拮抗木霉菌株T32的紫外線誘變改良

摘要：采用紫外線誘變處理與含藥（百菌清）培養基馴化相結合的方法，對拮抗木霉菌株Ｔ３２進行改良，獲得了４株在百菌清殺菌劑２ ０００ ｍｇ／Ｌ濃度水平下仍能較好生長的抗性菌株，并通過測定其生長速率、產孢量、敏感性、拮抗作用以及遺傳穩定性等指標，篩選出了性狀優良的抗性菌株Ｔ３２－５－１０ｍ。試驗結果表明，經誘變的木霉菌株Ｔ３２－５－１０ｍ與親本木霉菌株Ｔ３２相比較，其抗藥性提高了２０倍，生長速率和產孢能力均高于親本菌株，連續轉接１０代，其抗藥性十分穩定，且對供試３種土傳病原真菌的抑制率達８７．５６%～８９．１１％。

關鍵詞：紫外線誘變；拮抗木霉菌株Ｔ３２；百菌清；抗藥性

中圖分類號： 文獻標識碼：Ａ 文章編號：0439－８114（２０12）01－0044-04

Improvement of Antagonistic Trichoderma Strain T32 by Ultraviolet Mutation

ＫＡＮＧ Ｐｉｎｇ－ｚｈｉ，ＺＨＡＮＧ Ｌｉ－ｒｏｎｇ

（Ｉｎｓｔｉｔｕｔｅ ｏｆ Ｐｌａｎｔ Ｐｒｏｔｅｃｔｉｏｎ，Ｎｉｎｇｘｉａ Ａｃａｄｅｍｙ ｏｆ Ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒｅ ａｎｄ Ｆｏｒｅｓｔｒｙ Ｓｃｉｅｎｃｅｓ / Ｎｉｎｇｘｉａ Ｋｅｙ Ｌａｂｏｒａｔｏｒｙ ｆｏｒ Ｃｏｎｔｒｏｌ ｏｆ Ｐｌａｎｔ Ｄｉｓｅａｓｅ ａｎｄ Ｉｎｓｅｃｔ Ｐｅｓｔ，Ｙｉｎｃｈｕａｎ ７５０００２，Ｃｈｉｎａ）

Ａｂｓｔｒａｃｔ： Ａｎｔａｇｏｎｉｓｔｉｃ Ｔｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ ｓｔｒａｉｎ Ｔ３２ ｗａｓ ｉｍｐｒｏｖｅｄ ｂｙ ｕｌｔｒａｖｉｏｌｅｔ ｍｕｔａｔｉｏｎ ａｎｄ ｃｈｌｏｒｏｔｈａｌｏｎｉｌ ｍｅｄｉｃｉｎａｌ ｃｕｌｔｉｖａｔｉｏｎ． ４ ｃｈｌｏｒｏｔｈａｌｏｎｉｌ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ｓｔｒａｉｎｓ ｗｈｉｃｈ ｃｏｕｌｄ ｇｒｏｗ ｗｅｌｌ ｗｈｅｎ ｃｈｌｏｒｏｔｈａｌｏｎｉｌ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ｗａｓ ２ ０００ ｍｇ／Ｌ ｗｅｒｅ ｏｂｔａｉｎｅｄ． Ａ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ｓｔｒａｉｎ Ｔ３２－５－１０ｍ ｗｉｔｈ ｇｏｏｄ ｆｅａｔｕｒｅｓ ｗａｓ ｓｃｒｅｅｎｅｄ ｂｙ ｔｅｓｔｉｎｇ ｔｈｅ ｇｒｏｗｔｈ ｒａｔｅ， ｓｐｏｒｅ ｐｒｏｄｕｃｔｉｏｎ ｙｉｅｌｄ， ｓｅｎｓｉｔｉｖｉｔｙ， ｃｏｕｎｔｅｒａｃｔｉｏｎ， ａｎｄ ｇｅｎｅｔｉｃ ｓｔａｂｉｌｉｔｙ． Ｔｈｅ ｒｅｓｕｌｔｓ ｓｈｏｗｅｄ ｔｈａｔ ｃｏｍｐａｒｅｄ ｗｉｔｈ ｐａｒｅｎｔ ｓｔｒａｉｎ Ｔ３２， ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ｏｆ ｍｕｔａｎｔ Ｔ３２－５－１０ｍ ｗａｓ ｒａｉｓｅｄ ｂｙ ２０ ｔｉｍｅｓ； ｇｒｏｗｔｈ ｒａｔｅ ａｎｄ ｓｐｏｒｅ ｐｒｏｄｕｃｔｉｏｎ ｏｆ Ｔ３２－５－１０ｍ ｗａｓ ｈｉｇｈｅｒ ｔｈａｎ ｔｈａｔ ｏｆ Ｔ３２． Ｔｈｅ ｍｅｄｉｃａｌ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ｏｆ Ｔ３２－５－１０ｍ ｗａｓ ｓｔｅａｄｙ ａｆｔｅｒ １０ ｓｕｃｃｅｓｓｉｖｅ ｔｒａｎｓｆｅｒ ｃｕｌｔｕｒｅｓ， ａｎｄ ｉｔｓ ｉｎｈｉｂｉｔｉｏｎ ｒａｔｅ ａｇａｉｎｓｔ ３ ｓｏｉｌ ｄｉｓｅａｓｅｓ ｐａｔｈｏｇｅｎｓ ｗａｓ ８７．５6％～８９．１１％．

Ｋｅｙ ｗｏｒｄｓ： ｕｌｔｒａｖｉｏｌｅｔ mutation； ａｎｔａｇｏｎｉｓｔｉｃ Ｔｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ Ｔ３２； ｃｈｌｏｒｏｔｈａｌｏｎｉｌ； ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ

拮抗木霉菌（Ｔｈｃｈｏｄｅｒｍａ ｓｐｐ．）是目前國內外研究最為廣泛的一種生防菌。據報道，它至少對１８屬２９種病原真菌具有抑制作用，尤其對作物土傳病原真菌具有顯著的抑制效果，是一種十分有潛力的生防菌。目前，國內外已有商品化木霉制劑，且多為孢子活菌制劑，但常受到田間溫度、雨水及化學農藥等多種環境因素的干擾，導致防治效果不太理想。因此，需要將野生木霉菌株加以改良，選育出對化學農藥具有高度抗藥性等性狀優良的突變型菌株，既可提高木霉制劑的生防效果，又可實現生物農藥與化學農藥的協同作用。目前，生防菌株的改良方法主要有誘變育種、原生質體融合以及遺傳改造等［１－４］，其中誘變育種技術是提高菌株生產能力的重要手段，可選育多種優良突變體和新的有益基因類型。本文采用紫外線誘變和含藥培養基馴化相結合的方法，旨在選育出生長速度快、產孢量高、后代穩定性好的高度抗藥性木霉突變菌株，為今后生防木霉制劑的研制及開發奠定堅實的基礎。

１ 材料與方法

１．１ 材料

１．１．１ 供試菌株 拮抗木霉菌（Ｔｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ ｓｐｐ．）Ｔ３２是從寧夏１４個市縣大量采集不同作物和不同種植方式的農耕土、不同植被土壤以及各類植物殘體、腐物和動物糞便等樣品中經分離、純化，對峙培養篩選得到［５］。病原菌黃瓜枯萎病菌（Ｆｕｓａｒｉｕｍ ｏｘｙｓｐｏｒｕｍ ｆ． ｓｐ． ｃｕｃｕｍｅｒｉｎｕｍ）、辣（甜）椒疫霉病菌（Ｐｈｙｔｏｐｈｔｈｏｒａ ｃａｐｓｉｃｉ Ｌｅｏｎｉａｎ）、立枯絲核菌（Ｒｈｉｚｏｃｔｏｎｉａ ｓｏｌａｎｉ）經本實驗室常規分離和純化得到，用ＰＤＡ培養基在１～４ ℃冰箱中保存備用。

１．１．２ 供試藥劑 ７５％達科寧（百菌清）可濕性粉劑（先正達作物保護有限公司）。

１．１．３ 實驗儀器 光學顯微鏡ＬＥＩＣＡＤＭ２０００、ＨＺＱ－Ｃ空氣浴恒溫振蕩器、ＲＸＺ型智能人工氣候箱、ＳＷ－ＣＪ－ＩＢＵ潔凈工作臺、ＦＡ／ＪＡ電子天平、血球計數板。

１．１．４ 培養基 ＰＤＡ培養基：馬鈴薯２００ ｇ，葡萄糖２０ ｇ，去離子水１ ０００ ｍL，１０ ｇ瓊脂粉。藥物培養基：把ＰＤＡ培養基熔化后，按試驗需要量加入定量７５％百菌清可濕性粉劑混合均勻倒入平板。

１．２ 方法

１．２．１ 拮抗木霉Ｔ３２菌懸液過濾材料的選擇及菌懸液制備［６］ 在ＰＤＡ培養基上接種拮抗木霉菌株Ｔ３２，

２５ ℃恒溫培養５ ｄ，待產生大量綠色孢子后，用去離子水洗刷培養好的木霉菌落２皿，裝入１００ ｍL三角瓶制成菌懸液，置于搖床上振蕩１５ ｍｉｎ后取出，分別用脫脂棉、擦鏡紙和微孔濾膜（孔徑０．４５ μｍ、規格１５０ ｍｍ）過濾菌懸液，用血球計數板在顯微鏡下記錄觀察結果，并比較其過濾效果。將振蕩菌懸液用上述篩選出的過濾材料過濾后制成分生孢子懸浮液，其含量達到 ８×１０９ CFU／ｍL，備用。

１．２．２ 拮抗木霉Ｔ３２的誘變改良［７，８］

１）拮抗木霉Ｔ３２的紫外線誘變。取上述木霉分生孢子懸浮液在含７５％百菌清可濕性粉劑１００ ｍｇ／Ｌ的ＰＤＡ培養基上均勻涂布０．１ ｍL／皿，去皿蓋于２０ W紫外燈管下３０ ｃｍ處避開外界光進行照射后，立即把平板用牛皮紙包好，且外包雙層黑布，放入黑暗的２５ ℃培養箱中培養，設１、３、５、７、１０、１５、２０ ｍｉｎ共７個照射時間處理，培養５～７ ｄ后檢查經誘變處理的Ｔ３２在平板上生長的菌落，選擇生長速度快的菌落轉移到含７５％百菌清可濕性粉劑 ２００ ｍｇ／Ｌ的ＰＤＡ培養基上培養。

２）含藥（百菌清）培養基馴化。在含７５％百菌清可濕性粉劑２００ ｍｇ／Ｌ的ＰＤＡ培養基上２５ ℃恒溫培養木霉菌落５～７ ｄ后，選取生長速度快的突變型木霉菌株，在菌落邊緣取直徑６ ｍｍ菌餅，接種到含７５％百菌清可濕性粉劑３００ ｍｇ／Ｌ的ＰＤＡ平板上，２５ ℃恒溫培養７ ｄ。按照此方法依次類推，逐步提升百菌清濃度至２ ０００ ｍｇ／Ｌ的ＰＤＡ平板上，直到獲得高度抗藥性木霉突變菌株。

１．２．３ 抗藥性木霉突變菌株生長速率及產孢能力測定 將經紫外線誘變及含藥培養基馴化得到的抗藥性木霉菌株分別接種在ＰＤＡ平板中央，于２５ ℃恒溫黑暗培養，用十字交叉法分別于１ ｄ、２ｄ 測量菌落直徑，計算菌落生長速率；于７ ｄ時用無菌水輕輕洗刷ＰＤＡ表面綠色孢子放入１００ ｍL盛有無菌水的三角瓶中，在２００ ｒ／ｍｉｎ的搖床上振蕩２０ ｍｉｎ，然后用血球計數板測量孢子數。每處理重復３次，并以出發菌株作為對照。生長速率＝平均菌落直徑／生長時間。

１．２．４ 抗百菌清木霉突變菌株的敏感性測定 用無菌打孔器將培養２ ｄ各木霉菌落邊緣截取直徑６ ｍｍ的菌餅，將菌餅移植到含百菌清的ＰＤＡ平板中央，一個培養皿接一個菌餅，每個濃度重復 ３次，共設１００、３００、６００、９００、１ ２００、１ ５００、１ ８００ ｍｇ／Ｌ 7個濃度，并設空白平板為對照，置于２５ ℃培養７ ｄ。每天用十字交叉法測量菌落直徑，并按下式計算生長抑制率。抑制率 ＝［（對照菌落直徑-處理菌落直徑）／對照菌落直徑］×１００％。

將各抑制率換算成抑制率概率值，以各處理中殺菌劑濃度對數值作自變量ｘ值，以相應處理對菌絲的抑制率概率值為依變量y值，用統計回歸方法求出供試殺菌劑的毒力曲線方程y＝ａ＋ｂx，計算ＥＣ５０（抑制中濃度）［９］，并以ＥＣ５０作為比較各菌株抗百菌清毒力強弱的依據。

１．２．５ 抗藥性木霉突變菌株的拮抗作用測定 采用對峙平板法，將抗藥性木霉菌株分別與５種病原菌對峙接種在ＰＤＡ平板兩端，兩接種點距離中心２ ｃｍ，菌餅直徑６ ｍｍ，以單獨接種病原菌株作為對照。每個處理重復３次，置于２５ ℃恒溫箱中培養，每天測量病原菌落中心指向木霉菌落半徑的相向距離以及對照病原菌落半徑，并計算其抑菌率。

抑菌率＝［（病原菌對照菌落半徑-病原菌落中心指向木霉菌落半徑的相向距離）／病原菌對照菌落半徑］×１００％。

１．２．６ 抗藥性木霉突變菌株后代遺傳穩定性［１０］ 將上述試驗所得的抗藥性木霉突變菌株分別接種在ＰＤＡ平板上，在２５ ℃恒溫培養箱中培養，每７ ｄ轉接１次，連續轉接１０次。每個處理重復３次。觀察菌株每次轉接后的生長特性，并在含７５％百菌清可濕性粉劑１ ０００ ｍｇ／Ｌ的ＰＤＡ上培養進行抗藥性測定，計算百菌清對突變木霉菌的生長抑制率。

２ 結果與分析

２．１ 拮抗木霉Ｔ３２菌懸液過濾材料的選擇

由試驗結果可知（表1），使用脫脂棉和擦鏡紙進行拮抗木霉Ｔ３２菌懸液過濾效果比微孔濾膜好（孔徑０．４５ μｍ、規格１５０ ｍｍ），其中使用６～７層擦鏡紙過濾木霉菌菌懸液速度快，濾液濃度高，孢子分散效果最好，且操作簡便。

２．２ 抗百菌清木霉菌株的誘變改良

從試驗中觀察可知，隨著紫外線照射時間的增加，木霉菌株Ｔ３２分生孢子存活數量明顯減少，說明紫外線處理對其分生孢子具有很強的致死作用（圖１）。當設置不同的紫外線照射時間，并結合含藥培養基（７５％百菌清可濕性粉劑１００ ｍｇ／Ｌ）進行誘變后，再提高藥劑濃度逐步進行馴化，產生了具有高度抗藥（２ ０００ ｍｇ／Ｌ）的突變型木霉菌株４株， 分別標記為Ｔ３２－１－２０ｍ、Ｔ３２－３－２０ｍ、Ｔ３２－４－７ｍ、Ｔ３２－５－１０ｍ，菌株呈深綠色，菌落密實，生長速度快。

２．３ 抗藥性木霉菌株生長速率及產孢能力測定

由表２可知，紫外線誘變及含藥培養基反復馴化所得到的４株高抗藥性木霉菌株的生長速率均比親本菌株Ｔ３２快，且產孢量高，菌株Ｔ３２－４－７ｍ、Ｔ３２－５－１０ｍ生長速率相對較快，與親本菌株Ｔ３２相比較，生長速率平均增加0．55～１．３7 ｍｍ／ｄ，產孢量平均增加1．02～３．２４×１０９個／ｍL。

２．４ 抗百菌清木霉菌株的敏感性測定

由表３可知，４株抗藥性木霉突變菌株對百菌清的敏感性表現出顯著差異，其中木霉菌株Ｔ３２－１－２０ ｍ對百菌清殺菌劑的敏感性較強，而木霉菌株Ｔ３２－５－１０ｍ對百菌清殺菌劑的敏感性最弱（抗藥性最強）；親本菌株Ｔ３２對百菌清殺菌劑的敏感性最強，其ＥＣ５０值為１ ５８５．１６ ｍｇ／Ｌ，而選育出的抗藥性木霉菌株Ｔ３２－５－１０ｍ其ＥＣ５０值最高，達３１ ６２８．９７ ｍｇ／Ｌ，比親本菌株的抗藥性提高了２０倍，說明該木霉突變菌株對百菌清的抗藥性大大增強；其他３株誘變木霉菌株與親本菌株相比較，其抗藥性也均有不同程度的提高。

２．５ 抗藥性木霉菌株的拮抗作用測定

對峙培養觀察結果表明，各木霉菌株先在各自一邊的ＰＤＡ培養基上生長，隨后很快與病原菌菌落邊緣接觸，并對其產生抑制作用，使病原菌生長速度減緩直至最后停止，菌落稀疏。當４８ ｈ時各抗藥性木霉菌已部分包圍病原菌；７２ ｈ時木霉菌絲通過重寄生等方式逐漸侵入病菌菌落，兩者接觸處形成明顯抑菌帶；７ ｄ時病原菌菌落明顯衰退，出現較寬抑菌圈，而木霉菌落生長仍很旺盛。由表４可知，４株抗藥性木霉菌株對３種病原菌的拮抗作用均較強，其抑菌率達到８１．２７％～８９．１１％，尤其抗藥性木霉菌株Ｔ３２－４－７ｍ、Ｔ３２－５－１０ｍ表現出了顯著的拮抗作用，其抑菌率均高于親本木霉菌株Ｔ３２。

２．６ 抗藥性木霉菌株后代遺傳穩定性測定

由表５可知，紫外線誘導與含藥培養基馴化所得到的４株木霉突變型菌株經連續１０次轉接后，其后代遺傳穩定性較強，其中Ｔ３２－５－１０ｍ、Ｔ３２－４－７ｍ生長抑制率變化不大，表明隨著傳代培養抗藥性沒有消失，尤其是菌株Ｔ３２－５－１０ｍ穩定性非常好。

３ 結果與討論

１）本研究采用紫外線誘變與含藥（百菌清）培養基馴化相結合的方法，選育出了４株高度抗藥性木霉菌株，其中Ｔ３２－５－１０ｍ菌株與親本木霉菌株Ｔ３２相比較，其抗藥性提高了２０倍，生長速率和產孢量均高于親本菌株，連續轉接１０代，其抗藥性非常穩定，且對供試３種土傳病原真菌的抑制率達８７．５６%～８９．１１％。

２）紫外線作為一種物理誘變因子，具有誘變效果明顯及方法簡單等優點，是誘發微生物突變的一種非常有用的工具，通過擴大突變體的篩選基數，可篩選得到性能優良的突變菌株［1，１１，１2］。

３）本試驗成功篩選出對百菌清殺菌劑產生高度抗性的木霉菌株Ｔ３２－５－１０ｍ，與親本菌株Ｔ３２相比較，其他主要性能也并無消減，如生長速率、產孢能力以及拮抗作用均高于親本菌株，這無疑提供了對環境適應能力更強的生防木霉菌株，使其制成的生物制劑在田間應用時不受或少受殺菌劑的影響，既提高了生防制劑的防治效果，同時也為實現生物農藥與化學農藥綜合協同作用奠定了良好的基礎。

參考文獻：

［１］ ＰＡＰＡＶＩＺＡＳ Ｇ Ｃ，LEWIS J A，ABD-ELMOITY T H． Ｅｖａｌｕａｔｉｏｎ ｏｆ ｎｅｗ ｂｉｏｔｙｐｅｓ ｏｆ Ｔｒｃｈｏｄｅｒｍａ ｈａｒｚｉａｎｕｍ ｆｏｒ ｔｏｌｅｒａｎｃｅ ｔｏ ｂｅｎｏｍｙｌ ａｎｄ ｂｉｏｃｏｎｔｒｏｌ ｃａｐａｂｉｌｉｔｉｅｓ［Ｊ］． Ｐｈｙｔｏｐａｔｈｏｌｏｇｙ，１９８２，７２（1）：１２６－１３２．

［２］ ＬEWIS Ａ J A，PAPAVIZAS G C． Ｂｉｏｃｏｎｔｒｏｌ ｏｆ ｐｌａｎｔ ｄｉｓｅａｓｅ：ｔｈｅ ａｐｐｒｏａｃｈ ｆｏｒ ｔｏｍｏｒｒｏｗ［Ｊ］． Ｃrｏｐ Ｐｒｏｔｅｃｔｉｏｎ，１９９１，１０（2）：92－１０５．

［３］ ＨＡＲＭＡＮ Ｇ Ｅ， ＨＡＹＥＳ Ｃ Ｋ． Ｔｈｅ ｇｅｎｅｔｉｃ ｎａｔｕｒｅ ａｎｄ ｂｉｏｃｏｎｔｒｏｌ ａｂｉｌｉｔｙ ｏｆ ｐｒｏｇｅｎｙ ｆｒｏｍ ｐｒｏｔｏｐｌａｓｔ ｆｕｓｉｏｎ ｉｎ Ｔｒｃｈｏｄｅｒｍａ ［Ａ］． Ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ ｉｎ Ｐｌａｎｔ Ｐｒｏｔｅｃｔｉｏｎ，１９９３，１７（４）：３６．

［４］ ＢAKER Ｒ． Ｄｉｖｅｒｓｉｔｙ ｉｎ ｂｉｏｌｏｇｉｃａｌ ｃｏｎｔｒｏｌ［Ｊ］． Ｃrｏｐ Ｐｒｏｔｅｃｔｉｏｎ，１９９１，１０（2）：８５-９４．

［５］ 方中達． 植病研究方法［Ｍ］．第三版.北京：中國農業出版社，１９９６． １１４－１０６．

［６］ 易 龍，田 艷，吳顯佳，等． 枯草芽孢桿菌Ａｔａ２８生防菌株誘變改良及其控病影響［Ｊ］． 西南大學學報（自然科學版），２００８，３０（１）：５１－５７．

［７］ 丁 中，劉 峰，慕立義． 紫外光誘導哈茨木霉產生腐霉利抗性菌株的研究［Ｊ］．中國生物防治，２００２，１８（２）：７５－７８.

［８］ ＴANG Ｗ Ｈ，ＹANG Ｈ Ｔ． Ｒｅｓｅａｒｃｈ ａｎｄ ａｐｐｌｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ ｂｉｏｃｏｎｔｒｏｌ ｏｆ ｐｌａｎｔ ｄｉｓｅａｓｅｓ ａｎｄ ＰＧＰＲ ｉｎ Ｃｈｉｎａ［Ａ］． ＯＧＯＳＨＩ Ａ，et al，Ｐｌａｎｔ Ｇｒｏｗｔｈ－ｐｒｏｍｏｔｉｎｇ Ｒｈｉｚｏｂａｃｔｅｒｉａ－ｐｒｅｓｅｎｔ Ｓｔａｔｕｓ ａｎｄ Ｆｕｔｕｒｅ Ｐｒｏｓｐｅｃｔｓ［Ｃ］． Ｓａｐｏｒｏ： Ｎａｋａｎｉｓｈｉ Ｐｒｉｎｔｉｎｇ，１９９７.２－９．

［９］ 康業斌，程志強，王亞輝，等． 多菌靈對綠色木霉的毒力測定［Ｊ］．食用菌學報，１９９8，5（2）：45．

［１０］ 田連生，李貴香，高玉爽． 紫外光誘導木霉產生對速克靈抗藥性菌株的研究［Ｊ］．中國植保導刊，２００６，２６（６）：１８－２０．

［１1］ ＰＡＰAＶＩＺＡＳ Ｇ Ｃ，LEWIS J A． Ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｉｃａｌ ａｎｄ ｂｉｏｃｏｎｔｒｏｌ ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｓｔｉｓ ｏｆ ｓｔａｂｌｅ ｍｕｔａｎｔｓ ｏｆ Ｔｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ ｖｉｒｉｄｅ ｒｅｓｉｓｔａｎｔ ｔｏ ＭＢＣ ｆｕｎｇｉｃｉｄｅｓ［Ｊ］． Ｐｈｙｔｏｐａｔｈｏｌｏｇｙ，１９８３，７３（3）：４０７－４１１．

［１2］ 孫冬梅，楊 謙，張軍政．黃綠木霉誘變菌株對大豆根腐病鐮刀菌的拮抗［Ｊ］． 大豆科學，２００５，２４（３）：１７１－１７５．