肺炎衣原體實驗室診斷技術研究進展

胡文娟，郭東星，辛德莉

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肺炎衣原體實驗室診斷技術研究進展

胡文娟，郭東星，辛德莉

［摘要］肺炎衣原體（Chlamydia pneumoniae， Cpn）是急性呼吸道感染最常見的非典型病原之一，可引起肺炎、支氣管炎及咽炎等，也可能與動脈粥樣硬化、心內膜炎及冠心病等肺外疾病有關，嚴重者可造成人體多系統、多器官的損傷。Cpn感染全球范圍存在，可引起區域內暴發流行，但由于其臨床表現無特征性，常須要結合實驗室檢測結果做出診斷。因此，國內外學者不斷改良各種Cpn診斷技術，力求找到感染早期快速準確的診斷方法。本文擬綜述近年來Cpn實驗室診斷技術的研究進展及應用價值。

［關鍵詞］肺炎衣原體；呼吸道感染；診斷技術和方法；綜述

DOI∶ 10.3969/j.issn.1007-8134.2016.03.015

肺炎衣原體（Chlamydia pneumoniae， Cpn）是一種重要的非典型病原體。1965年，第一株Cpn （TW-183）從中國臺灣一名兒童的眼結膜中被分離出來，1989年被命名為Cpn，并定為衣原體屬的一個新種［1］。Cpn感染全球普遍存在，也可在某一區域暴發流行［2］，四季均可發病，人類各個年齡段均可感染。以往研究中，Cpn引起的下呼吸道感染在兒童和成人中所占比例為0.0％～44.2％［3］。有學者回顧了2007—2010年波蘭某地區Cpn的感染率，每年感染率依次為53.3％、41.6％、43.1％和36.4％［4］，雖然有下降的趨勢，但其對人類健康的威脅仍不容忽視。Cpn?？梢鸱窝?、支氣管炎、咽炎等呼吸道疾病，臨床主要表現為咽痛、聲嘶、流涕等，也可出現發熱、咳嗽，其影像學表現多樣化，且輕癥者多不易顯示。Cpn感染通常是輕度的、自限性的疾病，但由于臨床癥狀不典型，常常被忽略或誤診。研究表明其與心內膜炎、急性冠脈綜合征、反應性關節炎［5-7］等肺外疾病密切相關，還可導致腦血管或中樞神經系統損害［8-9］，嚴重者甚至威脅生命。因此，找到Cpn感染早期、快速、準確的診斷方法受到越來越多國內外學者的重視。從最初的細胞培養法到血清學檢測，大大提高了對Cpn的檢出率和免疫學認識。隨著近些年的分子生物學研究熱潮，PCR等方法在Cpn早期診斷和篩查中顯現出的價值越來越突出。本文就Cpn實驗室診斷技術的研究進展及應用價值綜述如下。

1　細胞分離培養

Cpn是一種專性寄生于真核細胞內的原核細胞型微生物，人類是其惟一宿主，分離培養只能在活體細胞中進行［3］。常用的細胞系為海拉癌細胞株（HeLa229）、人肺癌細胞（H292）、人喉癌上皮細胞（Hep-2）等，以前兩者的靈敏度較高，培養產生的包涵體數量較多。取鼻咽拭子（拭子采用滌棉、金屬線效果好）、痰液、支氣管肺泡灌洗液或胸腔積液等樣本，置于添加抗生素和小牛血清的蔗糖磷酸緩沖液（保存于4 ℃，不超過24 h，否則應凍存于-70 ℃）。渦旋處理菌液并將其接種入所培養細胞內，35 ℃，5％ CO2孵育72 h［10］（連續傳代4次能增加培養的靈敏度）。培養結果可經染色后利用光學顯微鏡或電鏡觀察，也可利用微量免疫熒光反應來檢測。

Cpn呈梨形，平均直徑380 nm，能通過細菌濾器。在活細胞內以二分裂方式繁殖，生活周期中存在兩相狀態：體積較大的始體（也稱網狀體），存在于細胞內，具有繁殖能力但不具有感染性，在顯微鏡下表現為各種形態的包涵體；體積較小的原體存在于細胞外，具有感染性，但沒有繁殖能力［11］。

分離培養法檢測特異度為100％，曾被認為是診斷Cpn感染的“金標準”，而且利用培養穩定的菌液進行藥物靈敏性試驗，可以為了解耐藥情況、指導臨床用藥提供參考。但是Cpn對生長條件要求苛刻，培養液容易被污染，樣本轉運過程中可能出現各種情況導致Cpn滅活而出現培養假陰性。而且培養法周期長，靈敏性差，對實驗人員理論知識和技術的要求均較高，其結果對早期診斷和治療指導意義小。2010年，She等［12］比較了ARUP實驗室1995—2008年利用培養法和ELISA、微量免疫熒光（microimmunofluorescence， MIF）試驗、PCR檢測Cpn的結果，分析顯示血清學檢測和核酸檢測的陽性率遠遠高于培養法。因此，許多學者認為臨床醫師不能僅靠培養結果診斷Cpn感染，其產生的假陰性結果會延誤對患兒的正確治療，進而對兒童健康不利［13］。盡管培養法作為常規診斷方法并不理想，但其在臨床分離株的生物學和分子學特征研究中仍發揮著必不可少的作用［3］。

2　血清學檢測

2.1MIF試驗利用Cpn標準株制備抗原片，并用異硫氰酸熒光素標記特異性羊抗人IgM、IgA和IgG，利用抗原抗體反應檢測患兒血清并進行滴度測定［10］。如果檢測IgM，須用羊抗人IgG消除類風濕因子可能造成的假陽性干擾。MIF試驗曾被美國疾病預防控制中心（Centers for Disease Control and Prevention， CDC）和加拿大CDC強烈推薦為檢測Cpn最為可靠的血清學方法［14］，是如今國際普遍認可的診斷“金標準”。但是由于技術要求高、耗時長、抗原制劑難以制備等原因，多數醫生和研究者并不將MIF試驗作為Cpn常規檢測項目［15］。

2.2ELISA用抗原或抗原免疫小鼠、兔等制備的單克隆抗體包被ELISA板，用酶標記抗原或抗體，在酶與底物反應發生顏色變化后，與陽性對照、陰性對照進行比色，讀取相應波長下的吸光度值，進而判定陰陽性。其顏色變化程度與待測抗原或抗體的含量成正比，因此可以對其定量。自2005年，ELISA方法開始商業化應用［15］，如今已被廣泛應用于臨床篩檢與科研。2012年，Zhou等［16］以主要外膜蛋白的可變域VD2和VD3為包被抗原，建立了3組可以檢測咽拭子標本的ELISA方法，并與以全菌抗原原體為包被抗原的ELISA方法對比，其靈敏度和特異度最高達91.67％和100％。

2.3 補體結合試驗（complement fixation test， CFT）補體激活后可以攻擊紅細胞膜進而引起溶血。CFT中，如果待測樣本中有相應Cpn抗體，與其抗原形成抗原抗體復合物，可以與補體結合，再加入溶血系統（紅細胞與溶血素），則無補體參與溶血反應，檢測結果為陽性；反之為陰性。de Ory等［17］利用德國維潤賽潤公司的市售抗原進行CFT檢測病毒（流感病毒、腺病毒、呼吸道合胞病毒等）和非典型病原（支原體屬、衣原體屬），并與意大利Seramat system 公司自動化CFT試劑盒做比較，其中衣原體屬檢測結果的相關性為100％。

目前國內普遍認可的Cpn急性感染判定標準為：雙份血清抗體效價升高4倍以上，單份血清IgM≥1∶16，或IgG≥1∶512；既往感染判定標準為：單份血清1∶16≤IgG≤1∶512［18］。除上述3種最常用的血清學檢測方法外，還有酶免疫測定（enzyme immunoassay， EIA）、直接熒光抗體法、間接免疫熒光抗體法、直接免疫熒光法等。以至少2種檢測結果陽性為“金標準”，CFT靈敏度為69％，特異度為99％；MIF試驗靈敏度為88％，特異度為99％；重組EIA靈敏度為89％，特異度為99％；芬蘭Labsystems OY公司LOY-EIAs試劑盒靈敏度為96％，特異度為99％；以色列Savyon診斷有限公司SeroCP-EIA試劑盒靈敏度為92％，特異度為93％［19］。血清學檢測方法操作簡便，且許多公司已研究出靈敏可靠的Cpn抗體檢測試劑盒，尤其是ELISA方法在臨床上得到極為廣泛的應用，普遍采用急性期血清檢測結果作為診斷依據［12］。儀器自動化、檢測標準化及質量控制都有助于血清學檢測成為Cpn常規檢測項目。

血清學檢測在免疫學領域的研究中發揮著不容忽視的作用。1988年，Saikku等［20］研究稱50歲以下男性患者中慢性冠心病和急性心肌梗死患病與Cpn IgG、IgA抗體滴度持久高水平有關聯。此報道激發各國學者展開了一系列預防試驗、前瞻性研究、預后Meta分析等，涉及Cpn、幽門螺桿菌、肝炎病毒、HIV等多種微生物。許多研究者認為微生物培養陽性或血清學檢測陽性是哮喘、某些心血管、腦血管等疾病發病或致死的危險因素之一［21-23］。但是2007年，Atar等［24］研究表明，既往Cpn感染與鈣化性瓣膜病和心臟鈣化綜合征無顯著相關性。2010年，Hilden等［25］研究也顯示，升高的IgG和IgA滴度水平與既往心臟病、糖尿病、高血壓等均無相關性，但是抗體高滴度水平與吸煙呈明顯正相關，與他汀類藥物的使用呈明顯負相關。關于抗體滴度水平與上述疾病診斷和預后的關系仍存在很大爭議，須要進一步地研究。

血清學檢測方法主要應用的抗原有Cpn全菌抗原和屬抗原（脂多糖和主要外膜蛋白），與沙眼衣原體、肺炎支原體等存在交叉反應［26-27］。Cpn特異性抗體高峰出現時間晚，IgM一般在發病后2～3周出現，4～5周達高峰，3～5個月后降至無法檢出；IgG在發病初30 d上升緩慢，3～4月后達到平穩狀態［10］。因此，檢測特異性抗體對早期臨床診斷和治療指導意義不大。而且在健康人群或患有慢性肺部疾病的人群中，攜帶Cpn特異性抗體的比例達3.51％～9.00％和16.00％［15-16］。有學者認為，應該結合血清學檢測方法和培養法或PCR進行檢測，尤其在免疫系統發育尚不成熟的嬰幼兒或免疫力低下的患者中，單憑血清學檢測結果診斷，可能會因無明顯的抗體滴度改變而被貽誤治療［20］。

3　分子生物學方法

3.1PCR通過控制溫度使DNA鏈變性和復性循環，利用特異性引物、DNA聚合酶、dNTP、緩沖液等反復合成DNA模板的互補鏈，達到體外大量擴增目的DNA片段的目的。

3.1.1巢式PCR（nested PCR）巢式PCR使用外、內套2對引物進行2輪PCR擴增，一方面內套引物是以第1輪反應產物為模板，如果第1輪出現錯誤擴增，第2輪很難擴增出目的片段，提高了反應的特異性；另一方面，2輪PCR大大增加了產物量。有學者利用痰液、咽拭子和鼻咽拭子等多種樣本，比較了nested PCR、培養法和EIA在檢測Cpn中的應用，作者認為nested PCR結果可靠，靈敏度是普通PCR的10倍，也高于培養法和EIA［28］；痰液標本的檢測陽性率高于咽拭子和鼻咽拭子，但由于許多患者不咳痰，鼻咽拭子或咽拭子樣本對于Cpn檢測仍然十分重要。值得注意的是，nested PCR須聯合瓊脂糖電泳甚至測序來確定結果，2輪PCR操作繁瑣，且易導致污染，對實驗人員技術水平要求較高，臨床上不再用來診斷Cpn，多用于實驗室科研。

3.1.2多重PCR其基本原理與傳統PCR相同，但在同一體系中加入了多對引物，實現了多個不同DNA目的片段同時擴增，可用于多種病原微生物或遺傳病的檢測或其多個型別的鑒定。但它并不是一系列PCR的簡單疊加，設計多個特異性引物對和調整合適的反應體系、反應條件非常關鍵，既要避免出現非特異性擴增，又要保證同一條件下，各引物對均能有效擴增足量目的片段，且片段大小不等，可以利用電泳技術判定目的條帶。2011年，Cho等［29］利用多重PCR檢測了臨床痰液和鼻咽拭子樣本中Cpn、肺炎支原體和嗜肺軍團菌感染情況，并與利用美國BD公司非典型病原體檢測試劑盒分別檢測3種病原體的結果做比較。結果顯示，痰液樣本的陽性率明顯高于鼻咽拭子樣本，多重PCR靈敏性與美國BD公司試劑盒相當。

3.1.3實時定量PCR利用聚合酶及引物等擴增DNA片段原理同傳統PCR，同時利用SYBR Green染料法或TaqMan探針法加入熒光化學物質，如果目的片段被擴增，即發射熒光信號并隨PCR循環不斷增強，從而監測整個反應過程，通過Ct值和標準曲線對待測樣本進行定量分析。其中，染料法操作簡單，成本低，靈敏度高；探針法定量更精確，可以定量多個基因。Tondella等［30］利用探針法，根據Cpn外膜蛋白的2個可變區（VD2和VD4）建立了2個實時定量PCR方法，并與培養法和針對16S rRNA和ompA的2種nested PCR比較，結果表明，5種方法中實時定量 PCR（VD4）陽性率最高，優于培養法和nested PCR，有望提高對臨床Cpn感染的檢測；2種實時定量 PCR均未出現交叉反應，特異性高。實時定量 PCR僅需1輪反應，避免了擴增產物的散出污染，可以對未知樣本定量，尤其在流行病學、臨床策略及療效方面有廣大用途［31］。

3.2環介導等溫擴增技術（loop-mediated isothermal amplification method， LAMP）LAMP針對靶基因的6個不同區域設計4種引物，使用高活性鏈置換聚合酶，在65 ℃左右恒溫條件下進行高效、高特異性擴增，檢測結果可以肉眼即時觀察或利用終點濁度測定儀判定［32］。如果加入反轉錄酶還可以對RNA進行檢測。該方法操作簡單，只需要常規水浴鍋或恒溫儀保持恒溫，也省卻了升降溫耗費的時間；4種引物保證了其高特異性，靈敏度可達幾個拷貝數［33］。但是LAMP難以擴增500 bp以上的長片段，且仍有DNA污染的風險，須謹慎操作。

3.3連接酶鏈反應（ligase chain reaction， LCR）LCR利用連接酶特異性連接與目的DNA片段互補的2條相鄰寡核苷酸片段（即引物），并不斷循環擴增。如果靶序列中有點突變，引物不能有效連接，則檢測為陰性。結果可以通過聚丙烯酰氨凝膠電泳鑒定。LCR在檢測點突變方面具有不可替代的優勢，目前主要應用于沙眼衣原體的檢測［34］。

分子生物學方法優勢在于簡便快速，有助于認識和研究基因序列及其突變問題，而且檢測靈敏度較高，可達幾個或數十個拷貝數；但是其特異性仍須不斷改善，而且由于目的基因種類多（16S rRNA、主要外膜蛋白、Pst I、PmP4等）、核酸擴增技術多（傳統、巢式、實時定量PCR等）、檢測形式多（瓊脂糖凝膠電泳、熒光染料、熒光探針、雜交探針、分子信標、芯片電泳等），不同實驗室不同研究中方法有很大差異，至今沒有統一的檢測標準。美國CDC推薦通過與培養法及另一種已被確認有效的、目的基因不同的PCR方法做比較，來驗證一種新的PCR方法。2001年，已有18 種PCR方法被報道，其中4種得到美國CDC的認可，但是這些方法后來均未得到大規模臨床樣本評估；截至2007年，又有13種方法被報道，但仍未有經美國食品藥品管理局批準的商用標準化Cpn檢測試劑盒［35］。2014年已有公司市售試劑盒經過中國國家食品藥品監督管理局認證，如上海之江生物科技股份有限公司的Cpn及Cpn核酸聯合檢測試劑盒（熒光PCR法）和江蘇默樂生物科技有限公司的沙眼衣原體、Cpn和Cpn核酸檢測試劑盒（熒光PCR法）。

4 聯合檢測方法

近些年來，許多學者聯合不同技術的優點以檢測Cpn，也取得了不錯的成果。例如，聯合多重PCR和實時定量 PCR建立多重實時定量PCR，在一次反應中利用多對引物和探針擴增同一樣本中不同的靶基因并定量，節省了勞力、試劑和時間，提高了效率，降低了成本［36-37］。聯合PCR與EIA 或ELISA建立DIG-PCR-EIA方法或ELISA based PCR，靈敏度都有所提高，結果更為可靠［38-39］。聯合LAMP和基因芯片技術，提高了靈敏性和特異性，為快速準確地檢測Cpn提供了一種新的方法［40］。

5　結　語

在Cpn感染早期做出快速準確的診斷，對于及時有效地治療、縮短病程和改善預后至關重要。培養法因費時長、檢出率低，不再適于作為臨床檢測的“金標準”，但在Cpn生物學和分子學特征研究中仍占有重要地位。目前臨床診斷Cpn感染主要依靠血清學方法，分子生物學方法也以其獨特的優勢得到了日益廣泛的重視和應用，但其靈敏性和特異性均須要進一步改善。目前國內外學者多傾向于根據臨床表現，結合血清學方法和分子生物學方法診斷Cpn感染。

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（2015-11-15 收稿 2015-12-29 修回）

（責任編委 李 軍 本文編輯 盧福昱）

［文獻標志碼］［中國圖書資料分類號］ R374 A

［文章編號］1007-8134（2016）03-0180-05

*Corresponding author， E-mail： xindl48@126.com

［基金項目］北京市科技計劃課題（Z131100004013029）；首都衛生發展科研專項重大項目（首發2011-2009-05）

［作者單位］100050 北京，首都醫科大學附屬北京友誼醫院 北京熱帶醫學研究所 熱帶病防治研究北京市重點實驗室（胡文娟、郭東星、辛德莉）

［通訊作者］辛德莉，E-mail∶ xindl48@126.com

Development of laboratory diagnosis technology of Chlamydia pneumoniae

HU Wen-juan， GUO Dong-xing， XIN De-li*
Beijing Key Laboratory for Research on Prevention and Treatment of Tropical Disease，Beijing Tropical Medicine Research Institute， Beijing Friendship Hospital， Capital Medical University， Beijing 100050， China

［Abstract］Chlamydia pneumoniae （Cpn）， as one of the most common atypical pathogens of acute respiratory tract infection，may cause pneumonia， bronchitis， pharyngitis and so on， and it may also be related to extrapulmonary diseases such as atherosclerosis，endocarditis and coronary disease， and lead to multi-system and multi-organ failure in some severe cases. Cpn infection occurs worldwide， and can be epidemic in certain regions. However， due to lack of characteristics of clinical manifestations， the diagnosis of Cpn infection is confirmed by laboratory testing results additionally. Therefore， the experts and scholars at home and abroad pay close attention to modifying diagnosis technology， trying to find methods for fast and accurate diagnosis at early stage of infection. This article provides an overview of the development and application value of laboratory diagnosis technology of Cpn.

［Key words］Chlamydia pneumoniae； respiratory tract infections； diagnostic techniques and procedures； review