抗草甘膦轉基因大豆對雄性生殖損傷小鼠體外受精作用的影響

蘆春斌，張 雁，陳博慧，林澤斌，仇平樂，劉 標

(1.暨南大學 發育與再生生物學系，廣東 廣州510632； 2.環境保護部 南京環境科學研究所，江蘇 南京 210042)

抗草甘膦轉基因大豆對雄性生殖損傷小鼠體外受精作用的影響

蘆春斌1，2，張 雁1，陳博慧1，林澤斌1，仇平樂1，劉 標2，*

(1.暨南大學 發育與再生生物學系，廣東 廣州510632； 2.環境保護部 南京環境科學研究所，江蘇 南京 210042)

用化療藥物環磷酰胺(CP)處理小鼠建立雄性生殖損傷模型，以抗草甘膦轉基因大豆飼料喂食30 d，進行體外受精實驗，檢測其受精率及2-細胞、4-細胞、8-細胞和囊胚的形成率和優胚率，評估轉基因大豆飼料對雄鼠生殖功能的潛在影響。實驗結果顯示，在CP處理導致的生殖損傷條件下，與非轉基因大豆喂食組相比，以抗草甘膦轉基因飼料喂食30 d對小鼠受精率，及其分裂形成的2-細胞、4-細胞、8-細胞和囊胚形成率和優胚率無顯著(P>0.05)影響，表明CP誘導的生殖損傷狀態下，抗草甘膦轉基因大豆飼料喂食30 d不會對雄性小鼠的生殖功能造成損傷。

轉基因大豆；小鼠；環磷酰胺(CP)；體外受精

抗草甘膦轉基因大豆(農達)是目前種植最多的轉基因作物，其攜帶編碼莽草酸羥基乙烯轉移酶(EPSPS)基因，能避免因草甘膦破壞植物中芳香族氨基酸合成而引起的死亡，從而賦予轉基因大豆抗除草劑的優良性狀，降低農業生產的成本，提高生產率[1-2]。從20世紀90年代開始，轉基因技術和轉基因農作物的推廣和應用已有二十年的歷史，目前國內外對轉基因作物的安全性評估包括短期(14～28 d)、長期(90 d至24個月)動物飼養實驗及多代(2～5代)實驗，所用的轉基因材料包括玉米、大豆、番茄、油菜籽、黑小麥等[3-4]，轉基因食品的安全性雖已得到充分驗證，但國內外大眾對其安全性還有很多質疑，而且隨著更多的轉基因植物被研究和推廣，對其安全評估還需要繼續進行。同時應該將更多生物科學新技術，如蛋白組學方法、轉錄組方法和技術，應用于轉基因安全性的評估。

現階段對轉基因作物的食用安全評估主要集中于各種模式動物的生長狀況、體重及器官的臟器系數、組織病理學、血液學、血液化學、神經功能性損傷等傳統領域[3-5]，采用的評估和檢測技術也較為傳統。Wang等[6]進行了90 d喂食轉Bt大米TT51安全研究，除了對雄性大鼠體重、食物攝取、血液化學的傳統性研究檢測之外，還對其精子參數、血清性激素含量、睪丸組織病理變化等生殖功能進行了初步的研究，沒有發現轉Bt大米TT51對雄性大鼠的生殖功能有不良影響。2014年Séralini等[7]和Malatesta等[8]研究發現，轉基因玉米和轉基因大豆90 d喂食能影響模式動物生長，有一定的肝腎毒性，且呈劑量依賴性，然而該結果很快被科學界和歐洲食品安全權威機構所否決，因為大量的研究已經表明轉基因作物不會對模式動物產生不良影響。Domingo[9]在2016年指出，轉基因大豆、玉米、大米和小麥等沒有潛在的毒性或不良影響，并更新了轉基因作物作為消費食品、飼料無潛在不利影響的信息。

精子在雄性睪丸、附睪中發育成熟，睪丸、附睪等對外界刺激包括化療等極為敏感，并且化療潛在的生殖毒理將會是長期的、不可逆轉的，因此精子的功能常用作生殖毒理評估的一項重要指標，無疑評估轉基因農產品或飼料對動物和人類生殖功能損傷作用是全面評估其安全性并推廣應用的先決條件。

環磷酰胺(cyclophosphamide，CP)是臨床上普遍使用的抗癌化療藥物，其用于腫瘤化療時會帶來一定的毒副作用，包括對運動系統、生殖系統等較為明顯的毒性作用[10]。雖然各種安全評估也已證明商品化的轉基因農作物及其產品不存在食用安全問題，但是迄今為止涉及的轉基因作物產品對化療已造成的生殖損傷人群的潛在作用，及后代的生殖功能可能的潛在影響還鮮有研究。故本實驗擬采用CP處理實驗動物以構建雄鼠生殖損傷模型，進一步探討喂食抗草甘膦轉基因大豆30 d是否對已構建生殖損傷模型小鼠的體外受精率，及其分裂形成的2-細胞、4-細胞、8-細胞和囊胚形成率和優胚率有不良影響或毒副作用，以評估轉基因食品的安全性。

1 材料與方法

1.1 實驗材料與試劑

雄性昆明小鼠(6～8周，SPF級)購自暨南大學醫學院動物中心，環磷酰胺(CP)購自江蘇恒瑞醫藥股份有限公司。

轉基因豆粕原料為本實驗室保存的孟山都公司的抗草甘膦轉基因大豆(GTS40-3-2)，選用的非轉基因豆粕為其親本品種(A5403)的豆粕。其中豆粕占動物飼料的含量為16%。動物飼料由廣東省實驗動物中心參照實驗動物合成飼料營養成分標準GB 14924.3—2001加工制成。轉基因飼料和非轉基因飼料中除大豆豆粕為轉基因豆粕和非轉基因豆粕外，其他成分均相同。

HTF溶液：參照《小鼠胚胎操作實驗手冊》進行配制[11]，配制好的HTF培養液放置于4 ℃保存，保存期為2 周。實驗開始前需放入37 ℃、5%CO2培養箱中過夜孵育。

PMSG(孕馬血清促性腺激素)：將10 mL 0.9%無菌生理鹽水加入至1 000單位(1 000 IU)PMSG粉末中，使其充分溶解，制備成100 IU·mL-1的PMSG儲備液，1 mL·只-1分裝至1.5 mL EP管中，-20 ℃儲存備用。

hCG(人絨毛膜促性腺激素)：將10 mL 0.9%無菌生理鹽水加入至1 000單位(1 000 IU)hCG粉末中，使其充分溶解，制備成100 IU·mL-1的hCG儲備液，1 mL·只-1分裝至1.5 mL EP管中，-20 ℃儲存備用。

1.2 實驗動物分組及處理

將40只5周雄性昆明小鼠用非轉基因飼料適應性喂養7 d后，隨機分為4組，每組10只小鼠。第一組在第一天一次性腹腔注射0.4 mL 0.9%生理鹽水，同時喂食非轉基因大豆飼料，即為CK組；第二組在第一天一次性腹腔注射0.4 mL 0.9%生理鹽水，同時喂食轉基因大豆飼料，即為GM組；第三組在第一天一次性腹腔注射0.4 mL環磷酰胺(200 mg·kg-1)，同時喂食非轉基因大豆飼料，即為CP-CK組；第四組在第一天一次性腹腔注射0.4 mL環磷酰胺(200 mg·kg-1)，同時喂食轉基因大豆飼料，即為CP-GM組。四組小鼠喂食至第30天，分別檢測雄性小鼠精子的體外受精能力。

動物飼養和喂食條件按國家實驗動物飼養標準進行，室內溫度(22±2)℃，室內濕度40%～70%，光照時間為12 h·d-1，動物自由取食飲水。

1.3 實驗方法

1.3.1 雄性小鼠生殖損傷模型建立

CP-CK組和CP-GM組小鼠在第一天一次性腹腔注射CP后，從第0天(CP注射當天)開始，每隔10 d對CP-CK組和CP-GM組小鼠的精子數量和精子存活率進行檢測，直至第40天。通過檢測小鼠的精子數量和精子存活率鑒定雄性小鼠生殖損傷模型的建立。精子數量和精子存活率檢測的方法參考《世界衛生組織人類精液檢查與處理實驗室手冊》[12]。

1.3.2 雌性昆明小鼠超排卵處理

已分組的雄性小鼠喂食至第30 d時，當天下午21：00對正常雌性小鼠注射10 IU PMSG促使雌鼠卵泡發育，48 h后注射10 IU hCG促使雌鼠超排卵。

1.3.3 雄性昆明小鼠精子收集及獲能

已處理的實驗雄鼠喂食至第30 d時頸椎脫臼處死，迅速摘取兩側附睪尾，放置至含有2 mL HTF培養液的60 mm培養皿中，在解剖顯微鏡下用細針扎破附睪尾中曲細精管，待精子流出后棄除附睪尾，于37 ℃ 5%CO2培養箱內孵育1 h使精子獲能。

1.3.4 體外受精實驗

將注射hCG后11～13 h的雌鼠經頸椎脫臼處死，取出卵子至HTF培養液滴中，于37 ℃ 5% CO2培養箱內孵育。同時將獲能的已計數濃度為(1～2)×106個·mL-1精子加入至含有卵子的HTF培養液中，此時小鼠的受精時間記為0 dpc(days postcoitum)。分別在0.5、1.5、2.5、3.5和4.5 dpc時觀察受精卵、2-細胞、4-細胞、8-細胞和囊胚的形成率和優胚率。

1.3.5 優胚率評估

優胚評估：根據早期胚胎形態學特征，如卵裂球均勻，周圍有無碎片，進行判斷。胚胎質量可分為4個等級：A級為優質胚胎，其細胞團均勻對稱，單個卵裂球(或細胞)的大小、顏色、密度一致，且透明帶光滑；B級為良好胚胎，其細胞團大小和形狀以及單個細胞的顏色和密度存在一定不規則性；C級為質量差的胚胎；D級為死亡或退化胚胎，沒有活力[11]。正常發育不同時期的優質胚胎如圖1中箭頭所示。

1.4 數據統計分析

2 結果與分析

2.1 雄性小鼠生殖損傷模型的建立

雄性小鼠經腹腔一次性注射單劑量的環磷酰胺(200 mg·kg-1)后，30 d內導致精子數量由0 d的 (540±22.91) 萬個·mL-1下降至 (283.33±53.46) 萬個·mL-1(下降約2倍)，精子存活率由0 d的(74.83±3.33)%下降至(43.17±4.04)%(下降了42.3%)(圖2)，說明腹腔一次性注射單劑量的環磷酰胺(200 mg·kg-1)能夠導致雄性小鼠精子質量包括精子數量和精子存活率下降，也進一步說明雄性小鼠生殖損傷模型構建成功。

2.2 抗草甘膦轉基因大豆對雄性小鼠體外受精作用形成率的影響

在正常生理條件下(腹腔注射生理鹽水對照組)，喂食非轉基因飼料30 d后，CK組小鼠的受精率為(87.86±1.16)%，2-細胞形成率為(81.80±2.27)%，4-細胞、8-細胞和囊胚的形成率分別為(66.43±2.34)%、(67.40±1.01)%和(50.23±0.75)%；喂食抗草甘膦轉基因飼料30 d后，GM組小鼠的受精率為(87.33±2.13)%、2-細胞形成率為(80.96±3.35)%，4-細胞、8-細胞和囊胚的形成率分別為(66.70±0.26)%、(66.40±0.80)%和(49.86±0.55)%。GM組的受精率、2-細胞、4-細胞、8-細胞和囊胚的形成率與CK組相比均無顯著性差異(P>0.05)(圖3)。

箭頭表示正常發育不同時期的胚胎。400×The arrow represents the normal development of different stage embryo. 400×a, 受精卵； b, 2-細胞； c, 4-細胞； d, 8-細胞； e, 囊胚a, Zygotes; b, 2-cell; c, 4-cell; d, 8-cell; e, Blastocysts圖1 小鼠體外受精中受精卵-囊胚圖Fig.1 The images of zygotes to blastocysts in vitro fertilization of mice

→表示環磷酰胺注射時間點→Represents the injection time of CP圖2 雄性小鼠生物損傷模型構建Fig.2 The model of reproductive-damaged male mice

當小鼠經腹腔注射200 mg·kg-1的CP 后，CP-GM組小鼠的受精率為(64.16±1.42)%，2-細胞形成率為(50.50±4.07)%，4-細胞、8-細胞和囊胚的形成率分別為(39.43±2.70)%、(32.16±3.20)%和(24.93±2.17)%。CP-CK組小鼠的受精率為(62.00±3.41)%，2-細胞形成率為(50.93±2.13)%，4-細胞、8-細胞和囊胚的形成率分別為(38.23±0.75)%、(33.53±1.00)%、(24.60±0.85)%(圖2)，與正常條件下GM組和CK組相比均具有極顯著性差異(P<0.01)，說明CP處理后能導致雄性小鼠生殖損傷，從而影響其體外受精作用。

然而在CP處理的精子功能損傷條件下，CP-CK和CP-GM組小鼠的受精卵、2-細胞、4-細胞、8-細胞和囊胚的形成率無顯著性差異(P>0.05)，進一步說明在精子功能損傷條件下，喂食抗草甘膦轉基因大豆不會對雄性小鼠的體外受精作用形成產生不良的影響(圖2)。

2.3 抗草甘膦轉基因大豆對雄性小鼠體外受精作用優胚率的影響

在正常生理條件下(腹腔注射生理鹽水對照組)，喂食非轉基因飼料30 d后，CK組小鼠的優質受精率為(85.63±1.91)%，2-細胞優質率為(94.90±1.95)%，4-細胞、8-細胞和囊胚的優質率分別為(95.60±1.11)%、(92.30±0.98)%和(90.86±0.41)%；喂食轉基因飼料30 d后，GM組小鼠的優質受精率為(88.26±0.90)%，2-細胞優質率為(93.83±3.02)%，4-細胞、8-細胞和囊胚的優質率分別為(95.60±1.15)%、(92.83±3.35)%和(89.20±1.00)%，GM組的優質受精率、2-細胞、4-細胞、8-細胞和囊胚的優質率與CK組相比均無顯著性差異(P>0.05)(圖4)。

在胚胎的同一發育階段，無相同大寫字母的組間差異極顯著(P<0.01)，有相同大寫字母的組間差異不顯著(P>0.05)。下同During the same development stage of embryo， bars with the different capital letters indicated statistically significant difference at P<0.01， and the bars with the same letters indicated no significant difference at P> 0.05， respectively. The same as below圖3 抗草甘膦轉基因大豆對雄性小鼠體外受精作用形成率的影響Fig.3 Effect of glyphosate-resistant transgenic soybean on formation rate of in vitro fertilization of male mice

當小鼠經腹腔注射200 mg·kg-1的 CP 后，CP-GM組小鼠受精卵優質率為(67.13±1.67)%，2-細胞優質率為(74.86±0.70)%，4-細胞、8-細胞和囊胚的優質率分別為(84.90±1.41)%、(76.73±1.66)%和(78.66±0.96)%。而CP-CK組小鼠受精卵優質率為(68.00±2.83)%，2-細胞優質率為(73.33±2.80)%，4-細胞、8-細胞和囊胚的優質率分別為(85.03±1.45)%、(75.36±1.15)%、(76.36±1.85)%(圖 4)，與正常條件下GM組和CK組相比均具有極顯著性差異(P<0.01)，說明CP處理后能導致雄性小鼠生殖損傷，從而影響其體外受精作用后優質胚胎的形成。

然而在CP處理的精子功能損傷條件下，CP-CK和CP-GM組小鼠的優質受精卵、2-細胞、4-細胞、8-細胞和囊胚的優質率均無顯著性差異(P>0.05)，進一步說明在精子功能損傷條件下，喂食抗草甘膦轉基因大豆不會對雄性小鼠的體外受精作用后的優胚率產生不良影響(圖4)。

在胚胎的同一發育階段，無相同大寫字母的組間差異極顯著(P<0.01)，有相同大寫字母的組間差異不顯著(P>0.05)During the same development stage of embryo， bars with the different capital letters indicate statistically significant difference at P<0.01， and the bars with the same letters indicate no significant difference at P> 0.05， respectively圖4 抗草甘膦轉基因大豆對雄性小鼠體外受精作用優胚率的影響Fig.4 Effects of glyphosate-resistant transgenic soybean on excellent embryo rate of in vitro fertilization of male mice

3 結論與討論

轉基因植物是將傳統植物經遺傳改造以賦予其抗除草劑、抗蟲等農學特征而研發出的[13]。現如今公眾更多的是關注轉基因食品是否存在潛在風險，例如過敏性，食物毒性，以及是否會導致抗生素抗性和環境污染[14]。Domingo[9]對過去6年轉基因安全的研究進行了系統性的總結，并得出：轉基因大豆、大米、玉米和小麥與其親本物種一樣具有安全可靠性。此外，Wang等[15]也對豆蔻黃素大豆(MON87708)進行了90 d亞慢性毒理學研究，結果表明轉基因大豆是安全的。

哺乳動物受精作用是一個極其復雜的過程，精卵受精結合以及受精卵在體內或體外的正常發育大部分取決于生殖細胞精子和卵子是否受到自身體內因素和外界環境因素的影響[16]。受精作用包括精子和卵子的發生和成熟、精子遷移以及精卵識別和融合。這一過程中任何一個階段受到影響，均能導致受精卵質量下降、受精卵與早期胚胎發育低下，甚至導致受精卵死亡或早期胚胎發育障礙[17]。近年來，關于轉基因大豆飼料對動物生殖影響的研究發現，在正常生理條件下喂食轉基因大豆30、60、90和120 d，對雄鼠生殖系統，如精子參數、精子染色體微核率等，均無不良影響。同時還評估了轉基因大豆對雄鼠運動能力、耐疲勞能力和耐缺氧能力的影響，結果表明喂食抗草甘膦轉基因大豆30 d對雄鼠運動能力無毒性效應[18]。

CP是一種能治療惡性腫瘤的細胞毒性烷化劑，廣泛用作抗腫瘤藥物和腫瘤化療，但其能靶向迅速分裂的細胞，通過形成共價DNA加合物而導致生殖系統損傷，尤其是睪丸組織[10，19-20]。實驗小鼠經腹腔注射CP 后，CK組和GM組小鼠的受精卵、2-細胞、4-細胞、8-細胞和囊胚的形成率分別下降，表明CP處理后能導致雄性小鼠生殖損傷，從而影響其體外受精作用。在CP處理的精子功能損傷條件下，CP-CK和CP-GM組小鼠的受精卵、2-細胞、4-細胞、8-細胞和囊胚的形成率無顯著性差異(P>0.05)，說明在病理條件下，喂食抗草甘膦轉基因大豆不會對雄性小鼠的體外受精作用形成產生不良的影響。進一步說明，抗草甘膦轉基因大豆對雄性小鼠的受精能力未產生不良影響。

胚胎質量是受精成功與否的主要預測因素之一。許多的研究表明，胚胎的形態學、植入與臨床妊娠率有很大的關系，質量差的胚胎雖具有成功懷孕的可能性，但其可能導致更高的自然流產、整體臨床妊娠率和存活率的下降[21-22]。實驗小鼠經腹腔注射CP 后，CK組和GM組小鼠的受精卵、2-細胞、4-細胞、8-細胞和囊胚的優質率分別下降，表明CP處理后能導致雄性小鼠生殖損傷，從而影響其體外受精作用后優質胚胎的形成。在CP處理的病理條件下，CP-CK和CP-GM組小鼠的受精卵、2-細胞、4-細胞、8-細胞和囊胚的優質率無顯著性差異(P>0.05)，說明在病理條件下，喂食抗草甘膦轉基因大豆不會對雄性小鼠體外受精作用后優質胚胎的形成產生不良影響。進一步說明，抗草甘膦轉基因大豆對雄性小鼠的受精能力未產生不良影響。

總之，本實驗通過模擬體內受精的環境來研究抗草甘膦轉基因大豆對CP誘導生殖損傷條件下雄性小鼠受精作用的影響，以評估抗草甘膦轉基因大豆的食用安全性，實驗結果證實，無論是正常生理條件或是CP誘導病理條件下，喂食30 d轉基因大豆與非轉基因大豆對雄鼠受精作用均無顯著性影響，表明抗草甘膦轉基因大豆和非轉基因大豆一樣安全，對受精作用沒有潛在的毒性作用。

[1] QIU J， HALES B F， ROBAIRE B. Effects of chronic low-dose cyclophosphamide exposure on the nuclei of rat spermatozoa [J].BiologyofReproduction， 1995， 52(1)：33-40.

[2] DANIELL H， DATTA R， VARMA S， et al. Containment of herbicide resistance through genetic engineering of the chloroplast genome [J].NatureBiotechnology， 1998， 16(4)：345-348.

[3] SNELL C， BERNHEIM A， BERGé J B， et al. Assessment of the health impact of GM plant diets in long-term and multigenerational animal feeding trials: a literature review [J].FoodandChemicalToxicology， 2012， 50(3)：1134-1148.

[4] RICROCH A E. Assessment of GE food safety using ‘-omics’ techniques and long-term animal feeding studies [J].NewBiotechnology， 2013， 30(4)：349-354.

[5] APPENZELLER L M， MALLEY L， MACKENZIE S A， et al. Subchronic feeding study with genetically modified stacked trait lepidopteran and coleopteran resistant (DAS-?15?7-1xDAS-59122-7) maize grain in Sprague-Dawley rats [J].FoodandChemicalToxicology， 2009， 47(7)：1512-1520.

[6] WANG E H， YU Z， HU J， et al. Effects of 90-day feeding of transgenic Bt rice TT51 on the reproductive system in male rats [J].FoodandChemicalToxicology， 2013， 62(12)：390-396.

[7] SéRALINI G E， CELLIER D， DE VENDOMOIS J S. New analysis of a rat feeding study with genetically modified maize reveals signs of hepatorenal toxicity [J].ArchivesofEnvironmentalContaminationandToxicology， 2007， 52(4)：596-602.

[8] MALATESTA M， CAPORALONI C， GAVAUDAN S， et al. Ultrastructural morphometrical and immunocytochemical analyses of hepatocyte nuclei from mice fed on genetically modified soybean [J].CellStructureandFunction. 2002， 27(4)：173-180.

[9] DOMINGO J L. Safety assessment of GM plants: An updated review of the scientific literature [J].FoodandChemicalToxicology， 2016， 95: 12-18.

[10] NAYAK G， HONGUNTIKAR S D， KALTHUR S G， et al. Ethanolic extract of Moringa oleifera Lam. leaves protect the pre-pubertal spermatogonial cells from cyclophosphamide-induced damage [J].JournalofEthnopharmacology， 2016， 182:101-109.

[11] NAGY A， GERTSENSTEIN M. 小鼠胚胎操作實驗手冊 [M]. 孫青原，陳大元，文端成，等，譯. 北京：化學工業出版社，2006.

[12] COOPER D T G， BJOMDAHL D L. 世界衛生組織人類精液檢查與處理實驗室手冊 [M]. 國家人口和計劃生育委員會科學技術研究所，中華醫學會男科學分會，中華醫學會生殖醫學分會精子庫管理學組，譯. 北京：世界衛生組織，人民衛生出版社，2010.

[13] DILL G M. Glyphosate-resistant crops: history， status and future [J].PestManagementScience， 2005， 61(3)：219-224.

[14] DOMINGO J L， BORDONABA J G. A literature review on the safety assessment of genetically modified plants [J].EnvironmentInternational， 2011， 37(4)：734-742.

[15] WANG X， HE X， ZOU S， et al. A subchronic feeding study of dicamba-tolerant soybean with thedmogene in Sprague-Dawley rats [J].RegulatoryToxicologyandPharmacology， 2016， 77: 134-142.

[16] LUCAS E. Epigenetic effects on the embryo as a result of periconceptional environment and assisted reproduction technology [J].ReproductiveBiomedicineOnline， 2013， 27(5)：477-485.

[17] OKABE M. The cell biology of mammalian fertilization [J].Development， 2013， 140(22)：4471-4479.

[18] 蘆春斌，林澤斌，張雁，等. 抗草甘膦轉基因大豆粕對雄鼠運動機能的影響 [J]. 浙江農業學報，2016， 28(7)：1115-1120. LU C B， LIN Z B， ZHANG Y， et al. Effects of glyphosate-resistant transgenic soybeans on physical enginery of male mice[J].ActaAgricultureZhejiangensis， 2016， 28(7)：1115-1120. (in Chinese with English abstract)

[19] CODRINGTON A M， HALES B F， ROBAIRE B. Spermiogenic germ cell phase-specific DNA damage following cyclophosphamide exposure [J].JournalofAndrology， 2004， 25(3)：354-362.

[20] ELANGOVAN N， CHIOU T J， TZENG W F， et al. Cyclophosphamide treatment causes impairment of sperm and its fertilizing ability in mice [J].Toxicology， 2006， 222(1)：60-70.

[21] MACKLON N S， BROSENS J J. The human endometrium as a sensor of embryo quality [J].BiologyofReproduction， 2014， 91(4)： 1-8.

[22] WINTNER E M， HERSHKO-KLEMENT A， TZADIKEVITCH K， et al. Does the transfer of a poor quality embryo together with a good quality embryo affect theinvitrofertilization (IVF) outcome？ [J].JournalofOvarianResearch， 2017， 10(1)：Article 2， 1-5. DOI 10.1186/S13048-016-0297-9.

(責任編輯 盧福莊)

Effects of glyphosate-resistant transgenic soybean oninvitrofertilization of male mice with reproductive damage

LU Chunbin1，2， ZHANG Yan1， CHEN Bohui1, LIN Zebin1， QIU Pingle1, LIU Biao2，*

(1.DepartmentofDevelopmental&RegenerativeBiology，Ji’nanUniversity，Guangzhou510632，China; 2.NanjingInstituteofEnvironmentalSciences，MinistryofEnvironmentalProtection，Nanjing210042，China)

To assess the effects of glyphosate-resistant transgenic soybean on reproductive function in mice with reproductive damage male mice were injected chemotherapeutical agent, cyclophosphamide (CP), to induced reproductive damage as model mice. The formation rate of zygotes, 2-cells, 4-cells, 8-cells as well as blastocysts and excellent embryo rate were evaluated in vitro fertilization after feeding with glyphosate-resistant soybean for 30 days. The results showed that no significant difference (P> 0.05) in the formation rate of zygotes, 2-cells, 4-cells, 8-cells, as well as blastocysts and excellent embryo rate were observed in cyclophosphamide (CP) treated reproductive-damaged mice fed with glyphosate-resistant soybean for 30 days， compared with the mice fed with traditional soybean. In conclusion， there was no adverse effect on the reproductive function in male mice after feeding with transgenic soybean for 30 days under CP induced pathologic conditions.

transgenic soybean; mice; cyclophosphamide (CP);invitrofertilization

10.3969/j.issn.1004-1524.2017.06.08

2017-03-12

轉基因生物新品種培育重大專項(2016ZX08012005)；環保公益性行業科研專項(201509044)

蘆春斌(1964—)，男，陜西西安人，博士，副研究員，主要從事轉基因植物疫苗和安全性研究。E-mail：tcblu@jnu.edu.cn

*通信作者，劉標，E-mail：liubiao@nies.org

S816.42；S561.1

A

1004-1524(2017)06-0910-07