十字花科根腫病研究現狀及展望

杜艷等

摘要：十字花科根腫病是一種世界性的重要病害，一直是國內外研究的熱點。概述了該病病原菌的生活史、分子檢測、分子致病機理及根腫病防治等研究現狀，并對其研究趨勢進行了展望，以期為我國十字花科根腫病的防治提供參考。

關鍵詞：十字花科；根腫病；蕓薹根腫菌；致病機理；防治

中圖分類號： S432.4文獻標志碼： A文章編號：1002-1302（2014）10-0122-05

收稿日期：2014-03-19

基金項目：江蘇省農業科技自主創新資金[編號：CX（14）2058]；江蘇省自然科學基金青年基金（編號：BK20140748）。

作者簡介：杜艷（1984—），女，安徽阜陽人，博士，助理研究員，從事園藝作物病害及其生物防治研究。E-mail：dy411246508@126.com。

通信作者：劉郵洲，博士，副研究員，從事園藝作物病害生物防治研究。Tel：（025）84390228；E-mail：shitouren88888@163.com。十字花科根腫病是由蕓薹根腫菌（Plasmodiophora brassicae Woronin）侵染引起的一種重要土傳病害。除了危害十字花科作物油菜、甘藍、白菜等外，還危害十字花科野生植物薺菜等。根腫病最早發現于地中海西岸（英國，1736），爾后在前蘇聯（1872）發現。目前幾乎每個栽培十字花科作物的國家和地區都有該病的發生，全球范圍內所造成的作物產量損失占總產量的10%～15%[1]。近年來，根腫病在我國東北、山東青島、長江中上游以及西南等地迅速擴大，常年危害面積高達320萬～400萬hm2，占十字花科作物種植面積的1/3以上[2-3]。隨著十字花科作物種植面積的不斷擴大，根腫病給我國十字花科作物的安全生產帶來嚴重威脅。本文結合國內外研究現狀對根腫病作了概述，以期為十字花科根腫病的防治提供參考。

1蕓薹根腫菌的生物學特性

1.1蕓薹根腫菌的分類地位

蕓薹根腫菌（P. brassicae）由俄國學者Woronin首次發現并命名[4]。對于蕓薹根腫菌的分類地位，一直備受爭議。Hawksworth等將其歸為真菌界黏菌門根腫菌綱[5]，而Alexopoulos和Mims將其劃分到真菌界鞭毛菌亞門根腫菌屬[6]。目前公認的觀點是將根腫菌歸到原生動物界根腫菌門根腫菌綱根腫菌屬[7]。

1.2根腫菌的形態特征

根腫病菌的休眠孢子囊在寄主根部薄壁組織細胞內形成，球形或扁圓形、單胞、無色或略帶灰色，大小1.6～4.6 μm，常密集呈魚卵狀[2]。休眠孢子表面有刺狀突起，掃描電鏡下觀察發現不同寄主休眠孢子的形態和大小略有差異。例如：油菜根腫菌休眠孢子平均大小3.5 μm[8]；甘藍根腫菌休眠孢子平均大小2.5 μm[9]；小白菜根腫菌休眠孢子平均大小2.8 μm[10]。不同寄主游動孢子的形態和大小也略有不同，掃描電鏡下觀察游動孢子紡錘形或梨形，大小2.8～59 μm，同側著生不等長的雙鞭毛[11]。另外，黃云等在觀察油菜根腫菌游動孢子的形態及變化過程時，首次觀察到侵入結構管腔[8]。

1.3根腫菌的生活史及病害發生規律

根腫病菌生活史包括3個階段：休眠孢子、根毛侵染和皮層侵染（圖1）[12]。休眠孢子黏附在種子或帶有病殘體的土壤及未腐熟的廄肥中越冬。在條件適宜時，休眠孢子萌發釋放一個橢圓形或者梨形雙鞭毛的游動孢子，稱為初級游動孢子。這些初級游動孢子到達寄主根毛，穿透根毛細胞壁，并在其內部形成初生原質團，初生原質團分裂形成游動孢子囊，每個游動孢子囊含有4～16個次級游動孢子，該階段稱為初級侵染階段。隨后，次級游動孢子釋放到土壤中，繼而侵入根表皮，并在根表皮細胞內定殖，形成大量的次級原質團，次級原質團經減數分裂形成數百萬個休眠孢子，此時根部腫大形成根瘤，稱為次級侵染階段。當根腫組織分解后，這些休眠孢子又釋放到土壤中，從而完成整個侵染循環過程。當環境條件適宜時，休眠孢子萌發進行再侵染。在這一系列過程中，休眠孢子是如何聚集到根部，初級游動孢子能否直接侵入寄主根表皮細胞，次級游動孢子能否再分化形成初級原生質團，為何存在初級侵染和次級侵染2個階段等問題仍然不清楚。

一般認為土壤酸堿度和溫濕度與根腫病的發生非常密切。根腫病發病的適宜土溫在18～25 ℃，土壤pH值在 5.8～6.5，土壤濕度在60%以上[13]。發病程度與當年的溫度、降雨和土壤pH值等因素有關，其中溫度對根腫病的發生至關重要。當溫度低于12 ℃或者高于25 ℃時，不利于根腫病的發生[14-15]。Buczacki等認為播種后第2周和第3周的溫度和光照水平對根腫病的發生影響最大[16]。Sharma研究發現不同溫度條件影響根腫菌侵染寄主，而且發病的嚴重程度與溫度有顯著的相關性[17-18]。

2根腫菌的生理小種鑒定

根腫菌的生理小種鑒定直接關系到根腫病抗病品種的有效選育，因此國際上一直非常重視根腫菌生理小種的劃分和鑒定。1931年，Honig最先發現不同來源的根腫菌引起的寄主反應存在顯著差異，證實根腫菌存在小種分化[19]。1965年，Williams采用2個結球甘藍品種Jersey Queen和Badger Shipper以及2個蕪菁甘藍品種Laurentian和Wilhelmsburger對多個國家的根腫菌小種進行鑒定，正式提出Williams鑒別系統[20]。隨后，Buczacki等選用國際上不同研究小組的寄主材料于1975年建立了一套ECD（European clubroot differential set）鑒別系統[21]。該系統由B. rapa L. Sensu lato（2n=20）、B. napus L.（2n=38）和B. oleracea L.（2n=18）3組十字花科蕓薹屬寄主組成。自此，Williams和ECD這2套鑒別系統逐漸在歐洲、美國、加拿大、日本、中國等國家應用和推廣。然而，這2套鑒別系統各有優缺點。Williams鑒別系統具有鑒別寄主少、容易理解、操作方便等優點，但是對個別小種無法明確鑒定，應用時存在一定的局限性。ECD系統雖然對生理小種劃分相對準確，但是對鑒別寄主要求高，工作量大且命名復雜，不適于抗病品種的選育。而且，該系統多數寄主是歐洲油菜品種，在亞洲適用較為困難。此外，國際上還有somé[22]和Kuginuki[23]2套鑒別系統，由于其適用范圍窄，目前應用較少[24]。因此，有必要完善和改進根腫菌生理小種鑒定系統，從而建立一套更加精確的、科學的、適合我國致病力分化特點的生理小種鑒定系統，以滿足我國對該病防控的需要。

3根腫菌的分子生物學研究進展

3.1根腫菌的分子檢測

分子生物技術的發展為植物病害診斷提供了重要的技術手段。1999年，Lto等首次將PCR（polymerase chain reaction）技術應用到根腫菌的檢測[25]。Manzanares等繪制了不同根腫病菌單孢分離菌群的RAPD圖譜，發現同屬某一特殊類型的病原菌（P1）有共同的分子標記-PL14（1200）[26]。Cao等設計1對特異性引物檢測出土壤中含量低于103個/g的休眠孢子以及被侵染3 d后根組織中的病原菌[27]。由于該引物快捷、簡便、特異性強，目前被廣泛應用于根腫菌的檢測。

近年來，陸續發展的新技術（包括巢式PCR、Real-Time PCR技術等）也被用于根腫病菌的檢測和鑒定。Wallenhammar等成功利用巢式PCR對天然病土進行檢測[28]。Sundelin等利用根腫菌侵染后產生的特異性脂肪酸——花生四烯酸（20 ∶4），對土壤及植物組織中的根腫菌進行定量檢測[29]。Wallenhammar等又利用熒光定量PCR技術檢測出土壤中有休眠孢子3 000個/g[30]。目前，國內在根腫菌分子檢測方面也取得了較快的進展。楊佩文等設計了1對核糖體基因ITS區段的特異性引物，成功用于不同寄主根腫菌的檢測[31]。尹全等根據GenBank上已發表的根腫病菌基因片段序列設計了1對特異性引物，有效、快速地檢測病原菌[32]。李金萍等通過熒光定量PCR的方法檢測出土壤中有休眠孢子 1 000個/g[33]。這些分子檢測技術為精確預測田間病害的發生趨勢、病菌分布及病害防治提供了可靠的依據。

3.2根腫菌的分子致病機理

根腫菌是一種非常重要的專性寄生致病菌，明確其致病分子機理，對培育抗性新品種及病害防治具有重要意義。由于病原菌基因組信息相當少，GenBank數據庫僅公布了根腫菌的200多個核苷酸序列。Bulman等利用SSH技術（supression substractive hybridization）和RACE（rapid amplification of cDNA ends）技術成功克隆了76個基因的全長或部分序列[34]。目前，已報道的一些功能基因包括Y10、PbTPS、PbSTKL1、PbBrip9、PbCC249、PRO1[35]。Ito等首次利用RNA指紋技術（RNA finger printing）和Northern blot技術，分離和克隆到1個在根腫菌營養生長階段特異表達的基因Y10[36]。Brodmann等研究發現根腫菌侵染寄主時，其海藻糖-6-磷酸合成酶（由PbTPS編碼）生成大量的海藻糖，影響寄主植物的代謝和生長[37]。隨著現代分子生物技術的發展，人們通過各種方法尋找侵染過程中的差異表達基因。Ando等利用差異篩選分析法（Differential display analysis）鑒定到1個PbSTKL1基因，該基因編碼類絲氨酸/蘇氨酸激酶，在根腫菌侵染寄主30 d后表達量顯著增加[38]。Siemens等通過選取不同的侵染點，檢測了12個cDNAs的表達，結果發現PbBrip9和 PbCC249 在根腫菌侵染寄主過程中顯著表達[39]。最近，Feng等鑒定并克隆到1個絲氨酸蛋白酶Pro1，該蛋白屬于S28蛋白酶家族，具有蛋白酶水解活性，能夠促進休眠孢子的萌發[40]。隨后，Feng等又利用Dot blot和Real-time PCR分析比較，發現在根腫菌次級游動孢子階段存在著許多上調和下調表達的基因，進一步闡明了根腫菌存在初級侵染和次級侵染2種不同的侵染機制[41]。最近，Feng等在根腫菌分子致病機理方面又有了新的突破[42]。首次通過PEG介導的方法將綠色熒光蛋白（green fluorescent protein，GFP）導入根腫菌菌株中并進行了PCR驗證，轉化效率約達到50%，但轉化菌株中未觀察到綠色熒光。近年來，國內外雖然在根腫病分子致病機理方面的研究有所進展，但是對致病相關基因報道的較少，特別是在侵染過程中如何表達和調控的仍不清楚。

4根腫病的防治

4.1抗病品種的選育

根腫病是十字花科作物的重要病害之一，大多數作物品種對根腫病都是高感的。因此，大多數育種學家期望通過鑒定抗根腫病的R基因達到培育抗病品種的目的。研究表明R基因是一個多基因家族，這些家族蛋白能夠識別效應因子并激發植物的防衛反應，產生過敏反應。最近研究發現蕓薹屬作物B. rapa含多個抗根腫病CR基因和1～2個數量性狀位點（QTL）[35]。Voorrips報道一些抗根腫菌的甘藍（B. oleracea），隨后又從B. oleracea上發現了2個抗根腫病的數量性狀位點pb-3和pb-4[43]。另外，Manzanares-Dauleux從甘藍型油菜上分離到1個抗性基因Pb-Bn1[44]。目前，雖然已有一些商品化的抗性品種，但是單基因抗性強，對病菌的選擇壓力大，根腫菌易出現遺傳和致病力的變化，促進新小種的出現，導致有些抗性品種容易失去抗性，因此不斷篩選和培育具有多個抗性的新品種是今后防治根腫病的目標。

4.2農業措施

目前，防治根腫病的農業措施包括3個方面。一是土壤處理，通過改良土壤，改變土壤酸堿度，以降低根腫病發病率[45]。鈣鹽處理既可以調節土壤的pH值，又可以增加土壤中可交換Ca2+ 的濃度從而減輕病菌的危害[46]。在整地施肥時，結合增施熟石灰、草木灰或蛋殼粉等堿性物質，改變土壤酸性狀況[47]。另外，研究表明硼處理能夠減少根腫病的發生概率[48]。二是加強田間管理，農用機械和設備使用后要及時清理、消毒，園區徹底清除病殘體并燒毀。三是輪作，與非十字花科作物輪作3年以上，能有效減輕根腫病的發生[49]。

4.3化學防治

據報道，五氯硝基苯、氟啶胺、甲基二硫代氨基甲酸鈉、氰霜唑、百菌清等化學藥劑對根腫病均有一定的防效[50-51]。播種前用化學藥劑對種子、苗床、土壤進行消毒處理，對根腫病有一定的防治效果。大田試驗表明50%氟啶胺和10%氰霜唑對白菜根腫病具有較好的防治效果[52]。孫道旺等發現用75%百菌清于苗期灌根2次能有效地防治白菜根腫病，且無農藥殘留[53]。李妍等比較灌根法和拌藥法對白菜根腫病的防效，發現50%氟啶胺懸浮劑拌藥處理的防效更好[54]。

4.4生物防治

除了選育抗病品種、化學防治、農業措施等手段防治根腫病外，生物防治成為目前防治的一個重要手段。多年來，人們對生防菌的生防應用、生物藥劑的開發及生防機制做了大量嘗試和深入的研究。有研究表明，土壤中的生物拮抗菌對根腫菌的防治效果明顯。其中生防真菌主要有莖點霉屬真菌Phoma glomerata[55]、木霉菌Trichoderma（TC32、TC45、TC63）[56]、枝頂孢屬真菌Acremonium alternatum[57]、粘帚菌Gliocladium catenulatum[58]以及大白菜根部的一種內生真菌Heteroconium chaetospira[59]。已有研究表明，利用生防細菌和放線菌對防治根腫病也有一定效果。如細菌類枯草芽孢桿菌（Bacillus subtilis QST713）[60]、枯草芽孢桿菌（B. subtilis XF-1）[61]以及放線菌Streptomyces isolate S99[56]、Microbispora rosea subsp. rosea（A004、A011）[62]、Streptomyces olivochromogenes（A018）[62]、Streptomyces griseorube（A316、A10）[63]和YN-6[64]都可以有效地控制根腫病。目前，一些生防菌已被開發和商品化生產，為根腫病的防治提供了新的方向。

5問題與展望

5.1從分子水平上檢測根腫病菌

由于根腫菌具有不同于其他物種的特性，利用分子生物學方法鑒定病原菌將是未來發展的趨勢，有利于及時控制病原菌的傳播及制定有效的防治策略。近年來，分子檢測技術從最初的普通PCR發展到熒光定量PCR[65]，然而，分子檢測技術特別是熒光定量PCR技術對引物靈敏度和精確度的要求比常規PCR更高。目前，基于新靶標序列建立的檢測體系為病原菌的檢測應用提供了理論依據和方向。例如，用來檢測大豆枯萎病的甾醇14α-去甲基化酶基因（Sterol 14α-de-methylase，CYP51C）的特異序列，相比rDNA-ITS、β-tubulin序列，更加快速、高靈敏度、穩定[66]。因此，利用高度保守的基因序列作為分子檢測的新靶標建立根腫菌的快速檢測體系，可以為持續高效控制根腫病提供可靠且準確的鑒定方法。

5.2加深對根腫菌分子致病機理的研究

由于根腫菌全基因組信息不足，遺傳轉化困難，因此分子致病機理研究進展十分緩慢。近年來，國外對根腫菌致病機制的研究取得了很大的進展。根腫菌遺傳轉化體系的建立，進一步加深了對根腫菌致病分子機制的理解，極大地促進了根腫病致病系統中多領域的研究。目前運用分子生物學手段鑒定致病相關基因已經越來越方便，例如SSH技術、Dot-blot 技術、DNA芯片技術、雙向電泳技術等。Feng等研究表明根腫病菌存在初級侵染和次級侵染2種不同的侵染機制[41]。因此，研究侵染過程各階段重要基因的功能，可為藥劑研發提供潛在的分子靶標，為篩選新的抗源和制定新的控制策略提供重要的指導意義。

5.3生物防治是未來防治的一大趨勢

根腫病的防治一直是國內外研究的重點和熱點。目前，防治根腫病的措施很多，其中化學防治和種植抗病品種是防治根腫病的重要手段。但是，由于該病原菌生理小種的多樣性和易變性，導致抗病品種推廣數年后易失去抗性，而目前化學藥劑防效不佳，同時長期大量使用化學農藥增加了十字花科作物體內有毒物質的積累和殘留，給人類健康帶來危害。利用生物防治不僅避免了這一系列問題，而且安全、有效，在植物病害防治中已經成為一種十分重要且有效的措施。然而，生物防治也有一定的局限性，如容易受到環境因素的影響，作用效果不如化學防治明顯。因此，應不斷加深生防菌生防機制的研究，提高生防菌的生防效果和穩定性，為生物防治帶來新的契機和應用前景。

參考文獻：

[1]Dixon G R. Plasmodiophora brassicae（Clubroot）：A plant pathogen that alters host growth and productivity[J]. Journal of Plant Growth Regulation，2009，28（3）：193.

[2]王靖，黃云，李小蘭，等. 十字花科根腫病研究進展[J]. 植物保護，2012，37（6）：153-158.

[3]李金萍，柴阿麗，孫日飛，等. 十字花科蔬菜根腫病研究新進展[J]. 中國蔬菜，2012（8）：1-4.

[4]Woronin M. Plasmodiophora brassicae，Urheber der Kohlpflanzen Hernie[M]. Jahrb Wiss Bot，1878.

[5]Hawksworth D L，Kirk P M，Sutton B C，et al. Ainsworth and Bisbys Dictionary of the fungi[M]. Kew：Common Wealth Mycological Institute，1995.

[6]Alexopoulos C J，Mims C W. Introductary Mycology[M]. Toronto：John Wiley & Sons，1979，3nd.

[7]Neuhauser S，Kirchmair M，Gleason F H. The ecological potentials of Phytomyxea （“plasmodiophorids”） in aquatic food webs[J]. Hydrobiologia，2011，659（1）：23-35.

[8]黃云，馬淑青，李曉琴，等. 油菜根腫病菌的形態和休眠孢子的生物學特性[J]. 中國農業科學，2007，40（7）：1388-1394.

[9]肖崇剛，郭向華. 甘藍根腫病菌的生物學特性研究[J]. 菌物學報，2002，21（4）：597-603.

[10]楊文強. 小白菜根腫病發生規律、發病條件及病菌生物學特性研究[D]. 雅安：四川農業大學，2009.

[11]Ayers G W. Studies on the life history of the club root organism，Plasmodiophora brassicae[J]. Canadian Journal of Research，1944，22（4）：143-149.

[12]Kageyama K，Asano T. Life cycle of Plasmodiophora brassicae[J]. Journal of Plant Growth Regulation，2009，28（3）：203-211.

[13]呂理燊. 十字花科蔬菜根腫病[J]. 云南農業大學學報，2002，17（2）：134-136.

[14]Wellman F L. Clubroot of crucifers[M]. Washington：U S Dept of Agriculture，1930.

[15]McDonald M R，Westerveld S M. Temperature prior to harvest influences the incidence and severity of clubroot on two Asian Brassica vegetables[J]. HortScience，2008，43（5）：1509-1513.

[16]Buczacki S T，Ockendon J G，Freeman G H. An analysis of some effects of light and soil temperature on clubroot disease[J]. Annals of Applied Biology，1978，88（2）：229-238.

[17]Sharma K，Gossen B D，McDonald M R. Effect of temperature on primary infection by Plasmodiophora brassicae and initiation of clubroot symptoms[J]. Plant Pathology，2011，60（5）：830-838.

[18]Sharma K，Gossen B D，McDonald M R. Effect of temperature on cortical infection by Plasmodiophora brassicae and clubroot severity[J]. Phytopathology，2011，101（12）：1424-1432.

[19]劉勇，羅一帆，黃小琴，等. 蕓薹根腫菌生理小種鑒別方法研究進展[J]. 中國油料作物學報，2011，33（4）：420-426.

[20]Williams P H. A system for the determination of races of Plasmodiophora brassicae that infect cabbage and rutabaga[J]. Phytopathology，1966，56（6）：624-626.

[21]Buczacki S T，Toxopeus H，Mattusch P，et al. Study of physiologic specialization in Plasmodiophora brassicae：Proposals for attempted rationalization through an international approach[J]. Transactions of the British Mycological Society，1975，65（2）：295-303.

[22]Somé A，Manzanares M J，Laurens F，et al. Variation for virulence on Brassica napus L. amongst Plasmodiophora brassicae collections from France and derived single-spore isolates[J]. Plant Pathology，1996，45（3）：432-439.

[23]Kuginuki Y，Yoshikawa H，Hirai M. Variation in virulence of Plasmodiophora brassicae in Japan tested with clubroot-resistant cultivars of Chinese cabbage （Brassica rapa L. ssp. pekinensis）[J]. European Journal of Plant Pathology，1999，105（4）：327-332.

[24]苗則彥，白元俊，李穎，等. 十字花科根腫病菌（Plasmodiophora brassicae）致病力分化研究方法[J]. 東北農業大學學報，2013，44（1）：143-148.

[25]Ito S，Maehara T，Maruno E，et al. Development of a PCR-based assay for the detection of Plasmodiophora brassicae in soil[J]. Journal of phytopathology，1999，147（2）：83-88.

[26]Manzanares-Dauleux M，Divaret I，Baron F，et al. Assessment of biological and molecular variability between and within field isolates of Plasmodiophora brassicae[J]. Plant Pathology，2001，50（2）：165-173.

[27]Cao T，Tewari J，Strelkov S E. Molecular detection of Plasmodiophora brassicae，causal agent of clubroot of crucifers，in plant and soil[J]. Plant Disease，2007，91（1）：80-87.

[28]Wallenhammar A-C，Arwidsson O. Detection of Plasmodiophora brassicae by PCR in naturally infested soils[J]. European Journal of Plant Pathology，2001，107（3）：313-321.

[29]Sundelin T，Christensen C B，Larsen J，et al. In planta quantification of Plasmodiophora brassicae using signature fatty acids and real-time PCR[J]. Plant Disease，2010，94（4）：432-438.

[30]Wallenhammar A-C，Almquist C，Sderstrm M，et al. In-field distribution of Plasmodiophora brassicae measured using quantitative real-time PCR[J]. Plant Pathology，2012，61（1）：16-28.

[31]楊佩文，李家瑞，楊勤忠，等. 根腫病菌核糖體基因 ITS 區段的克隆測序及其在檢測中的應用[J]. 云南農業大學學報，2003，18（3）：228-233.

[32]尹全，宋君，劉勇，等. 土壤根腫病菌休眠孢子PCR快速檢測方法的建立[J]. 西南農業學報，2010，23（2）：390-392.

[33]Li J P，L Y，Shi Y X，Xie X W，et al. Development of a real-time PCR assay for Plasmodiophora brassicae and its detection in soil samples[J]. Journal of Integrative Agriculture，2013，12（10）：1799-1806.

[34]Bulman S，Ridgway H J，Eady C，et al. Intron-rich gene structure in the intracellular plant parasite Plasmodiophora brassicae[J]. Protist，2007，158（4）：423-433.

[35]Hwang S F，Strelkov S E，Feng J，et al. Plasmodiophora brassicae：a review of an emerging pathogen of the Canadian canola （Brassica napus） crop[J]. Molecular Plant Pathology，2012，13（2）：105-113.

[36]Ito S，Ichinose H，Yanagi C，et al. Identification of an in planta-induced mRNA of Plasmodiophora brassicae[J]. Journal of Phytopathology，1999，147（2）：79-82.

[37]Brodmann D，Schuller A，Ludwig-Müller J，et al. Induction of trehalase in Arabidopsis plants infected with the trehalose-producing pathogen Plasmodiophora brassicae[J]. Molecular Plant-Microbe Interactions，2002，15（7）：693-700.

[38]Ando S，Yamada T，Asano T，et al. Molecular cloning of PbSTKL1 gene from Plasmodiophora brassicae expressed during clubroot development[J]. Journal of Phytopathology，2006，154（3）：185-189.

[39]Siemens J，Graf H，Bulman S，et al. Monitoring expression of selected Plasmodiophora brassicae genes during clubroot development in Arabidopsis thaliana[J]. Plant Pathology，2009，58（1）：130-136.

[40]Feng J，Hwang R，Hwang S F，et al. Molecular characterization of a serine protease Pro1 from Plasmodiophora brassicae that stimulates resting spore germination[J]. Molecular Plant Pathology，2010，11（4）：503-512.

[41]Feng J，Hwang S-F，Strelkov S E. Assessment of gene expression profiles in primary and secondary zoospores of Plasmodiophora brassicae by dot blot and real-time PCR[J]. Microbiological Research，2013.

[42]Feng J，Hwang S F，Strelkov S E. Genetic transformation of the obligate parasite Plasmodiophora brassicae[J]. Phytopathology，2013，103（10）：1052-1057.

[43]Voorrips R E，Jongerius M C，Kanne H J. Mapping of two genes for resistance to clubroot（Plasmodiophora brassicae） in a population of doubled haploid lines of Brassica oleracea by means of RFLP and AFLP markers[J]. Theoretical and Applied Genetics，1997，94（1）：75-82.

[44]Manzanares-Dauleux M J，Delourme R，Baron F，et al. Mapping of one major gene and of QTLs involved in resistance to clubroot in Brassica napus[J]. Theoretical and Applied Genetics，2000，101：885-891.

[45]Rashid A，Ahmed H U，Xiao Q，et al. Effects of root exudates and pH on Plasmodiophora brassicae resting spore germination and infection of canola（Brassica napus L.） root hairs[J]. Crop Protection，2013，48：16-23.

[46]Niwa R，Kumei T，Nomura Y，et al. Increase in soil pH due to Ca-rich organic matter application causes suppression of the clubroot disease of crucifers[J]. Soil Biology and Biochemistry，2007，39（3）：778-785.

[47]Murakami H，Tsushima S，Kuroyanagi Y，et al. Reduction of resting spore density of Plasmodiophora brassicae and clubroot disease severity by liming[J]. Soil Science and Plant Nutrition，2002，48（5）：685-691.

[48]Webster M A，Dixon G R. Boron，pH and inoculum concentration influencing colonization by Plasmodiophora brassicae[J]. Mycological Research，1991，95（1）：74-79.

[49]Yamada M，Asandhi A A，Purwati E. Control of cabbage clubroot disease by employing one-year crop rotations with three vegetable combinations in the West Java highlands of Indonesia[J]. JIRCAS Working Report，2004，43：15-184.

[50]Strelkov S E，Hwang S，Howard R J，et al. Progress towards the sustainable management of clubroot（Plasmodiophora brassicae）of canola on the Canadian prairies[J]. Prairie Soils and Crops，2011，4：114-121.

[51]Kowata-Dresch L S，May-De Mio L L. Clubroot management of highly infested soils[J]. Crop Protection，2012，35：47-52.

[52]張日波. 成都市十字花科根腫病調查及藥劑防治篩選[D]. 成都：四川農業大學，2010.

[53]孫道旺，楊家鸞，楊明英，等. 75% 達科寧防治白菜根腫病產量損失測定及殘留分析[J]. 西南農業學報，2004，17（2）：189-191.

[54]李妍，謝學文，石延霞，等. 防治白菜根腫病的藥劑篩選[J]. 農藥學學報，2010，12（1）：93-96.

[55]Arie T，Kobayashi Y，Okada G，et al. Control of soilborne clubroot disease of cruciferous plants by epoxydon from Phoma glomerata[J]. Plant Pathology，1998，47：743-748.

[56]Cheah L H，Veerakone S，Kent G. Biological control of clubroot on cauliflower with Trichoderma and Streptomyces spp.[J]. Organics and Biocontrol，2000，53：18-21.

[57]Jschke D，Dugassa-Gobena D，Karlovsky P，et al. Suppression of clubroot（Plasmodiophora brassicae） development in Arabidopsis thaliana by the endophytic fungus Acremonium alternatum[J]. Plant Pathology，2010，59（1）：100-111.

[58]Peng G，McGregor L，Lahlali R，et al. Potential biological control of clubroot on canola and crucifer vegetable crops[J]. Plant Pathology，2011，60（3）：566-574.

[59]Narisawa K，Tokumasu S，Hashiba T. Suppression of clubroot formation in Chinese cabbage by the root endophytic fungus，Heteroconium chaetospira[J]. Plant Pathology，1998，47（2）：206-210.

[60]Lahlali R，Peng G，McGregor L，et al. Mechanisms of the biofungicide Serenade （Bacillus subtilis QST713） in suppressing clubroot[J]. Biocontrol Science and Technology，2011，21（11）：1351-1362.

[61]何月秋，熊國如，范成明. 防治十字花科根腫病的生物制劑及其應用：中國，200810058919.0[P]. 2008-09-12.

[62]Lee S O，Choi G J，Choi Y H，et al. Isolation and characterization of endophytic actinomycetes from Chinese cabbage roots as antagonists to Plasmodiophora brassicae[J]. Journal of Microbiology and Biotechnology，2008，18（11）：1741-6.

[63]王靖，黃云，張艷，等. 油菜根腫病菌拮抗微生物的篩選及其防治效果測定[J]. 中國油料作物學報，2011，33（2）：169-174.

[64]孫良菲，任佐華，彭沙莎，等. 白菜根腫病菌拮抗微生物的篩選及防治效果評價[J]. 湖南農業科學，2013（1）：84-87.

[65]Rennie D C，Manolii V P，Cao T，et al. Direct evidence of surface infestation of seeds and tubers by Plasmodiophora brassicae and quantification of spore loads[J]. Plant Pathology，2011，60（5）：811-819.

[66]王健生，王佳妹，李瀟，等. 尖鐮孢菌（Fusarium oxysporum）的快速分子檢測[J]. 植物病理學報，2013，43（3）：318-322.

[56]Cheah L H，Veerakone S，Kent G. Biological control of clubroot on cauliflower with Trichoderma and Streptomyces spp.[J]. Organics and Biocontrol，2000，53：18-21.

[57]Jschke D，Dugassa-Gobena D，Karlovsky P，et al. Suppression of clubroot（Plasmodiophora brassicae） development in Arabidopsis thaliana by the endophytic fungus Acremonium alternatum[J]. Plant Pathology，2010，59（1）：100-111.

[58]Peng G，McGregor L，Lahlali R，et al. Potential biological control of clubroot on canola and crucifer vegetable crops[J]. Plant Pathology，2011，60（3）：566-574.

[59]Narisawa K，Tokumasu S，Hashiba T. Suppression of clubroot formation in Chinese cabbage by the root endophytic fungus，Heteroconium chaetospira[J]. Plant Pathology，1998，47（2）：206-210.

[60]Lahlali R，Peng G，McGregor L，et al. Mechanisms of the biofungicide Serenade （Bacillus subtilis QST713） in suppressing clubroot[J]. Biocontrol Science and Technology，2011，21（11）：1351-1362.

[61]何月秋，熊國如，范成明. 防治十字花科根腫病的生物制劑及其應用：中國，200810058919.0[P]. 2008-09-12.

[62]Lee S O，Choi G J，Choi Y H，et al. Isolation and characterization of endophytic actinomycetes from Chinese cabbage roots as antagonists to Plasmodiophora brassicae[J]. Journal of Microbiology and Biotechnology，2008，18（11）：1741-6.

[63]王靖，黃云，張艷，等. 油菜根腫病菌拮抗微生物的篩選及其防治效果測定[J]. 中國油料作物學報，2011，33（2）：169-174.

[64]孫良菲，任佐華，彭沙莎，等. 白菜根腫病菌拮抗微生物的篩選及防治效果評價[J]. 湖南農業科學，2013（1）：84-87.

[65]Rennie D C，Manolii V P，Cao T，et al. Direct evidence of surface infestation of seeds and tubers by Plasmodiophora brassicae and quantification of spore loads[J]. Plant Pathology，2011，60（5）：811-819.

[66]王健生，王佳妹，李瀟，等. 尖鐮孢菌（Fusarium oxysporum）的快速分子檢測[J]. 植物病理學報，2013，43（3）：318-322.

[56]Cheah L H，Veerakone S，Kent G. Biological control of clubroot on cauliflower with Trichoderma and Streptomyces spp.[J]. Organics and Biocontrol，2000，53：18-21.

[57]Jschke D，Dugassa-Gobena D，Karlovsky P，et al. Suppression of clubroot（Plasmodiophora brassicae） development in Arabidopsis thaliana by the endophytic fungus Acremonium alternatum[J]. Plant Pathology，2010，59（1）：100-111.

[58]Peng G，McGregor L，Lahlali R，et al. Potential biological control of clubroot on canola and crucifer vegetable crops[J]. Plant Pathology，2011，60（3）：566-574.

[59]Narisawa K，Tokumasu S，Hashiba T. Suppression of clubroot formation in Chinese cabbage by the root endophytic fungus，Heteroconium chaetospira[J]. Plant Pathology，1998，47（2）：206-210.

[60]Lahlali R，Peng G，McGregor L，et al. Mechanisms of the biofungicide Serenade （Bacillus subtilis QST713） in suppressing clubroot[J]. Biocontrol Science and Technology，2011，21（11）：1351-1362.

[61]何月秋，熊國如，范成明. 防治十字花科根腫病的生物制劑及其應用：中國，200810058919.0[P]. 2008-09-12.

[62]Lee S O，Choi G J，Choi Y H，et al. Isolation and characterization of endophytic actinomycetes from Chinese cabbage roots as antagonists to Plasmodiophora brassicae[J]. Journal of Microbiology and Biotechnology，2008，18（11）：1741-6.

[63]王靖，黃云，張艷，等. 油菜根腫病菌拮抗微生物的篩選及其防治效果測定[J]. 中國油料作物學報，2011，33（2）：169-174.

[64]孫良菲，任佐華，彭沙莎，等. 白菜根腫病菌拮抗微生物的篩選及防治效果評價[J]. 湖南農業科學，2013（1）：84-87.

[65]Rennie D C，Manolii V P，Cao T，et al. Direct evidence of surface infestation of seeds and tubers by Plasmodiophora brassicae and quantification of spore loads[J]. Plant Pathology，2011，60（5）：811-819.

[66]王健生，王佳妹，李瀟，等. 尖鐮孢菌（Fusarium oxysporum）的快速分子檢測[J]. 植物病理學報，2013，43（3）：318-322.