光滑球擬酵母轉錄因子Asg1p調控魯棒性的生理機制

吳 靜， 唐 蕾， 劉立明

（1.江南大學 生物工程學院，江蘇 無錫 214122；2.江南大學 工業生物技術教育部重點實驗室，江蘇 無錫214122；3.食品科學與技術國家重點實驗室，江南大學，江蘇 無錫214122）

光滑球擬酵母轉錄因子Asg1p調控魯棒性的生理機制

吳 靜1，2，3， 唐 蕾*1，2， 劉立明1，2，3

（1.江南大學 生物工程學院，江蘇 無錫 214122；2.江南大學 工業生物技術教育部重點實驗室，江蘇 無錫214122；3.食品科學與技術國家重點實驗室，江南大學，江蘇 無錫214122）

為了闡明缺失轉錄因子CgAsg1p對光滑球擬酵母魯棒性的影響，通過同源重組的方法構建突變菌株Cgasg1△，比較基因缺失突變株在不同條件下的細胞生長、基因轉錄水平和對不同脅迫的抵御能力。結果表明：與野生型菌株wt相比，突變菌株Cgasg1△失去在pH 2.0下的生長能力，轉錄因子CgAsg1p在低pH條件下通過改變一系列應答基因的轉錄水平，影響壓力調控、氧化還原過程、跨膜轉運、DNA復制、重組和修復等生物過程，此外，突變菌株Cgasg1△也失去了對氧化脅迫和高滲脅迫的抵御能力。因此，CgAsg1p是光滑球擬酵母抵御多種脅迫的關鍵轉錄因子。

光滑球擬酵母；轉錄因子；魯棒性；Asg1p

生物系統在受到外部環境擾動或內部參數變化等不確定因素干擾時，能夠保持其結構和功能穩定的一種特性，稱為生物魯棒性[1-2]。光滑球擬酵母（Candida glabrata）作為發酵生產丙酮酸[3]、富馬酸[4]、蘋果酸[5]、α-酮戊二酸[6]等有機酸的重要工業微生物，其重要生理特性如目標代謝途徑中的代謝通量穩定性、對底物和產物的耐受性，以及應對環境脅迫均涉及生物魯棒性。有機酸發酵過程中，隨著產物有機酸的積聚，培養液的pH迅速降低，導致菌體生長和產物積累減緩甚至停止[7]。此時一般通過流加堿性物質如NaOH等來調控pH，但隨著堿性物質的添加，培養液中的滲透壓不斷增加，也會導致細胞生長和產物積累減緩和停止。目前國內外主要通過外源添加輔助底物、誘變育種與基因工程和適應性進化等策略提高菌體的脅迫耐受性，從而增加目標產物有機酸的產量。如果能在闡明C.glabrata的脅迫耐受生理機制的基礎上，定向改造菌株的生產性能，則可更加有效的從根本上解決這一科學難題。

目前關于C.glabrata脅迫耐受機制的研究尚少。Bairwa等[8]對GPI錨定天冬氨酰蛋白酶的研究發現光滑球擬酵母可通過 CgYps1調節質子泵CgPma1的活性以適應酸脅迫環境。此外，研究者們對光滑球擬酵母轉錄因子進行的功能鑒定發現，Msn2p和Msn4p是抵御多種環境壓力必不可少的轉錄因子[9]，Yap1p、Skn7p和Slm7p通過抵御氧化脅迫參與酸脅迫應答反應[10-11]。鑒于轉錄因子在脅迫應答反應中發揮重要作用，本論文中從轉錄因子Asg1p著手進行光滑球擬酵母脅迫耐受機制的研究。

轉錄因子Asg1p由基因ASG1編碼，敲除釀酒酵母 （Saccharomyces cerevisiae）的基因 ASG1（ScASG1，YIL130W） 或 白 色 念 珠 菌 （Candida albicans） 的 基 因 ASG1（CaASG1，CaO19.166，CaO19.7800）均會使細胞在非發酵性碳源中的生長能力大大降低[12-13]。通過序列比對分析，發現C.glabrata中基因ASG1（CgASG1，CAGL0G08844g）的序列與ScASG1和CaASG1分別有50%和39%的相似性。那么CgASG1是否保留了其同源基因在S.cerevisiae和C.albicans中的功能或發展出其他功能呢？

鑒于轉錄因子Asg1p在C.glabrata環境耐受性中的作用尚未有研究報道，為此，本文通過構建光滑球擬酵母突變菌株Cgasg1△，比較基因CgASG1缺失前后菌株在酸脅迫條件下的生長、轉錄組水平的變化及其在氧化脅迫和高滲脅迫下的生長，以期理解轉錄因子CgAsg1p在調控C.glabrata魯棒性中的作用。

1 材料與方法

1.1 材料

1.1.1 菌株和質粒 本課題研究中所涉及的菌株和質粒見表1，所使用的引物見表2。

1.1.2 主要試劑和儀器 TaKaRa Taq、Ex Taq、Pyrobest DNA聚合酶、限制性內切酶、T4 DNA連接酶、DNA Marker等，購自TaKaRa公司；普通DNA產物純化回收試劑盒、酵母基因組提取試劑盒，購自天根生化科技（北京）有限公司；質粒提取試劑盒、膠回收試劑盒，購自生工生物工程（上海）股份有限公司；其它常規試劑采用進口分裝或國產分析純。C1000型PCR儀，美國Bio-Rad公司產品；GelDoc EZ型凝膠成像儀，美國Bio-Rad公司產品；DYY-6D型電泳儀，北京六一儀器廠制造；IQ5型熒光定量PCR儀，美國Bio-Rad公司產品；UV2450型紫外可見分光光度計，日本Shimadzu公司產品；RF-5310PC型熒光分光光度計，日本Shimadzu公司產品。

表1 作者課題研究所使用的菌株和質粒Table 1 Strains and plasmids used in this study

表2 本課題研究中所使用的引物Table 2 Primers used in this study

1.1.3 培養基 1）YPD培養基（g/L）：葡萄糖20，蛋白胨20，酵母粉10；2）MM培養基（g/L）：葡萄糖20，尿素7，乙酸鈉3，磷酸二氫鈉5，七水硫酸鎂0.8；3）YNB培養基（g/L）：葡萄糖20，無氨基酵母氮源6.7；pH 5.2。根據不同實驗需要更換碳源、加鹽、H2O2或調整pH；4）LB培養基（g/L）：蛋白胨10，酵母粉5，氯化鈉10。以上培養基可加瓊脂粉20 g/L制成相應的固體培養基。

1.2 菌株構建方法

1.2.1 基因CgASG1的敲除與驗證 基因CgASG1的敲除與驗證按照圖1進行。以C.glabrata ATCC 2001（wild-type strain，wt）的基因組為模板，分別以P1和P2為引物擴增CgASG1的左臂（L），以P3和P4為引物擴增標記基因CgURA3（M），以P5和P6為引物擴增CgASG1的右臂（R）。按照圖1（a）所示原理進行融合PCR構建敲除框CgASG1-LMR。通過連接pMD19-T vector、轉化E.coli JM109感受態細胞，以及測序驗證此敲除框序列的正確性，將大量擴增的高濃度敲除框電擊轉化到受體菌株C.glabrata ATCC 55的感受態細胞中，在基因組上CgASG1序列兩端發生同源重組，尿嘧啶缺陷型菌株恢復合成尿嘧啶的能力，經不含尿嘧啶、含有組氨酸和色氨酸的MM平板篩選，提取轉化子的基因組，按照圖1（b）所示原理以P7/P8和P7/P9為引物進行轉化子的驗證。

圖1 突變菌株構建及驗證示意圖Fig.1 Construction and verification of the mutant strain

1.2.2 基因CgASG1的回補與驗證 以野生型菌株wt的基因組為模板，以P10和P11為引物擴增基因CgASG1。將該基因序列與表達載體pY13經限制性內切酶BamH I和EcoR I消化得到相同的粘性末端，連接酶切產物并轉化E.coli JM109感受態細胞，得到如圖2所示重組質粒pY13-CgASG1，通過PCR和雙酶切驗證其正確性。將構建好的表達質粒電擊轉化CgASG1缺失菌株的感受態細胞，獲得質粒的細胞可自主合成組氨酸，涂布不含尿嘧啶和組氨酸、含有色氨酸的MM培養基進行篩選，通過質粒酶切及表型觀察進行驗證。

圖2 重組質粒pY13-CgASG1的結構Fig.2 Structure of expression plasmid pY13-CgASG1

1.3 生長測定方法

1.3.1 平板生長實驗 將待測C.glabrata單菌落接種于20 mL的YNB液體培養基中，30℃搖床培養12 h至對數生長期，測定菌體濃度并將菌懸液調節至OD600=l.0。以此為初始濃度，進行5次10倍梯度稀釋，依次將4 μL菌液點種在待測固體培養基上，30℃培養2 d，觀察菌體的生長情況并記錄。

1.3.2 生長曲線的測定 將待測C.glabrata單菌落接種于20 mL YNB液體培養基中，30℃搖床培養12 h至對數生長期，將菌液轉接至裝有50 mL不同條件的YNB液體培養基中，初始OD600=0.1，每隔一定的時間取樣一次，測菌液在600 nm下的吸光值。以此吸光值為縱坐標，菌體生長時間為橫坐標，比較不同C.glabrata菌株在不同脅迫條件下的生長情況。

1.3.3 細胞活性的測定 取不同時段（間隔2 h）的菌液200 μL，稀釋至適當倍數（每塊平板上的單菌落數控制在30～300個）后涂布YPD固體培養基，24 h后進行單菌落計數，按照式（1）計算得出菌落數，

上式（1）中：C為菌落數，個/mL；C0為平板上單菌落數；d為稀釋倍數。

1.4 轉錄組測序

將菌株wt和Cgasg1△在YNB培養基中培養12 h至對數期，分別轉接至YNB和YNB-pH 2.0液體培養基中培養2 h，迅速離心菌體并用PBS緩沖液洗滌，于-70℃保存。將以上樣品送至北京百邁客生物科技有限公司進行RNA測序（RNAseq）。

2 結果與討論

2.1 突變菌株Cgasg1Δ的構建及驗證

以C.glabrata基因組為模板，經兩次融合PCR將基因CgASG1-L、CgURA3和CgASG1-R連接起來，構建敲除框CgASG1-LMR（見圖3（a））。對轉化子進行PCR驗證，發現以P7/P8為引物時，野生菌株wt無條帶產生，轉化子獲得1.8 kb左右的片段（基因CgURA3及基因CgASG1的左臂）；以P7/P9為引物時，野生菌株wt獲得4.5 kb左右的片段（基因CgASG1及其左右臂），轉化子獲得2.8 kb左右的片段 （基因CgURA3及基因CgASG1的左右臂）（圖3（b））。上述結果表明基因CgASG1成功被基因CgURA3替換，突變菌株構建成功，命名為Cgasg1△。

圖3 突變菌株Cgasg1Δ的構建和驗證Fig.3 Construction and verification of the mutant strain Cgasg1Δ

2.2 回補菌株Cgasg1Δ/CgASG1的構建及驗證

將擴增得到的基因CgASG1（見圖4（a））通過質粒pY13在突變菌株Cgasg1△中表達。經質粒雙酶切驗證，發現在5.5 kb（pY13）和2.5 kb（CgASG1）處出現條帶（見圖4（b）），表達質粒pY13-CgASG1（見圖2）構建成功。對酵母轉化子進行菌落PCR驗證，獲得2.5 kb的基因CgASG1（見圖4（c）），回補菌株構建成功，命名為Cgasg1△/CgASG1。

圖4 回補菌株Cgasg1Δ/CgASG1的構建和驗證Fig.4 Construction and verification of the reconstructed strain Cgasg1Δ/CgASG1

2.3 缺失CgASG1基因對光滑球擬酵母酸脅迫耐受性的影響

根據文獻報道，轉錄因子Asg1p在S.cerevisiae和C.albicans中的生理功能是影響非發酵性碳源中的生長能力[12-13]，那么在C.glabrata中Asg1p是否存在類似功能呢？比較了菌株 wt、Cgasg1△和Cgasg1△/CgASG1在6種不同的非發酵性碳源平板上的生長情況，結果如表3所示。突變菌株Cgasg1△在以乙酸鈉、檸檬酸鈉、甘油或乙醇為唯一碳源的YNB培養基上與野生型菌株wt表現出相同的生長情況，但在乙酸和乳酸為唯一碳源的平板上生長微弱。隨后比較了以乙酸和乙酸鈉為唯一碳源時細胞的生長情況，發現在乙酸為碳源時生長微弱的原因在于乙酸引起的pH下降。為此對比分析了野生型菌株wt和突變菌株Cgasg1△在pH 2.0～8.0時的細胞生長情況，結果列于表3，發現突變菌株Cgasg1△在pH 4.0～8.0范圍內表現出與野生型菌株相同的生長趨勢，但在pH 3.0時生長受到抑制，而pH 2.0時則無法生長。而回補菌株Cgasg1△/CgASG1在任何培養基上均表現出與野生型菌株wt相同的生長表型（見表3）。上述結果表明，轉錄因子CgAsg1p在C.glabrata抵御酸脅迫中發揮著重要作用。

比較了pH 2.0條件下野生型菌株wt、突變菌株Cgasg1△的細胞活性變化，結果發現野生型菌株wt的細胞活性隨著時間緩慢增長，12 h時比0 h增加了20倍，而突變菌株Cgasg1△在pH 2.0時的細胞活性則隨著培養時間迅速降低，12 h時降低了90%（見表4）。以上結果進一步證實了缺失CgASG1基因降低了C.glabrata對酸性環境的耐受能力。

表3 不同條件下光滑球擬酵母菌株的生長表型Table 3 Phenotypes of Candida glabrata strains under various conditions

表4 野生型菌株wt和突變菌株Cgasg1Δ在YNB-pH 2.0中的菌落數Table 4 Number of colonies of wt and Cgasg1Δ strains in YNB-pH 2.0 medium

2.4 缺失CgASG1基因對光滑球擬酵母轉錄組水平的影響

將野生菌株wt和突變菌株Cgasg1△分別用pH 5.2和pH 2.0進行處理，然后進行轉錄組測序，結果如圖5所示。與野生菌株wt相比，突變菌株Cgasg1△中轉錄水平發生顯著差異的基因主要參與壓力調控、氧化還原過程、跨膜轉運、ATP酶活性、細胞分裂、DNA復制、重組和修復等相關的生物過程。其中，1）作為氧化應激反應轉錄因子Skn7p的靶基因，TRR1通過影響硫氧還蛋白還原酶的活性調節氧化還原平衡[14-15]；2）Dad2p是復合物Duo1p-Dam1p-Dad1p的一個亞基，基因DAD2和DUO1轉錄水平的變化直接影響復合物連接著絲粒以及定位到紡錘體，進而影響細胞分裂[16-17]；3）Pol2是DNA損傷時用于末端修復的一種主要的DNA聚合酶[18]，Csm3可與另兩種蛋白質Tof1和Mrc形成復合物，當DNA合成受阻時抑制用于復制的MCM解旋酶活性[19]，基因POL2和CSM3轉錄水平的變化影響DNA復制及修復。上述結果表明，缺失CgASG1基因改變了上述相關基因的轉錄水平，降低了光滑球擬酵母對酸脅迫的抵御能力。

綜上，C.glabrata中的轉錄因子Asg1p不參與細胞對非發酵性碳源的利用過程，但是在生物魯棒性的維持中發揮重要作用。缺失基因CgASG1，光滑球擬酵母在酸性環境中的生長能力降低，原因有：1）酸性條件下ATPase活性相關基因的轉錄水平變化，使得細胞泵出質子的能力降低，胞內質子積累，pH降低引起胞內ROS含量升高[20]，進而導致胞內代謝紊亂[21]；2）氧化還原相關基因轉錄水平的變化影響胞內氧化還原電勢，進而改變細胞生長[22]；3）缺少轉錄因子CgAsg1p，酸性環境下影響DNA復制、重組和修復，使細胞無法維持基因組穩定而導致活性降低[23]等。基于此研究中發現轉錄因子CgAsg1p參與的生物過程，為了深入解析該轉錄因子的作用機制，下一步將從CgAsg1p直接作用的靶基因著手，通過蛋白質免疫共沉淀后測序，分析CgAsg1p結合的每一個靶基因，描繪該轉錄因子參與的調控網絡。

圖5 酸脅迫下轉錄水平發生顯著變化的基因Fig.5 Significantly regulated genes in response to acid stress

2.5 缺失CgASG1基因對光滑球擬酵母氧化和高滲脅迫耐受性的影響

缺失CgASG1基因是否也會降低光滑球擬酵母抵御其他脅迫的能力呢？研究菌株wt、Cgasg1△和Cgasg1△/CgASG1在無脅迫（YNB）、氧化脅迫（YNB+ 4 mmol/L H2O2）及高滲脅迫（YNB+1.2 mol/L NaCl）下的生長，如圖6所示，發現：1）突變菌株Cgasg1△在無脅迫時與野生型菌株wt表現出相同的生長情況，但在氧化脅迫和高滲脅迫時的生長受到明顯抑制；2）野生型菌株wt在氧化脅迫和高滲脅迫時的生長分別降低56%和62%，突變菌株Cgasg1△分別降低69%和71%；3）與野生型菌株wt相比，突變菌株Cgasg1△在無脅迫時的生長降低16%，在氧化脅迫時降低40%，在高滲脅迫時降低35%。上述結果表明，基因CgASG1缺失不僅降低了C.glabrata對酸性環境的耐受能力，還降低了對氧化脅迫和高滲脅迫的抵御能力。

圖6 菌株wt、Cgasg1Δ和Cgasg1Δ/CgASG1在氧化脅迫和高滲脅迫下的生長比較Fig.6 Growth of wt，Cgasg1Δ and Cgasg1Δ/CgASG1 under peroxide stress and hyperosmotic stress

3 結語

文中以菌株C.glabrata ATCC 55為出發菌株，通過敲除基因CgASG1，并比較不同條件下細胞生長、轉錄水平變化及對不同脅迫的抵御能力，闡釋了轉錄因子CgAsg1p在光滑球擬酵母維持魯棒性中的生理功能：1）幫助維持低pH條件下的生長能力；2）調控參與氧化還原、跨膜轉運、DNA復制、重組和修復等過程的基因以參與酸脅迫應答反應；3）幫助維持氧化脅迫、高滲脅迫等環境下的生長。基于作者課題研究中發現轉錄因子CgAsg1p在調控光滑球擬酵母抵御酸脅迫、氧化及高滲脅迫中的重要功能，可通過增加或減少轉錄因子CgAsg1p及其調控網絡中關鍵基因的表達水平，以提高發酵生產有機酸過程中菌體對脅迫環境的耐受能力、增加有機酸的產量。

[1]KITANO H.Biological robustness[J].Nature Reviews Genetics，2004，5（11）：826-837.

[2]STELLING J，SAUER U，SZALLASI Z，et al.Robustness of cellular functions[J].Cell，2004，118（6）：675-685.

[3]LIU L M，LI Y，LI H Z，et al.Manipulating the pyruvate dehydrogenase bypass of a multi-vitamin auxotrophic yeast Torulopsis glabrata enhanced pyruvate production[J].Letters in Applied Microbiology，2004，39（2）：199-206.

[4]CHEN X，WU J，SONG W，et al.Fumaric acid production by Torulopsis glabrata：engineering the urea cycle and the purine nucleotide cycle[J].Biotechnology and Bioengineering，2015，112（1）：156-167.

[5]CHEN X，XU G，XU N，et al.Metabolic engineering of Torulopsis glabrata for malate production[J].Metabolic Engineering，2013，19：10-16.

[6]HUANG H J，LIU L M，LI Y，et al.Redirecting carbon flux in Torulopsis glabrata from pyruvate to alpha-ketoglutaric acid by changing metabolic co-factors[J].Biotechnology Letters，2006，28（2）：95-98.

[7]SCHUGERL K.Integrated processing of biotechnology products[J].Biotechnology Advances，2000，18（7）：581-599.

[8]BAIRWA G，KAUR R.A novel role for a glycosylphosphatidylinositol-anchored aspartyl protease，CgYps1，in the regulation of pH homeostasis in Candida glabrata[J].Molecular Microbiology，2011，79（4）：900-913.

[9]ROETZER A，GREGORI C，JENNINGS A M，et al.Candida glabrata environmental stress response involves Saccharomyces cerevisiae Msn2/4 orthologous transcription factors[J].Molecular Microbiology，2008，69（3）：603-620.

[10]BRIONES M D C M，ORTA Z E，JUAREZ C J，et al.The oxidative stress response of the opportunistic fungal pathogen Candida glabrata[J].Revista Iberoamericana De Micologia，2014，31（1）：67-71.

[11]CUELLAR C M，BRIONES M D C M，CANAS V I，et al.High resistance to oxidative stress in the fungal pathogen Candida glabrata is mediated by a single catalase，Cta1p，and is controlled by the transcription factors Yap1p，Skn7p，Msn2p，and Msn4p [J].Eukaryotic Cell，2008，7（5）：814-825.

[12]AKACHE B，WU K Q，TURCOTTE B.Phenotypic analysis of genes encoding yeast zinc cluster proteins[J].Nucleic Acids Research，2001，29（10）：2181-2190.

[13]COSTE A T，RAMSDALE M，ISCHER F，et al.Divergent functions of three Candida albicans zinc-cluster transcription factors（CTA4，ASG1 and CTF1）complementing pleiotropic drug resistance in Saccharomyces cerevisiae[J].Microbiology-Sgm，2008，154：1491-1501.

[14]PEARSON G D，MERRILL G F.Deletion of the Saccharomyces cerevisiae TRR1 gene encoding thioredoxin reductase inhibits p53-dependent reporter gene expression[J].Journal of Biological Chemistry，1998，273（10）：5431-5434.

[15]SAIJO T，MIYAZAKI T，IZUMIKAWA K，et al.Skn7p is involved in oxidative stress response and virulence of Candida glabrata [J].Mycopathologia，2010，169（2）：81-90.

[16]CHEESEMAN I M，BREW C，WOLYNIAK M，et al.Implication of a novel multiprotein Dam1p complex in outer kinetochore function[J].Journal of Cell Biology，2001，155（7）：1137-1145.

[17]JANKE C，ORTIZ J，TANAKA T U，et al.Four new subunits of the Dam1-Duo1 complex reveal novel functions in sister kinetochore biorientation[J].Embo Journal，2002，21（1-2）：181-193.

[18]TSENG S F，GABRIEL A，TENG S C.Proofreading activity of DNA polymerase pol2 mediates 3'-end processing during nonhomologous end joining in yeast[J].Plos Genetics，2008，4（4）：10.

[19]UZUNOVA S D，ZARKOV A S，IVANOVA A M，et al.The subunits of the S-phase checkpoint complex Mrc1/Tof1/Csm3：dynamics and interdependence[J].Cell Division，2014，9：15.

[20]GIANNATTASIO S，GUARAGNELLA N，CORTE-REAL M，et al.Acid stress adaptation protects Saccharomyces cerevisiae from acetic acid-induced programmed cell death[J].Gene，2005，354：93-98.

[21]LANDOLFO S，POLITI H，ANGEOZZI D，et al.ROS accumulation and oxidative damage to cell structures in Saccharomyces cerevisiae wine strains during fermentation of high-sugar-containing medium[J].Biochimica Et Biophysica Acta-General Subjects，2008，1780（6）：892-898.

[22]LIN Y H，CHIEN W S，DUAN K J.Correlations between reduction-oxidation potential profiles and growth patterns of Saccharomyces cerevisiae during very-high-gravity fermentation[J].Process Biochemistry，2010，45（5）：765-770.

[23]HANAWALT P C.Paradigms for the three Rs：DNA replication，recombination，and repair[J].Molecular Cell，2007，28（5）：702-707.

Physiological Mechanism of Transcription Factor Asg1p for the Regulation of Robustness of Candida glabrata

WU Jing1，2，3， TANG Lei*1，2， LIU Liming1，2，3
（1.SchoolofBiotechnology，Jiangnan University，Wuxi214122，China；2.Key Laboratory ofIndustrial Biotechnology，Ministry of Education，Jiangnan University，Wuxi 214122，China；3.State Key Laboratory of Food Science and Technology，Jiangnan University，Wuxi 214122，China）

To analyze the effect of transcription factor CgAsg1p on the robustness of Candida glabrata，the mutant strain Cgasg1△was constructed and the cell growth，gene transcriptional level and the ability of resisting various stresses were investigated.Compared to the wild-type strain C. glabrata ATCC 2001，the mutant strain Cgasg1△lost the ability of surviving in the medium at pH 2.0. CgAsg1p changed the transcription level ofseveral response genes，influencingstressregulation，redox process，transmembrane events，DNA replication，recombination and repair，etc.Besides，the mutant strain Cgasg1△lost the ability of resisting oxidative stress and hyperosmotic stress.These results indicatedthatCgAsg1pisanessentialtranscriptionfactorinC.glabrata forvariousstressresponses.

Candida glabrata，transcription factor，robustness，Asg1p

Q 935

A

1673—1689（2017）02—0156—08

2015-04-17

國家自然科學基金項目（31270079）；江南大學自主科研計劃重點項目（JUSRP51303A）。

*通信作者：唐 蕾（1966—），女，江蘇無錫人，工學博士，教授，主要從事代謝調控與酶技術方面的研究。E-mail：ltang@jiangnan.edu.cn

吳靜，唐蕾，劉立明.光滑球擬酵母轉錄因子Asg1p調控魯棒性的生理機制[J].食品與生物技術學報，2017，36（02）：156-163.