注：與苦參素低濃度組比較，aP<0.05，與苦參素中濃度組比較，bP<0.05；與同組24 h比較，cP<0.05；與同組48 h比較，dP<0.05。

2.2　各組細胞侵襲和遷移能力比較

細胞侵襲實驗顯示，苦參素低、中、高濃度組的穿膜細胞數分別為(97.73±9.43)、(69.73±8.93)、(42.87±5.02)個，均少于陰性對照組的(124.07±11.61)個(P均<0.05)；苦參素低濃度組多于中、高濃度組，中濃度組多于高濃度組(P均<0.05)。細胞遷移實驗顯示，苦參素低、中、高濃度組穿膜細胞數分別為(111.20±9.56)、(78.60±5.17)、(43.87±1.60)個，均少于對照組的(145.67±12.87)個(P均<0.05)。苦參素低濃度組多于中、高濃度組，中濃度組多于高濃度組(P均<0.05)。

2.3　各組細胞E-cadherin、CD44 mRNA表達比較

苦參素低、中、高濃度組E-cadherin mRNA相對表達量均較陰性對照組升高(P均<0.05)；中濃度組高于低、高濃度組(P均<0.05)，低、高濃度組之間比較差異無統計學意義(P>0.05)。苦參素組低、中、高濃度組CD44 mRNA相對表達量均較陰性對照組降低(P均<0.05)，苦參素不同濃度組間比較差異無統計學意義(P均>0.05)。見表2。

2.4　各組細胞E-cadherin、CD44蛋白表達水平比較

苦參素低、中、高濃度組E-cadherin蛋白表達水平均較陰性對照組升高(P均<0.05),苦參素不同濃度組間比較差異無統計學意義(P均>0.05)；苦參素中、高濃度組CD44蛋白表達水平較陰性對照組降低，其中低濃度組較中、高濃度組升高(P均<0.05)，中、高濃度組間比較差異無統計學意義(P>0.05)。見表3。

表2　各組細胞E-cadherin、CD44 mRNA表達比較

注：與陰性對照組比較，*P<0.05；與苦參素中濃度組比較，#P<0.05。

表3　　　　各組細胞E-cadherin、CD44蛋白表達水平比較

注：與陰性對照組比較，*P<0.05；與苦參素低濃度組比較，#P<0.05。

3　討論

肝癌的復發和轉移是一個多步驟、多因素相互作用的復雜過程，包括細胞外基質降解、腫瘤細胞脫落、黏附、細胞遷移、細胞增殖及腫瘤血管形成等。目前關于肝癌侵襲、轉移的相關因子有黏附分子、基質金屬蛋白酶、趨化因子、細胞因子、血管內皮生長因子(VEGF)、上皮-間充質轉變相關因子、整合素、細胞角蛋白等。在肝癌的侵襲、轉移過程中，存在多種細胞黏附分子的異常表達，其中以鈣黏素、連接素和CD44最為重要[8]。我們的前期研究發現，苦參素具有抑制肝癌細胞增殖和增強順鉑抗肝癌細胞株及肝癌小鼠與裸鼠移植瘤作用。肝細胞癌治療效果差的主要原因是其早期易發生侵襲、轉移，尋找抗肝癌侵襲、轉移作用的藥物具有重要意義。本研究在先前實驗的基礎上，測定了苦參素對HepG2細胞增殖的影響，苦參素對HepG2細胞的增殖抑制作用在高濃度組較中、低濃度組升高，中濃度組較低濃度組升高；72 h高于48 h和24 h，48 h高于24 h。表明苦參素對HepG2細胞增殖具有抑制作用。王涌等[9]報道，苦參堿能夠從細胞黏附、運動、降解等多環節抑制SMMC-7721細胞的侵襲轉移。本研究顯示，在細胞侵襲及遷移實驗中，苦參素不同濃度組的穿膜細胞數均少于陰性對照組，其中苦參素低濃度組多于中、高濃度組，中濃度組多于高濃度組。表明苦參素對HepG2細胞具有抗侵襲轉移作用，1、2、4 mg/mL組苦參素均可以抑制HepG2細胞的侵襲和遷移能力。

為探討苦參素抗腫瘤侵襲、轉移作用的分子機制，我們從基因和蛋白表達水平驗證了苦參素對HepG2細胞中E-cadherin和CD44表達的影響。E-cadherin和CD44作為介導細胞黏附作用的細胞黏附分子，在維持細胞黏附過程中具有重要作用，其功能或表達異常都會造成細胞間黏附能力下降，導致腫瘤細胞脫離癌灶，啟動腫瘤細胞的侵襲和轉移。

E-cadherin是鈣黏素家族成員，是一種鈣離子依賴性細胞表面跨膜糖蛋白，它主要分布于上皮細胞中，通過細胞質連環素與細胞骨架蛋白相連，介導細胞之間以及細胞與細胞外基質黏附，維持細胞結構和形態的穩定，E-cadherin表達降低有利于腫瘤細胞脫離原發灶而發生轉移。在食管癌、胃癌、大腸癌等消化道惡性腫瘤相關報道研究中，可以觀察到E-cadherin表達異常，表現為不表達或表達下降，其表達強度與腫瘤組織分化、分級等呈負相關[10～12]。研究表明，E-cadherin是與肝癌侵襲和轉移關系最密切的鈣黏素。Chen等[13]對2 439例患者臨床資料的Meta分析顯示，E-cadherin表達水平下降可以降低肝癌患者1、3、5年的總體生存率，與肝細胞癌患者的不良預后有關。因此，E-cadherin表達降低可以作為肝細胞癌患者預后的一個潛在預測指標。

CD44是一種具有高度異質性跨膜細胞黏附分子，按編碼細胞外區域部分外顯子的可變拼接性，主要分為標準型(CD44s)和變異型(CD44v)兩個亞型；在功能上，初步鑒定為CD44的細胞外基質成分，透明質酸的受體，并參與多種生理和病理過程，如癌癥的發展、血管生成、細胞黏附、傷口愈合和炎癥[14]。標準型幾乎在淋巴細胞、成纖維細胞和增生的上皮細胞等正常細胞可檢測到，而變異型則與腫瘤的發生及轉移相關。大量研究表明，在腫瘤細胞中CD44一般表現為高表達，與肝癌、胃癌、大腸癌、宮頸癌、肺癌、喉癌等多種腫瘤的侵襲與轉移有著密切的關聯。劉偉等[15]檢測了39例肝癌手術標本，發現CD44v6的陽性率為69.2%，其表達率和表達程度與肝癌的包膜有無、分化程度、臨床分期和有否轉移有密切關系，在CD44v6呈中高度表達的肝癌中，多伴有腫瘤包膜的缺如、門靜脈癌栓及肝內轉移等侵襲轉移。本研究結果顯示，苦參素不同濃度組E-cadherin mRNA相對表達量均較陰性對照組升高，CD44 mRNA相對表達量均較陰性對照組降低。表明苦參素作用HepG2細胞后，細胞中E-cadherin表達升高，CD44表達降低，推測苦參素抑制肝癌侵襲轉移的作用可能通過調節E-cadherin和CD44表達而起作用。

綜上所述，苦參素對HepG2細胞具有抑制細胞增殖、侵襲和遷移能力的作用，其機制可能與上調E-cadherin表達和下調CD44表達有關。

參考文獻：

[1] Zhang YC, Xu Z, Zhang TF, et al. Circulating microRNAs as diagnostic and prognostic tools for hepatocellular carcinoma[J]. World J Gastroenterol, 2015,21(34):9853-9862.

[2] Chen D, Wang Y , Zhang K，et al. Antisense oligonucleotide against clusterin regulates human hepatocellular carcinoma invasion through transcriptional regulation of matrix metalloproteinase-2 and E-cadherin[J]. Int J Mol Sci, 2012,13(8):10594-10607.

[3] Gao Y, Ruan B, Liu W, et al. Knockdown of CD44 inhibits the invasion and metastasis of hepatocellular carcinoma both in vitro and in vivo by reversing epithelial-mesenchymal transition[J]. Oncotarget, 2015,6(10):7828-7837.

[4] 向發良,黃贊松.苦參素抗肝癌作用研究[J].醫學綜述,2011，17(19):2992-2995.

[5] 韋星,黃贊松,黃岑漢,等.苦參素注射液聯合順鉑對肝癌SMMC-7721細胞增殖抑制作用及其機制[J].中國現代醫學雜志,2012,22(31):36-40.

[6] 黃贊松,向發良,周喜漢,等.苦參素對肝癌細胞HepG2細胞增殖和MicroRNA-122、MicroRNA-21表達的影響[J].中國老年學雜志,2014,34(11):3079-3081.

[7] 黃宏思,黃贊松,黃衛彤,等.苦參堿與順鉑合用對小鼠肝癌移植瘤的影響[J].時珍國醫國藥,2008,19(9):2102-2103.

[8] Bae JS, Noh SJ, Jang KY, et al. Expression and role of epithelial cell adhesion molecule in dysplastic nodule and hepatocellular carcinoma[J]. Int J Oncol, 2012,41(6):2150-2158.

[9] 王涌,彭承宏,張國平,等.苦參堿誘導SMMC-7721細胞分化過程中侵襲轉移相關指標的實驗研究[J].中藥材,2003,26(8):566-569.

[10] Nakagawa Y, Ohira M, Kubo N, et al. Tumor budding and E-cadherin expression are useful predictors of nodal involvement in T1 esophageal squamous cell carcinoma[J]. Anticancer Res, 2013,33(11):5023-5029.

[11] Li Y, Chen CQ, He YL, et al. Abnormal expression of E-cadherin in tumor cells is associated with poor prognosis of gastric carcinoma[J]. J Surg Oncol, 2012,106(3):304-310.

[12] Jang TJ. Differential membranous E-cadherin expression, cell proliferation and O-GlcNAcylation between primary and metastatic nodal lesion in colorectal cancer[J]. Pathol Res Pract, 2016,212(2):113-119.

[13] Chen J, Zhao J, Ma R, et al. Prognostic significance of E-cadherin expression in hepatocellular carcinoma: a meta-analysis[J]. PLoS One, 2014,9(8):e103952.

[14] Jang BI, Li Y, Graham DY, et al. The Role of CD44 in the Pathogenesis, Diagnosis, and Therapy of Gastric Cancer[J]. Gut Liver, 2011,5(4):397-405.

[15] 劉偉,王遵義,白希永,等.FN和CD44v6在肝細胞癌中的表達及臨床意義[J].中國腫瘤臨床,2009,36(18):1057-1058.