紫馬鈴薯花色苷提取工藝優化及穩定性、抗氧化活性分析

張馨月，趙思毅，吳明陽，李 益，高 濤，王新惠,3，劉 洋,*

（1.成都大學食品與生物工程學院，四川成都 610106；2.達州市農業科學研究院，四川達州 635000；3.成都農業科技中心，四川成都 610213）

紫馬鈴薯起源于安第斯山脈，近年來引入中國[1]，由于富含花色苷活性物質使其呈現出紫皮紫瓤[2]。紫馬鈴薯花色苷（Purple-fleshed potatoes anthocyanins，PPA）作為食品天然活性物質，是一種水溶性天然色素[3]，以糖苷鍵與多糖結合而成[4]，廣泛應用于功能膳食開發中[5]。研究表明，花色苷不僅可以賦予食品誘人的色澤，在維持身體健康方面也發揮著重要作用，例如抗炎、調節血壓、降血糖血脂等，有助于多種疾病的預防[6-7]。目前人們對天然活性物質的需求日益增長，紫馬鈴薯花色苷可作為良好的天然食品色素來源[8]。但由于花色苷在加工提取過程中極其不穩定，容易受到提取環境的影響，因此，如何高效地提取花色苷成為該產業所面臨的重要問題。

目前在國內外研究中，紫馬鈴薯花色苷的主要提取方法為常規溶劑浸提（Conventional solvent extraction，CSE），通常采用水浴加熱與乙醇溶劑進行提取[9]。隨著食品加工技術發展，更加有效的加工輔助技術開始運用于花色苷的提取，例如超聲輔助提取（Ultrasonic assisted extraction，UAE）、微波輔助提取（Microwave assisted solvent extraction，MSE）、酶法和脈沖電場法等。這些新型加工技術可以有效地破壞細胞壁膜，縮短提取時間，提高花色苷含量[10]。如Xu 等[11]通過響應面優化PPA 微波提取條件，在微波功率700 W，料液比15:1，酸化乙醇溶液（0.3%HCl）條件下，得到紫馬鈴薯花色苷含量為74.66 mg/100 g。Zhu 等[12]通過采用58%乙醇溶劑（pH2.5），在超聲時間為40 min 條件下提取PPA，得到花色苷含量93.52 mg/100 g。但由于常規提取溶劑易揮發導致提取物不穩定不利于產品開發。同時不同提取溶劑也會影響花色苷得率、成分結構以及生物活性[13]。因此，提取溶劑對花色苷功能活性及生產應用具有很大影響。低共熔溶劑提取法（Deep eutectic solvent，DES）作為當前的熱點研究，通過制備新一代綠色環保高效低共熔混合物[14]，由氫受體與供體通過氫鍵相互作用，其具有不易揮發、環保和易制備等優點[15]，其不僅綠色環保，還能提高花色苷的生物利用度[16-17]。如Da Silva 等[18]構建三元低共熔溶劑氯化膽堿/丙三醇/檸檬酸（1:4:1）進行提取，使得藍莓酚類化合物提取量達76%。目前關于紫馬鈴薯花色苷低共熔溶劑提取研究，以及不同提取方法對PPA 生物利用度對比研究較少。

因此，本研究以紫馬鈴薯總花色苷含量為指標，比較不同紫馬鈴薯干燥方式、不同提取溶劑、不同輔助技術對其影響。為紫馬鈴薯產業實際生產加工提供理論依據。并對所得最大花色苷含量工藝進行響應面優化，確定紫馬鈴薯花色苷提取的最佳工藝條件。同時在相同提取條件下，比較不同溶劑對于紫馬鈴薯花色苷提取物穩定性和抗氧化活性的影響，以此擴展紫馬鈴薯花色苷在食品、化妝品和醫藥行業的應用。

1 材料與方法

1.1 材料與儀器

紫馬鈴薯 西藏凌云生物科技開發有限公司提供；DL-蘋果酸、乳酸、無水甜菜堿 上海葉源生物科技有限公司；無水檸檬酸、無水葡萄糖、丙三醇天津市津東天正精細化學試劑廠；2,2'-聯氮-雙-3-乙基苯并噻唑啉-6-磺酸（ABTS）、2,2-聯苯基-1-苦基肼基（DPPH）上海市麥克林生物科技有限公司；過硫酸鉀、三氯化鐵等其他常見試劑均為分析純。

TGL-22S 高速冷凍離心機 四川蜀科儀器有限公司；MKX-H1C1A 實驗室微波爐 青島麥克威微波創新科技有限公司；DF-101S 集熱式恒溫加熱磁力攪拌器 上海力辰儀器有限公司；UV-2700 紫外可見光分光度計 日本島津有限公司；PHS-3E 型pH 計 上海儀電科學儀器股份有限公司；Multiskan FC 全波長酶標儀 賽默飛世爾科技公司；DV-III 型粘度計 美國博勒飛有限公司；101 型電熱鼓風干燥箱 北京科偉永興儀器有限公司；L3.5AB 柜式熱泵干燥機 成都一恒科技有限公司；Lab-1A-80 真空冷凍干燥機 北京博醫康實驗儀器有限公司。

1.2 實驗方法

1.2.1 樣品前處理 取無腐爛、無破損的新鮮紫馬鈴薯、洗凈去皮，切成約0.5 cm 片狀。將預處理后的紫馬鈴薯切片均勻平鋪在樣品盤上，分別用熱風干燥（Hot air drying，HAD）、熱泵干燥（Heat pump drying，HPD）設備在40 ℃下干燥樣品，隔2 h 取出紫馬鈴薯切片樣品稱重，直至干燥恒重[19]。同時，將紫馬鈴薯切片于-80 ℃下預凍，使用真空冷凍干燥（Vacuum freeze drying，VFD）設備干燥36 h 至恒重。上述不同干燥方式制得樣品，采用液氮研磨粉碎過100 目篩。得到三種不同制備方法的紫馬鈴薯凍干粉末，并于4 ℃、干燥、封閉環境下避光儲存。

1.2.2 比較不同處理方式對紫馬鈴薯花色苷含量的影響

1.2.2.1 干燥方式對PPA 含量的影響 將紫馬鈴薯熱風干燥粉末、紫馬鈴薯熱泵干燥粉末、紫馬鈴薯冷凍干燥粉末作為提取原料。定量稱取不同干燥方式制備所得紫馬鈴薯粉于離心管中，采用崔倩[20]的方法，稍加修改。根據1:40（g/mL）的料液比，加入70%的乙醇溶劑，在40 ℃恒溫提取60 min，冷卻至室溫后離心10 min（8000 r/min）。測定上清液中PPA 的含量。以花色苷含量為指標，選擇最佳的紫馬鈴薯干燥方法。

1.2.2.2 不同提取方法對PPA 含量的影響 選擇最佳的紫馬鈴薯干燥方式，采用不同方法提取紫馬鈴薯花色苷。CSE：根據1.2.2.1 中方法進行。UAE：采用于雅靜等[21]的方法，稍加修改；按照1:45（g/mL）的料液比加入70%乙醇溶液。在30 ℃的初始超聲溫度條件下，超聲功率80 W 超聲提取20 min，冷卻至室溫后10000 r/min 下離心10 min，取上清液，測定其中 PPA 的含量。MSE：采用韓東等[22]的方法，略有改動；根據 1:50（g/mL）的料液比，加入70%的乙醇溶劑，在微波功率700 W 下利用微波儀提取30 s，取出后冷卻至室溫后，離心10 min（10000 r/min）。測定PPA 含量。以PPA 含量為指標，選擇最佳的紫馬鈴薯花色苷提取方式。

1.2.3 DES 的制備及理化性質 由于甜菜堿是一種可進行生物降解且價格低無毒害的中性分子[23]，故由甜菜堿作為氫鍵受體，與氫鍵供體由不同種類的醇基、糖基和酸基組成。按照摩爾比準確稱量于錐形瓶中，在70 ℃水浴下進行磁力攪拌至形成無色透明的均勻液體，密封后置于室溫下保存備用[24]。DES的種類及摩爾比如表1 所示。

表1 五種低共熔溶劑種類及摩爾比Table 1 Five types of deep eutectic solvents and molar ratios

其中DES-1～DES-3 為基于有機酸所制備的酸性低共熔溶劑，DES-4 和DES-5 分別以丙三醇和葡萄糖作為醇基和糖基。在含水量為30%（質量分數）時，取所制備不同種類DES 溶劑25 mL，采用粘度計及pH 計，在室溫下測定粘度和pH，探究其理化性質。

1.2.4 DES 的選擇 按照1.2.2.2 中選出的最佳方法提取紫馬鈴薯花色苷。將DES 作為提取溶劑，以PPA 含量為指標，選擇最佳的DES。

1.2.5 單因素實驗設計 以最佳DES 為提取溶劑，紫馬鈴薯花色苷含量為評價指標，固定DES 溶劑摩爾比1:2，DES 溶劑含水量30%，料液比1:50，微波功率700 W，微波時間50 s 進行實驗。分別考察DES 的摩爾比（2:1、1:1、1:2、1:3、1:4）；DES 的含水量（10%、20%、30%、40%、50%）；料液比（1:30、1:40、1:50、1:60、1:70 g/mL）；微波功率（500、600、700、800、900 W）；微波時間（10、30、50、70、90 s）對花色苷含量的影響。

1.2.6 響應面優化試驗設計 根據單因素實驗結果，采用響應面試驗的方法優化微波輔助DES 提取紫馬鈴薯花色苷工藝，Box-Behnken 試驗設計見表2。采用Box-Behnken Design 設計4 因素3 水平的響應面工藝優化試驗方案，對紫馬鈴薯花色苷提取工藝參數進行優化。

表2 響應面試驗因素水平Table 2 Factors and levels of response surface methodology

1.2.7 總花色苷含量的測定 采用pH 示差法測定花色苷含量[25]。根據公式（1）計算花色苷含量，花色苷含量以紫馬鈴薯花色苷提取液中含有的矢車菊素-3-葡萄糖苷當量來表示。

式中：Mw—矢車菊素-3-葡萄糖苷的摩爾質量（449.2 g/moL）；A—花色苷吸光度，A=（A535pH1.0-A700pH1.0）-（A535pH4.5-A700pH4.5）；DF—稀釋倍數；V—提取液體積（mL）；ε—矢車菊素-3-葡萄糖苷的摩爾消光系數（26900 L/mol·cm）；L—比色皿寬度（cm）；Wt—樣品質量（g）。

1.2.8 PPA 穩定性評價指標 以紫馬鈴薯花色苷的保存率為評價指標，通過測定不同條件下花色苷含量變化，進行穩定性分析，PPA 保存率計算公式（2）如下：

式中：C1—保存后花色苷含量；C0—保存前花色苷含量。

1.2.9 紫馬鈴薯花色苷穩定性及生物活性的研究根據響應面優化所得最佳工藝條件下，分別采用不同提取溶劑：70%乙醇溶液（EtOH）以及最佳低共熔溶劑進行提取，對不同提取溶劑所得PPA 穩定性及抗氧化活性進行比較。

1.2.9.1 不同光照對PPA 穩定性的影響 分別取不同提取溶劑所得PPA 提取液樣品3 份各10 mL，分別置于避光、自然光和太陽光下放置共8 d，每隔1 d 進行測定，共平行測定8 次，測定其吸光度值并計算PPA 保存率。

1.2.9.2 不同溫度對PPA 穩定性的影響 分別取不同提取溶劑所得PPA 提取液樣品6 份各10 mL，分別于4、20、40、60、80、100 ℃放置共8 h，每隔1 h進行測定，共平行測定8 次，測定其吸光度值并計算PPA 保存率。

1.2.9.3 PPA 對DPPH 自由基清除能力測定 參考Wang 等[26]方法，稍加修改進行測定。首先取不同提取溶劑所得PPA 提取液，配制成不同梯度溶液（50、100、150、200、160、250、300 μg/mL）。將DPPH 試劑（0.5 mmol/L）分別與不同梯度樣品溶液1:1 混合處理。于35 ℃恒溫培養箱中，避光反應30 min。用酶標儀在517 nm 處測吸光度，記為樣品組A1；用無水乙醇代替DPPH 溶液，測得吸光度為對照組A2；用無水乙醇代替樣品為空白對照，測得吸光度為A3；按照公式計算DPPH 自由基清除率，D-異抗壞血酸VC配制成與PPA 溶液相同梯度溶液為陽性對照。

1.2.9.4 PPA 對ABTS+自由基清除能力測定 參考Meng 等[27]實驗方法，稍加修改測定。將7.4 mmol/L ABTS 溶液與4.5 mmol/L 過硫酸鉀溶液等比例混合，避光下反應12～16 h 制得ABTS 儲備液。再用無水乙醇稀釋ABTS 溶液，使其在734 nm 處的吸光值為0.700±0.02。取0.1 mL 樣品溶液（50～300 μg/mL）和3 mL 的ABTS 儲備液，混勻30 s 后，室溫下避光反應6 min，在734 nm 處用酶標儀測定吸光值為A1；用無水乙醇代替ABTS 工作液做樣品空白對照，測得吸光度為A2；用無水乙醇代替樣品溶液，測得吸光度為A0。按照公式計算ABTS+自由基清除率，VC為陽性對照。

1.2.9.5 PPA 對OH 自由基清除能力測定 參考Samsonowicz 等[28]的方法加以修改。按順序依次加入1 mL FeSO4溶液（9 mmol/L）、1 mL 水楊酸溶液（9 mmol/L），再加入適量PPA 提取液（50～300 μg/mL）和去離子水，最后加入1 mL H2O2溶液（8.8 mmol/L）混合，使反應體系總體積為15 mL。在37 ℃下避光反應30 min 后，在510 nm 下測定吸光度。OH 自由基清除能力按照公式計算，以VC作為陽性對照。式中A0為不加樣品的空白對照組吸光度；A1為樣品組吸光度；A2為不加顯色劑組的吸光度。

1.3 數據處理

采用Microsoft office excel 2019、Design expert 10.0.3 軟件進行數據處理；運用GraphPad Prism 9.0進行數據圖的繪制。

2 結果與分析

2.1 不同干燥方式和提取方法對紫馬鈴薯花色苷含量影響比較

為了評價不同干燥方式對紫馬鈴薯花色苷含量影響，在相同提取條件下，比較不同干燥方式HAD、HPD、VFD 對PPA 含量的影響。結果如圖1（A）所示，采用VFD 所得的紫馬鈴薯凍干粉提取花色苷，所得PPA 含量最高，為130.15±1.27 mg/100 g（P＜0.01）。這是由于PPA 結構不穩定，在高溫加熱情況下很容易發生降解。Martynenko 等[29]通過對藍莓進行熱處理，探究藍莓花色苷熱降解動力學變化，結果顯示花色苷對熱極為敏感，加熱過程中其含量顯著降低。而在VFD 整個干燥過程中紫馬鈴薯一直處于低溫真空的狀態，對于易降解的花色苷破壞較小，使其有效保留。比較不同提取方法CSE、MSE、UAE 對PPA 提取含量的影響。由圖1（B）可以看出，采用微波輔助提取紫馬鈴薯花色苷效果最佳。在微波輻射的作用下，花色苷細胞通過離子遷移引起分子運動[30]在內部快速產生熱能，導致細胞組織破裂，得到PPA 含量為154.65±3.10 mg/100 g（P＜0.01），且用時最短。

圖1 不同干燥方式（A）和提取方法（B）對PPA 含量影響Fig.1 Effect of different drying methods (A) and extraction methods (B) on the content of PPA

2.2 不同種類DES 對紫馬鈴薯花色苷含量的影響

2.2.1 DES 的選擇及理化性質 不同DES 體系對PPA 的含量影響也不同。從圖2（A）五種DES 理化性質圖可以看出，采用有機酸基所制備的DES 比醇基和糖基制備的DES 具有更低的pH，其中采用檸檬酸所制備的溶劑pH 最小，同時以葡萄糖制備的低共熔溶劑粘度最大。從圖2（B）可知，采用有機酸基所制備的DES 對PPA 的含量高于糖基和醇基制備的DES（P＜0.05）。這是由于在酸性條件下花色苷更穩定。同時羧基可以增強低共熔溶劑組分間氫鍵相互作用，從而提高提取含量[31]。因此，本研究選擇甜菜堿和檸檬酸所制備的DES-2 作為提取溶劑。

圖2 不同DES 溶劑的理化性質（A）和不同DES 溶劑對PPA 含量的影響（B）Fig.2 Physicochemical properties of different DES (A) and effect of different DES on the content of PPA (B)

2.2.2 不同提取溶劑比較 將純水、60%甲醇、70%乙醇溶液在1.2.2.2 三種不同提取方法下，比較不同提取溶劑對PPA 含量影響。同時，與最佳低共熔溶劑進行比較。結果如圖3 所示，可以看出三種不同提取方法下，DES-2 作為提取溶劑所得紫馬鈴薯花色苷含量高于其他溶劑，這與Bi 等[32]采用氯化膽堿-乳酸低共熔溶劑提取桑葚花色苷效果一致，花色苷提取含量顯著高于乙醇溶液。在微波輔助條件下，DES-2 提取PPA 含量最高為211.73±3.35 mg/100 g。同時所制得低共熔溶劑安全性高、揮發性低，綠色環保。

2.3 單因素實驗結果

2.3.1 DES 的摩爾比 本研究考察不同摩爾比對紫馬鈴薯花色苷含量的影響。如圖4（A）所示，當甜菜堿-檸檬酸體系摩爾比從2:1 到1:2 時，PPA 含量逐漸增高。但當摩爾比達到1:3 時，花色苷含量開始下降。這可能是由于氫鍵受體體系濃度不斷降低，導致與提取物之間的可結合的氫鍵數量不斷減少，從而導致含量降低[33]。因此，甜菜堿和檸檬酸所組成的最佳DES 摩爾比為1:2。

圖4 不同因素對紫馬鈴薯花色苷含量的影響Fig.4 Effect of different factors on PPA content

2.3.2 DES 的含水量 由于低共熔溶劑粘度偏大，一般需在制備過程中添加適量水以此降低粘度，提高傳質速率。本研究考察了不同含水量（10%、20%、30%、40%和 50%）的低共熔溶劑對PPA 含量的影響。如圖4（B）所示，當含水量為30%時溶劑體系結構變化不大，但其粘度降低、使得極性增強[34]，PPA含量最高為212.70±1.75 mg/100 g。但隨著含水量不斷增大，會造成氫鍵受體和氫鍵供體之間相互作用，從而導致DES 分子結構受到破壞，使得PPA含量下降[35]。因此，DES 的最佳含水量為30%。

2.3.3 料液比 由圖4（C）可知，隨著液料比的增加，紫馬鈴薯花色苷含量增加，當液料比超過1:50 后呈下降趨勢。可能是由于DES 溶劑的增加，增大PPA的傳質，使PPA 含量顯著增加（P＜0.05）。但隨著PPA在DES 溶劑中溶解達到飽和后，同時DES 體系粘度不斷增大，導致紫馬鈴薯花色苷含量下降。因此，最佳料液比為1:50。

2.3.4 微波功率 由圖4（D）可知，當微波功率從500 W 增加到800 W 時，PPA 含量不斷提高，但隨著微波功率繼續提高后，PPA 含量反而下降。這可能是由于當微波功率不斷升高，微波同時會產生較大的熱能，使得PPA 出現熱降解[36]。因此，選擇800 W為最佳微波功率。

2.3.5 微波時間 考察了不同微波時間（10、30、50、70、90 s）對PPA 含量的影響。由圖4（E）可知，微波時間為30 s 時，PPA 含量最高，但當微波時間不斷增加時，含量下降。這可能是由于短時微波就能使細胞壁裂解，PPA 溶出含量升高。但隨著微波時間的增加，由于機械效應，導致微波溫度大幅度升高，花色苷發生熱降解。因此，微波時間選擇為30 s。

2.4 微波輔助提取花色苷響應面優化試驗結果

2.4.1 響應面試驗結果及方差分析 為了確定最佳提取PPA 工藝條件，以微波時間、微波功率、DES 含水量、DES 摩爾比4 個因素作為主要影響因素，同時以紫馬鈴薯花色苷提取含量為響應值進行四因素三水平響應面試驗。響應曲面優化試驗設計與結果如表3 所示。

表3 響應曲面優化試驗設計與結果Table 3 Design and results of response surface experiment

設微波時間、微波功率、DES 含水量和DES 摩爾比分別為A、B、C、D，以PPA 含量為響應值進行多元回歸擬合，得到二次多項回歸方程：YPPA含量=227.59-3.37A-1.77B-3.47C+1.87D-4.43AB-2.58AC+0.42AD-15.58BC+0.044BD-3.62CD-17.1A2-13.92B2-14.53C2-10.54D2。回歸方程方差分析結果見表4。

表4 PPA 含量模型及回歸系數的回歸分析結果Table 4 Results of regression analysis of PPA content model and regression coefficients

由表4 可知，該模型差異極顯著（P＜0.0001），決定系數R2為0.9853，說明模型擬合程度優良，能較為直觀地擬合試驗結果。失擬項不顯著（P＞0.05），說明模型誤差較小，校正決定系數R2Adj為0.9706，說明模型的相關性和解釋度都很好，可以用此模型進行理論分析和預測。分析各因素對PPA 含量的影響可知，一次項微波時間、DES 含水量對PPA 含量影響極顯著（P＜0.01），微波功率、DES 摩爾比對PPA 含量具有顯著影響（P＜0.05）。4 個影響因素中，對PPA 含量影響次序為C＞A＞D＞B，最大的為DES 含水量，其次為微波時間，而后為DES 摩爾比，影響最小的為微波功率。二次項A2、B2、C2、D2對PPA 含量的影響極顯著（P＜0.01），說明四個因素對PPA 含量具有非線性的影響。交互項BC、AB、CD 對PPA含量影響極顯著（P＜0.01），AC 對PPA 含量影響顯著（P＜0.05）。

2.4.2 提取工藝響應面分析與優化 通過3D 響應面圖可以較為直觀地反映出DES 含水量、DES 摩爾比、微波時間及微波功率變量交互作用對紫馬鈴薯花色苷含量的影響。根據3D 響應面形狀，曲面越陡，說明兩因素交互作用越顯著，此模型存在最大值穩定點，紫馬鈴薯花色苷含量的最大值出現在中間點[37]。

如圖5 所示，AB、AC、BC 和CD 的3D 響應面圖下方的等高線圖形呈較為扁的橢圓形與方差分析相吻合，交互作用顯著。隨著不同因素增加過程中，PPA 含量也呈先增加后降低的趨勢，符合方差分析結果。

圖5 紫馬鈴薯花色苷含量與各因素的交互作用3D響應面圖Fig.5 3D Response surface plots of the interaction between PPA content and various factors

2.4.3 最佳工藝條件的驗證實驗 以紫馬鈴薯花色苷含量最大值為優化目標，由Design-Expert 10.0.3軟件對試驗進行優化，得到預測PPA 含量為228.067 mg/100 g，四個因素的預測值分別為微波時間28.201 s、微波功率為802.912 W、DES 含水量28.594%、DES 摩爾比為1:2.111，為了確定該模型的準確性，采用優化后的參數進行驗證實驗，為方便操作，條件參數設為微波時間28.0 s、微波功率為800 W、DES 含水量28.6%、DES 摩爾比為1:2.1，該條件下重復實驗3 次，測得PPA 含量平均值為228.658±1.241 mg/100 g，較模型預測值差異不大，說明該模型優化得到的工藝參數可靠。同時與傳統浸提工藝（CES）相比，PPA 含量提高了56.92%（P＜0.01）。

2.5 不同提取溶劑對紫馬鈴薯花色苷生物活性的影響

2.5.1 環境條件對紫馬鈴薯花色苷穩定性影響 根據最佳工藝條件，采用70%乙醇溶液（EtOH）和最優低共熔溶劑體系：甜菜堿/檸檬酸（DES-2）對PPA 進行提取，探究不同提取溶劑對PPA 穩定性影響。光照條件對PPA 穩定性的影響見圖6A，可以看出在避光條件下儲存5 d 后，不同溶劑體系提取所得PPA均相對穩定，保存率維持在90%以上。自然光下PPA 提取液降解速率較慢，但采用EtOH 提取所得PPA 樣品下降趨勢高于DES-2。太陽光直射對PPA 保存率影響最大，長時間光照使不同溶劑提取所得PPA 都出現明顯降解。這與張海霞等[38]結論一致，研究認為長時間光照會導致花色苷炭骨架結構改變，導致花色苷降解，但短時間光照對花色苷影響不大。溫度條件對其穩定性的影響見圖6B，在不同溫度環境下，PPA 保存率與溫度呈反比。儲存在4、20 ℃時，DES 提取所得PPA 放置8 h 后保存率均在90%以上，但采用EtOH 提取所得PPA 在20 ℃條件下保存率降至86.04%。隨著溫度的提升PPA穩定性不斷降低，且采用EtOH 提取所得樣品保存率明顯低于DES-2 體系。其下降趨勢與Condurache等[39]的研究相似，以10 ℃的間隔80～130 ℃下加熱紫茄皮提取物，花青素總含量隨著溫度的升高而大幅度下降。以上分析可得DES 提取所得PPA 在不同光照、溫度環境條件下，穩定性均優于EtOH 體系，因此在食品加工貯藏過程中，紫馬鈴薯花色苷應保持在低溫避光條件下以提高穩定性，為PPA 實際應用加工條件選擇提供理論參考。

圖6 不同提取溶劑對紫馬鈴薯花色苷在不同環境條件下的影響Fig.6 Effects of different extraction solvents on PPA under different environmental conditions

2.5.2 紫馬鈴薯花色苷抗氧化活性研究 探究不同提取溶劑（EtOH/DES-2）對PPA 體外抗氧化活性的影響。從圖7A 中看出，不同溶劑提取所得PPA 清除DPPH 自由基能力與其濃度都呈正比關系，隨著濃度的增大而增強。但VC抗氧化能力稍強于PPA，當質量濃度為300 μg/mL 時，EtOH、DES-2 和VC的自由基清除能力分別為84.20%、92.12%和94.86%。從圖7B 可以看出當不同溶劑提取所得PPA 濃度從50 μg/mL 上升到300 μg/mL 時，DES-2 所得樣品對ABTS+自由基清除率從74.50%增加至92.08%，EtOH所得樣品對ABTS+自由基清除率從68.37%增加至88.61%，兩者均與濃度呈正比。如圖7C 所示，在不同溶劑提取所得PPA 樣品濃度為50 μg/mL 時，清除率均優于VC。當樣品濃度達到300 μg/mL 時，EtOH 和DES-2 溶劑提取所得樣品對羥自由基的清除率分別為60.25%和77.53%。通過計算得到不同樣品對自由基清除能力的IC50如表5 所示。因此可以得出，通過微波輔助DES-2 提取所得的PPA 抗氧化活性優于常規溶劑提取。

圖7 不同提取溶劑對紫馬鈴薯花色苷抗氧化活性影響Fig.7 Effects of different extraction solvents on antioxidant activity of PPA

表5 抗氧化能力IC50 值分析結果Table 5 Results of IC50 analysis of antioxidant capacity

3 結論

本研究通過比較花色苷含量，確定紫馬鈴薯干燥方式、花色苷提取方法以及溶劑的選擇。通過響應面優化微波輔助低共熔溶劑提取紫馬鈴薯花色苷工藝。在最優工藝條件下，與常規溶劑提取比較所得花色苷生物活性。該法通過甜菜堿/檸檬酸為氫鍵受體與供體制備酸性低共熔溶劑，在最優條件下所得紫馬鈴薯花色苷含量達228.658±1.241 mg/100 g。通過考察穩定性影響，同時與常規浸提相比，DES-2 提取所得紫馬鈴薯花色苷穩定性更好。在不同光照下對紫馬鈴薯花色苷影響最大為太陽光，避光情況下紫馬鈴薯花色苷保存率可達90%以上。隨著溫度的升高，紫馬鈴薯花色苷的降解速度明顯加快。抗氧化能力結果顯示，通過DES-2 提取所得花色苷的DPPH自由基清除能力IC50值為41.54 μg/mL，ABTS+自由基清除能力IC50值為11.30 μg/mL，OH 自由基清除能力IC50值為22.44 μg/mL，均強于通過常規溶劑提取。因此研究表明，溶劑選擇不僅對紫馬鈴薯花色苷含量產生影響，同時對紫馬鈴薯花色苷生物活性也會產生一定影響，本研究制備的低共熔溶劑可有效提升花色苷生物利用度，為后續花色苷產品的開發提供研究基礎。但目前的研究對花色苷的結構成分變化尚有不足，花色苷降解過程中結構的改變有待探究，在接下來的研究中，對采用不同溶劑方法提取所得花色苷進行組分鑒定及成分分析，為合理開發紫馬鈴薯花色苷資源提供科學依據。