七氟烷吸入麻醉對大鼠青光眼造模眼眼壓的影響

張曉光 楊宏方 陳君毅

青光眼是世界第一位不可逆致盲眼病，眼壓(intraocular pressure，IOP)升高是青光眼視神經病變的主要危險因素[1-2]。與成年患者不同，先天性青光眼患兒的IOP測量及手術通常需在全身麻醉下完成。正確測量IOP對先天性青光眼的診斷具有十分重要的意義。有研究[3-5]表明多種全身麻醉藥都可以不同程度降低IOP。七氟烷是目前國內外小兒麻醉最常用的吸入麻醉藥，且經常使用較高濃度進行吸入麻醉誘導。目前關于七氟烷麻醉前后IOP變化，尤其對青光眼患眼IOP變化的研究尚很少。本研究使用磁性微球前房注射誘導實驗性大鼠青光眼模型為研究對象，研究七氟烷對正常眼和青光眼造模眼IOP的影響。

1 材料與方法

1.1 實驗動物 所有動物實驗操作均遵守復旦大學動物管理委員會關于動物實驗的相關規定。選取雄性8～10周挪威褐鼠6只(上海西普爾-必凱實驗動物有限公司)，飼養于標準實驗條件下(12 h∶12 h暗循環，22 ℃，濕度為60%，自由取食、水)。

1.2 IOP測量 實驗前對大鼠進行2周清醒狀態下IOP測量訓練。具體如下：左手從大鼠左側輕輕握持大鼠，拇指位于大鼠頸后，食指和中指位于大鼠下頜下、前腿前，讓大鼠雙前腿搭在無名指上，小指不施力。如此握持待大鼠適應2 min后，使用Tonolab回彈式眼壓計(Icare，Finland)按照其使用說明在0.4%鹽酸奧布卡因滴眼液(貝諾喜，參天制藥)局部麻醉下測量大鼠雙眼IOP。早晚各1次(上午9：30，晚上9:30)，每次獲得每只眼睛的3個有效數據后進行平均得到該時段的IOP。訓練2周后，待早、晚測得IOP值分別平穩(同時段同眼相差2 mm Hg以內，1 mm Hg=0.133 kPa)，對大鼠進行24 h IOP測量，每4 h測量1次。測量點分別為首日的3:30、7:30、11:30、15:30、19:30、23:30，次日的1：30、5:30、9:30、13:30、17:30、21:30，并重復以上時點測量1次。制作24 h眼壓曲線，選擇平均每日IOP較平穩的時段(8:30～11:30或13:30～17:30)作為實驗檢測麻醉藥物對IOP影響的時段。

1.3 青光眼模型制作 直徑為4.5 μm的磁珠(4×108磁珠/mL，Invetrogen Dynabeads M-450 Epoxy，美國)在層流室內經10×Tris緩沖液洗滌、無菌蒸餾水洗滌、平衡鹽溶液洗滌，重懸制成濃度為4×109磁珠/mL的磁珠懸浮液，封裝并置4 ℃保存待用。對大鼠使用50 mg氯胺酮加12.5 mg甲苯噻嗪/mL混合液肌注進行全身麻醉，劑量為0.1 mL/150 g體質量；同時雙眼用0.4%鹽酸奧布卡因滴眼液進行表面麻醉。所有大鼠均選擇右眼作為青光眼造模眼，左眼作為自身對照眼。使用30 G的微量注射器(25 μL，Hamilton)，先預留1 μL空氣，然后吸取5 μL已經預先處理好的磁珠(4×109磁珠/mL)。首先使用上述微量注射器沿瞳孔緣平行于虹膜和晶狀體表面刺入前房，避免損傷晶狀體和虹膜。退出針尖，待房水自由流出后，再次將上述微量注射器經原穿刺口進入前房，并勻速緩慢注入磁珠和空氣。空針滯留前房30 s，同時用0.45特斯拉的磁鐵將前房內磁珠盡可能均勻地吸引至周邊前房一周。拔出微量注射器針頭，因前房內有氣泡頂壓，無房水滲漏現象。對側眼以同樣的方法注入5 μL生理鹽水和1 μL空氣作為對照。術畢，雙眼使用氧氟沙星眼膏(迪可羅，8 mL∶24 mg，沈陽市興齊制藥有限公司)涂眼。24 h后，開始早晚各1次檢測大鼠雙眼IOP，至晝、夜IOP分別平穩后，進行下一步研究。從造模開始到麻醉實驗時間間隔為9～12 d，平均10.33 d。

1.4 麻醉實施 研究均在上午8:30開始。大鼠置于自制透明塑料麻醉箱內吸入七氟烷，以氧氣作為載氣，通過異氟醚揮發罐后進入麻醉箱，出口處接氣體監護儀(Datex Cardiocap II, Datex-Ohmeda, Madison,WI)監測麻醉氣體濃度、氧濃度和二氧化碳濃度。調整氧流量，維持吸入氧濃度30%。調整揮發罐刻度和氧氣流量。麻醉過程中保持自主呼吸，持續觀察大鼠的呼吸頻率、肢端和口唇顏色。將鼠尾保留于麻醉箱外，以便觀察麻醉深度。測量IOP時，將大鼠從麻醉箱中取出即刻測量并于測量后立即放回麻醉箱。分別于麻醉前即刻(T0)、夾尾反射消失(T1)、夾尾反射消失后10 min(T2)測定造模眼和對照眼的IOP；T2測量后不再將大鼠放回麻醉箱，待其自然蘇醒，分別于T2后10 min(T3)、20 min(T4)、30 min(T5)、1 h(T6)測定造模眼和對照眼的IOP。測定方法同實驗動物處理部分。

2 結果

大鼠在麻醉過程中自主呼吸保持良好，無發紺表現。自麻醉箱中取出后約5 min，大鼠翻正反射開始恢復。

七氟烷可明顯降低造模眼和對照眼的IOP，造模眼IOP降低的程度明顯大于對照眼，持續時間長于對照眼(表1)。與麻醉前相比， T1～T6的6個時間點造模眼IOP下降幅度分別為52.6%、51.4%、37.0%、23.1%、16.9%和10.4%；對照眼下降幅度分別為30.1%、37.5%、10.3%、6.6%、3.7%和-7.3%。圖1顯示了造模眼和對照眼IOP在麻醉前后的變化趨勢，造模眼IOP在麻醉后顯著下降，且T1～T6的6個時間點IOP均明顯低于T0，差異有統計學意義；對照眼麻醉后IOP也顯著下降，下降幅度低于造模眼。至T3即大鼠蘇醒、翻正反射恢復后，IOP恢復至麻醉前的基礎水平。

表1 七氟烷麻醉前后

注：a示造模眼與T0相比P<0.001；b示對照眼與T0相比P<0.001

圖1. 七氟烷麻醉對造模眼和對照眼IOP的影響

3 討論

與其他吸入麻醉藥相比，七氟烷具有血液和組織溶解性低、無氣道刺激、對血流動力學影響小等優點，因此是目前小兒臨床麻醉最常用的吸入麻醉藥之一[6-7]。先天性青光眼患兒IOP的測量以及手術都需在全身麻醉下完成，因此了解全身麻醉藥對青光眼患眼IOP的影響，對于手術必要性和有效性的判斷具有重要意義。有研究[8]表明，七氟烷可使成人健康眼的IOP明顯下降。Jones等[9]比較了氯胺酮和七氟烷對于先天性青光眼患兒IOP測量的影響，發現使用氯胺酮麻醉誘導后，再使用七氟烷維持麻醉，可使IOP進一步下降28.5%。

磁性微球前房注射是新近報道的一種建立大鼠青光眼模型的有效方法[10-11]。本研究采用了該方法誘導實驗性青光眼大鼠模型。在Ding等[12]的研究中發現，對大鼠進行IOP測量的行為訓練有助于提高測量的一致性和可靠性，因此本研究在造模之前先對大鼠進行2周的行為訓練。隨著訓練進行，大鼠可以配合IOP測量而無明顯掙扎、躲避行為，測得的IOP數值趨于穩定(同時段同眼相差2 mm Hg以內)。此外，既往研究[13]已經證明，使用TonoLab回彈式眼壓計可以準確測量清醒狀態下挪威褐鼠的IOP。

本研究發現，七氟烷可明顯降低大鼠青光眼造模眼和對照眼IOP，且造模眼的降低程度明顯高于對照眼。在Jones等[9]對于先天性青光眼患兒的研究中也發現，氯胺酮誘導后IOP越高的患眼使用七氟烷后IOP下降程度越大，雖然差異未發現有統計學意義。此外，本研究發現七氟烷對造模眼的降壓效果可持續至大鼠完全蘇醒后。這一現象與Ding等[12]報道的另外一種吸入麻醉藥異氟烷的作用類似。

IOP的高低由眼內容體積(房水、玻璃體和脈絡膜體積)和眼球順應性(鞏膜硬度、眼外肌張力和眼球外壓力)等多種因素決定。房水體積又由房水生成速率和流出易度來決定。Artru等[14]研究了不同濃度的七氟烷對兔IOP和房水動力學的影響，發現七氟烷麻醉后的IOP與其他文獻報道兔清醒狀態下的IOP比較有明顯下降。隨七氟烷濃度增加，眼球順應性下降，但IOP無明顯改變，房水流出易度、房水生成速度無明顯改變。七氟烷對眼球順應性的影響并不能解釋其降低IOP的作用。吸入麻醉藥具有顯著的松弛肌肉作用，推測其降低IOP的作用可能與松弛眼外肌有關，然而為什么其對造模眼和對照眼的影響不同以及其降低IOP的確切機制，仍有待于進一步研究。

綜上所述，本研究發現使用七氟烷吸入麻醉可以顯著降低大鼠IOP，其中青光眼造模眼的下降幅度更為顯著。同時也提示在對先天性青光眼患兒使用七氟烷全身麻醉下檢查時，應充分考慮到該藥物降低IOP的作用。

[1]Buckingham BP, Inman DM, Lambert W, et al. Progressive ganglion cell degeneration precedes neuronal loss in a mouse model of glaucoma[J]. J Neurosci, 2008, 28(11): 2735-2744.

[2]Crish SD, Sappington RM, Inman DM, et al. Distal axonopathy with structural persistence in glaucomatous neurodegeneration[J]. Proc Natl Acad Sci U S A, 2010, 107(11): 5196-5201.

[3]Murphy DF. Anesthesia and intraocular pressure[J]. Anesth Analg, 1985, 64(5): 520-530.

[4]Watcha MF, Chu FC, Stevens JL, et al. Effects of halothane on intraocular pressure in anesthetized children[J]. Anesth Analg, 1990,71(2): 181-184.

[5]Lamb K, James MF, Janicki PK. The laryngeal mask airway for intraocular surgery: effects on intraocular pressure and stress responses[J]. Br J Anaesth, 1992, 69(2): 143-147.

[6]McDowall RH, Scher CS, Barst SM. Total intravenous anesthesia for children undergoing brief diagnostic or therapeutic procedures[J]. J Clin Anesth, 1995,7(4): 273-280.

[7]Sarner JB, Levine M, Davis PJ, et al. Clinical characteristics of sevoflurane in children. A comparison with halothane[J]. Anesthesiology, 1995,82(1): 38-46.

[8]Sator-Katzenschlager S, Deusch E, Dolezal S, et al. Sevoflurane and propofol decrease intraocular pressure equally during non-ophthalmic surgery and recovery[J]. Br J Anaesth, 2002, 89(5): 764-766.

[9]Jones L, Sung V, Lascaratos G, et al. Intraocular pressures after ketamine and sevoflurane in children with glaucoma undergoing examination under anaesthesia[J]. Br J Ophthalmol, 2010, 94(1): 33-35.

[10] Samsel PA, Kisiswa L, Erichsen JT, et al. A novel method for the induction of experimental glaucoma using magnetic microspheres[J]. Invest Ophthalmol Vis Sci, 2011, 52(3): 1671-1675.

[11] Sappington RM, Carlson BJ, Crish SD, et al. The microbead occlusion model: a paradigm for induced ocular hypertension in rats and mice[J]. Invest Ophthalmol Vis Sci, 2010,51(1): 207-216.

[12] Ding C, Wang P, Tian N. Effect of general anesthetics on IOP in elevated IOP mouse model[J]. Exp Eye Res, 2011,92(6): 512-520.

[13] Morrison JC, Jia L, Cepurna W, et al. Reliability and sensitivity of the TonoLab rebound tonometer in awake Brown Norway rats[J]. Invest Ophthalmol Vis Sci, 2009, 50(6): 2802-2808.

[14] Artru AA, Momota Y. Trabecular outflow facility and formation rate of aqueous humor during anesthesia with sevoflurane-nitrous oxide or sevoflurane-remifentanil in rabbits[J]. Anesth Analg, 1999,88(4): 781-786.