磷酸鹽對高水分擠壓組織化植物蛋白產品品質的影響

安紅周, 黃 山, 郭益廷, 李盤欣, 黃亞男

(河南工業大學糧油食品學院1,鄭州 450001)(小麥和玉米深加工國家工程研究中心2,鄭州 450001)(河南省南街村(集團)有限公司3,臨潁 462600)

植物蛋白高水分擠壓(物料水質量分數≥40%)是一種植物蛋白質構重組技術,通常是指大豆蛋白、谷朊粉等植物蛋白原料,在雙螺桿擠壓機內部產生的高溫、高壓、高剪切作用下發生變性、展開,然后在冷卻模具處發生蛋白質分子重排、聚集、成型的復合加工過程[1]。高水分擠壓組織化蛋白產品具有類似肉類的纖維狀結構,并且組織化程度高、質地均勻一致,此外,還具有氨基酸組成全面、零膽固醇、零反式脂肪酸等優點,擁有廣闊的市場前景[2]。

雖然高水分組織化蛋白具有與肉類相似的纖維結構,但相關產品的品質特性,如質構特性、持水持油特性等,與真實肉類相比仍有較大差距,目前對組織蛋白品質調控的研究主要可以分為2個方面:通過改變工藝參數,原輔料配比等對組織化蛋白品質進行調控,包括擠壓機螺桿轉速、各區溫度、水料比例等;通過添加不同的添加劑探究其對組織化蛋白品質的影響,包括添加親水膠體、脂類物質、無機鹽離子、藻類蛋白等。

磷酸鹽作為一種較為常用的食品添加劑常被加入到肉制品中,以改善肉制品的保水性,乳化性、調節pH等[6]。Gadekar等[7]研究發現磷酸鹽的加入可以改變pH,增加蛋白質與水的結合,進而顯著改善山羊肉的多汁性,風味和整體適口性等感官特征。此外,一些研究結果表明,磷酸鹽對植物蛋白及組織化蛋白的理化特性和品質有一定的影響和改善。Aidee等[8]發現三偏磷酸鈉能顯著改善大豆分離蛋白的乳化活性,增加其氮溶指數,提高體外消化率,主要是因為磷酸化后的大豆分離蛋白中的疏水基團暴露,有利于油水界面中蛋白質的擴散和重排。Zhang等[9]通過研究不同條件下三聚磷酸鈉對大豆分離蛋白磷酸化程度的影響,當使用磷酸化的最佳條件(pH=9,時間為3 h,三聚磷酸鈉質量分數為9%)時,可顯著提高大豆分離蛋白的乳化性能。Peng等[10]研究發現,添加三聚磷酸鈉能促進二硫鍵的形成,同時促進小麥蛋白聚合,從而較為顯著地改善低水分小麥組織化蛋白的纖維化程度。Wang等[11]研究發現三偏磷酸鈉的加入能顯著提高低水分小麥組織化蛋白的持水性,降低氮溶指數和游離巰基含量。磷酸鹽的加入對植物蛋白原料和植物組織化蛋白的理化特性都有較為明顯的影響,然而這些研究多集中在低水分組織化蛋白領域,目前鮮有高水分擠壓條件下磷酸鹽與植物蛋白的相互作用,以及這些作用對高水分組織化蛋白產品的功能與品質影響的研究報道。

研究采用雙螺桿擠壓工藝生產高水分組織化植物蛋白,通過添加具有相同陽離子和相似陰離子的3種磷酸鹽(NaH2PO4、Na2HPO4和Na3PO4)在,研究磷酸鹽的種類、濃度等對組織化蛋白質構特性、持水持油、水分分布等品質的影響規律。通過微觀作用力測試、二級結構變化等研究,研究磷酸鹽的加入對組織化蛋白理化性質影響規律背后的作用機制,為高水分組織化植物蛋白產業化生產過程中磷酸鹽這一類添加劑的加入提供參考。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

大豆分離蛋白(蛋白質量分數90.5%,干基);大豆蛋白粉(蛋白質量分數55.5%,干基)、谷朊粉(蛋白質量分數82.2%,干基)、小麥淀粉、DTNB、Tris、三氯乙酸、甘氨酸、EDTA、考馬斯亮藍G250、β-巰基乙醇。

1.2 儀器與設備

CLEXTRAL Ev025型雙螺桿擠壓,CenLee20K臺式高速離心機,CR-400色彩色差儀,Kjeltec 8400全自動凱氏定氮儀,UV762紫外可見分光光度計,LGJ-10冷凍干燥機,TA-XT PLUS物性測試儀,NICOLET 6700傅里葉紅外光譜儀。

1.3 實驗方法

1.3.1 擠壓組織化蛋白的制備

采用雙螺桿擠壓機[2]。原輔料按照大豆蛋白粉∶大豆分離蛋白∶谷朊粉∶小麥淀粉=4∶3∶3∶1質量比例進行混合,NaH2PO4、Na2HPO4、Na3PO4分別按添加量(質量分數,下同)0.0%、0.2%、0.4%、0.6%、0.8%、1.0%的比例加入后與原料混合均勻。

擠壓參數:擠壓機溫度Ⅰ區30 ℃,Ⅱ區90 ℃,Ⅲ區120 ℃,Ⅳ區140 ℃,Ⅴ區150 ℃,Ⅵ區160 ℃;冷卻溫度60 ℃;實際喂料量2.6 kg/h;加水量3.0 L/h;螺桿轉速280 r/min。擠壓出的產品立即用真空包裝機真空密封包裝,低溫保存。

1.3.2 質構特性

參考安紅周等[12]的方法并略作修改。選取較為平整的擠壓組織化蛋白,并用手術刀切制成2 cm×2 cm×0.5 cm的樣品,使用物性測試儀采用TPA程序,選用直徑為5 cm的探頭(P/50),樣品壓縮形變量為50%,測試的測前、測中和側后速度分別為2、1、2 mm/s,觸發力5 g。平行測定8次以上,去掉異常值后取平均值。

1.3.3 色澤特性

采用色差儀對組織化蛋白的3個不同部位測定色澤,每個部位平行測定3次,記錄L*、a*、b*、ΔE值,取平均值。L*表示明度系數,數值的范圍為0～100,其能夠反應樣品的亮白程度;a*和b*分別表示紅綠和黃藍的彩度系數,數值處于60以內;ΔE表示各值與標準白板色調之間的差值程度。標準白板的色調值為L*=95.22,a*=-0.6,b*=4.15。ΔE值計算公式為:

1.3.4 剪切特性

組織化度為最大橫向剪切力(垂直于組織蛋白纖維方向的力)與最大縱向剪切力(平行與組織蛋白纖維方向的力)的比值。參考Peng等[10]的方法并略作修改。實驗選用擠壓后冷卻至室溫的高水分組織蛋白產品,將其切割成2 cm×2 cm×0.5 cm的塊狀樣品,進行剪切特性的測定(A/ECB探頭),用組織化度來描述產品的剪切特性[12]。其測試條件為:將塊狀樣品置于平臺中央,測前速度和測后速度為2 mm/s,測試速度1 mm/s,剪切應變為75%,觸發力5 g。平行測定6次以上,去除掉異常值后取平均值。

1.3.5 持水性、持油性測定

參考安紅周等[13]的方法并略作修改。

持水性(WAC):準確稱取3.00 g凍干樣品倒入25 mL離心管中,加入20.00 mL去離子水,使用渦旋振蕩器充分混勻,室溫水平靜置30 min。4 500 r/min下離心10 min,將離心管開蓋后倒置于濾紙上進一步瀝干多余水分,10 min后稱重,所有樣品均進行3組平行測試,取平均值。持水性大小以每克樣品吸附水的質量表示。

式中:m2為離心管與沉淀物的合質量/g;m1為離心管與樣品的合質量/g;m0為凍干樣品的質量/g。

持油性(OAC):準確稱取3.00 g凍干樣品倒入25 mL離心管中,加入20.00 mL大豆油,使用渦旋振蕩器充分混勻,室溫下水平靜置30 min。4 500 r/min下離心20 min,離心結束后需立即倒掉離心管中上層油脂,防止互溶,隨后稱質量。所有樣品均進行3組平行測試,取平均值。持油性大小以每克樣品吸附油的質量表示。

式中:m2為離心管與沉淀物的合質量/g;m1為離心管與樣品的合質量/g;m0為凍干樣品的質量/g。

1.3.6 蛋白質溶解度測定

參考陳鋒亮等[14]的方法并略加修改,配置8種浸提溶液:pH=7.00的0.1 mol/L磷酸鹽緩沖液(P):天然狀態蛋白;P+8 mol/L尿素(P+U):破壞氫鍵;P+1.5 g/100 mLSDS(P+S):破壞疏水相互作用;P+0.1 mol/Lβ-巰基乙醇(P+M):破壞二硫鍵;P+8 mol/L尿素+1.5 g/100 mLSDS(P+U+S);P+8 mol/L尿素+0.1 mol/Lβ-巰基乙醇(P+U+M);P+1.5 g/100 mLSDS+0.1mol/Lβ-巰基乙醇(P+S+M);P+8 mol/L尿素+1.5 g/100 mLSDS+0.1 mol/Lβ-巰基乙醇(P+U+S+M)。

稱取0.50 g凍干后樣品放于25 mL離心管中,分別加入10.00 mL 8種不同浸提液,混勻后于振蕩器水平振蕩2 h,4 500 r/min離心10 min,保留上清液。使用考馬斯亮藍法測定上清液中的可溶性蛋白含量,凱氏定氮法測定產品的總蛋白含量。蛋白溶解度以上清液中蛋白含量比上總蛋白含量表示。所有樣品均進行3組平行測試,取平均值。

1.3.7 游離巰基和二硫鍵含量的測定

參考薛臘梅[15]的方法進行測定。

試劑A(Tris-Gly-EDTA緩沖液):準確稱取10.4 g三羥甲基氨基甲烷(Tris)、6.9 g甘氨酸(Gly)、1.2 g乙二胺四乙酸(EDTA)溶于1 L蒸餾水中,調節pH=8.00;試劑B(Ellman溶液):稱取40 mg的2-硝基苯甲酸,用試劑A定容至10.00 mL;試劑C:β-巰基乙醇;試劑D:12%三氯乙酸游離巰基含量:準確稱取3 mg蛋白樣品,加5 mL試劑A緩沖液20 ℃下反應30 min,再加入40 μL試劑B,振蕩混勻,25 ℃下避光靜置30 min。空白為無蛋白樣品,取反應后的上清液在412 nm處測得吸光度值。所有樣品均進行3組平行測試,取平均值。

總巰基含量:準確稱取3 mg蛋白樣品,加入5 mL試劑A緩沖液,再加入0.05 mL試劑C,25 ℃下保溫1 h后加入10 mL試劑D,再在25 ℃保溫1 h,4 000 r/min離心10 min,倒掉上清液,保留沉淀,再加入5 mL試劑D洗滌沉淀,5 000 r/min離心10 min,再重復洗滌操作。測定沉淀中游離巰基含量即為總巰基含量。所有樣品均進行3組平行測試,取平均值。

1.3.8 傅里葉變換紅外光譜分析(FT-IR)

參考Qiao等[16]的方法,準確稱取1 mg蛋白樣品,及100 mg溴化鉀,研磨混勻后,使用液壓機將其制成1～2 mm厚薄片,分辨率為4 cm-1條件下共進行64次掃描,掃描范圍400～4 000 cm-1,使用Omnic軟件分析光譜中的峰信號,再使用pickfit軟件進行擬合處理求出蛋白質二級結構含量。所有樣品均進行3組平行測試,取平均值。

1.3.9 低場核磁共振測量

取70 g組織化蛋白樣品,切成3 cm長條狀,用聚四氟乙烯膜將其包裹放入檢測管內,治愈核磁共振檢測槽室進行檢測。檢測參數:采樣點數TD=2 048,重復掃描次NS=32,弛豫衰減時間T0=10 000 ms。利用CPMG脈沖序列測定樣品的自旋弛豫時間T2[17]。所有樣品均進行3組平行測試,取平均值。

2 結果與分析

2.1 磷酸鹽對組織化蛋白內部結構的影響

通過比較不同添加量磷酸鹽處理后的樣品發現,NaH2PO4和Na2HPO4相較于空白都具有較為致密的纖維結構,其中纖維結構隨著NaH2PO4添加量的增大呈現先增大后減小的趨勢,在添加量(質量分數,下同)為0.4%時纖維結構最為致密。當添加Na2HPO4時,也可以觀察到較為明顯的纖維結構,其中,在質量分數為0.2%時纖維結構最為致密均勻,而隨著添加量的繼續增大,內部纖維趨于片狀形態,致密的絲狀纖維減少。當添加Na3PO4時,產品內部纖維結構相較于空白減少,內部表面相較于空白更為光滑平整。

2.2 磷酸鹽對高水分植物蛋白產品質構特性的影響

如表1分析可知,NaH2PO4和Na2HPO4對組織化蛋白的硬度無較為規律性影響,而Na3PO4的加入顯著地提高組織化蛋白的硬度,呈現先增高后降低的趨勢:當質量分數為0.6%時,硬度、彈性均達到最大值;當質量分數為0.8%時,咀嚼性、黏性及內聚性達到最大。這與安紅周等[18]研究相一致:在堿性條件下,組織化蛋白的硬度、彈性、咀嚼性均顯著增高,且隨著堿性的增大呈現先升高后下降的趨勢。這可能是由于在堿性條件下,會提高熔融狀態下蛋白的黏度,使物料在擠壓套筒內受到更大的剪切作用,后經冷卻壓縮階段蛋白重新交聯形成更為致密的網絡結構[19]。而隨著磷酸鈉添加量的繼續增加,在高濃度離子的作用下,蛋白質分子與離子產生相互作用增強,降低蛋白凝膠網絡的交聯,從而導致硬度、咀嚼性等顯著下降[20]。

表1 磷酸鹽對組織化蛋白質構特性的影響

2.3 磷酸鹽對組織化蛋白色澤的影響

由表2分析可知,隨著NaH2PO4和Na2HPO4的加入組織蛋白的明度系數L*顯著增加,色差值ΔE顯著降低,顏色較空白更為明亮。擠壓組織化蛋白的顏色產生過程可能是原料中的淀粉經過水解生成還原糖,還原糖中的羰基與蛋白中的氨基在高溫高壓下發生美拉德褐變反應。而加入弱酸性的NaH2PO4在一定程度上會抑制美拉德反應的進行,降低美拉德反應速率,難以形成吡嗪類物質,從而導致產品明度系數L*顯著增大,色差值ΔE顯著降低。而當加入弱堿性的Na3PO4有利于美拉德反應的發生,在堿性條件下,氨基會水解以陰離子形式存在,此時氨基反應活性較強,較高的pH也會使還原糖中的脫羧反應增強,從而有利于美拉德反應的發生,使擠出物的明度系數L*顯著降低,色差值ΔE顯著升高。

表2 磷酸鹽對組織化蛋白色澤的影響

2.4 磷酸鹽對組織化蛋白產品組織化度的影響

組織化度通常可以用來描述產品的剪切特性,是評價組織化蛋白產品品質的重要指標之一,多用來形容擠出產品的纖維化程度。蛋白質網絡結構具有一定程度上的有序性和取向性,如果蛋白質分子變性的速率比聚集的速率快,蛋白質分子就更易發生有序結合,當蛋白質分子變性速率小于聚集速率時,蛋白質就易形成無序粗糙的凝膠網絡結構。而金屬離子通常可以通過影響蛋白質變性的速率,從而影響蛋白質網絡結構的形成,對組織蛋白纖維結構產生一定的影響[21]。組織化蛋白產品的組織化度隨磷酸鹽的種類和添加量的變化如圖1所示。隨著NaH2PO4的和Na2HPO4的加入,組織化度均顯著增加,且呈現先增大后減小的變化趨勢,分別在質量分數為0.2%、0.4%時達到最大值。這可能是由于在較低濃度時,磷酸鹽與蛋白質分子間的相互作用,有助于蛋白質變性、打開,在擠壓產生的高剪切作用下,形成致密有序的凝膠網絡結構,同時在冷卻分子重排時,較低的離子濃度能夠促進形成更為密集有序纖維分布,顯著增大擠出產品的組織化度。而隨著濃度繼續增大,離子強度過高時,變性的蛋白質趨向于形成隨機且粗糙的纖維結構。當加入Na3PO4時,產品的組織化度呈現波動變化趨勢,質量分數為0.2%時達到最大值,其原因可能是在堿性條件會增大熔融狀態下物料的黏度[19],影響其在擠壓套筒內的停留時間,同時較高的離子濃度會促進隨機、無序結構的形成,在2種因素的共同作用下,產生了波動性的變化趨勢,這與Li等[5]觀察到的現象相似。

圖1 磷酸鹽對組織化蛋白組織化度的影響

2.5 磷酸鹽對組織化蛋白持水性、持油性的影響

磷酸鹽對組織化蛋白產品持水、持油特性的影響規律如圖2所示。3種磷酸鹽的加入,較為顯著地提升組織化蛋白的持水性。其中加入NaH2PO4提升較為明顯,在質量分數為0.6%的時持水性最好,隨著濃度的繼續升高有緩慢降低的趨勢。Na3PO4的持水性,也是呈現先增高后降低的趨勢。而Na2HPO4這可能跟磷酸鹽可以通過在面筋蛋白和淀粉之間起到架橋結合的作用,形成穩定的復合體,增強面筋蛋白的吸水能力,從而使組織蛋白的持水性能提高[22]。而當離子濃度較高時,會破壞蛋白質的結構被破壞,從而影響蛋白質與水的相互作用,使持水性降低[23]。

圖2 磷酸鹽對組織化蛋白持水、持油性的影響

隨著NaH2PO4的加入,組織化蛋白的持油性呈現先升高后下降的趨勢,在質量分數為0.4%時達到最好的持油性。NaH2PO4和Na3PO4的加入都顯著降低了組織化蛋白的持油性。可能原因是磷酸鹽的加入,促進了引起蛋白質網絡結構變化,減少了疏水位點與油結合,導致持油性下降[24]。總體來看,NaH2PO4和Na2HPO4的加入可以優化組織化蛋白的微觀結構,提升產品整體的持水持油特性。

2.6 組織化蛋白溶解度分析

蛋白質在不同浸提液中的溶解度可以反映蛋白質分子的變性程度,以及維持蛋白質微觀結構的主要作用力,蛋白質溶解度越高,表明該浸提液所破壞的化學鍵或者微觀作用力在維持蛋白結構中起的作用越強[25]。組織化蛋白產品在浸提液中不同的溶解度表明了維持蛋白質分子結構的微觀作用力具有多樣性。

磷酸鹽的添加對組織化蛋白溶解度的影響如圖3所示。單一作用破壞試劑(P+U、P+S、P+M)實驗表明,氫鍵是維持組織蛋白微觀結構的主要作用力,并且磷酸鹽的加入并未對氫鍵造成的溶解性變化產生顯著性影響;二硫鍵和疏水相互作用等化學鍵或微觀作用對蛋白質溶解性幾乎沒有影響,這與Wei等[26]的研究結論相似。而在氫鍵、二硫鍵和疏水相互作用共同作用下的蛋白質溶解度變化為負值,這是因為尿素溶液不僅會破壞氫鍵,還會對疏水相互作用有一定程度的干擾,導致重復計算氫鍵和疏水相互作用。此外當氫鍵和二硫鍵的協同作用導致蛋白質溶解度顯著增大,可能是由于在構成蛋白質結構過程中,氫鍵是維持蛋白質分子的基礎作用力,且氫鍵的排列更為有序緊密,保護了位于結構內部的二硫鍵交聯結構,當浸提液中的尿素將氫鍵破壞后,內部的二硫鍵也隨即被巰基乙醇破壞,導致蛋白質溶解度顯著增加。

圖3 磷酸鹽對組織化蛋白溶解度的影響

2.7 磷酸鹽對組織化蛋白產品中水分分布的影響

低場核磁廣泛的被用于表征食物中水的狀態和分布情況。T2是激發態的自旋-自旋質子與相鄰質子交換能量以達到動態平衡所花費的時間,又稱弛豫時間。較長的T2弛豫時間表示水分子具有更大的自由度,而較短的T2弛豫時間意味著較低的自由度。根據T2弛豫時間曲線出峰的位置,通常將水的狀態分為3種:T2b(0～10 ms)、T21(1～100 ms)和T22(100～300 ms),分別對應著強結合水(強結合質子),弱結合水(中結合質子)和自由水(弱結合質子)[33]。A2b、A21和A22為3種狀態水對應的峰面積,峰面積的大小表示該狀態水含量的多少。

圖4為組織化蛋白產品中水分子的弛豫曲線(以0.6%為例),在0～10 ms內出現了2個T2b峰,表明有2種結合程度不同的強結合水,這可能是因為原料中同時含有蛋白質和淀粉。強結合水通常通過氫鍵、靜電等強相互作用與食品大分子中的羧基、氨基或者羥基結合。10～100 ms出現的T21峰為主峰(含量比例超過80%),這部分水為弱結合水,與強結合水相比流動性受限,通常是指被蛋白質網絡結構包裹著的水[34]。樣品中水分主要是以弱結合水的形式存在的,表明了組織蛋白具有良好的持水性。100～300 ms出現的T22峰表示為自由水,表示可以在產品組織內可以自由流動的水。

圖4 磷酸鹽對組織化蛋白水分分布的影響

由圖4和表3可知,組織化蛋白中自由水含量占比很低,說明組織蛋白內的自由水含量非常少,大部分都是以結合水的形式存在,不利于產品形成多汁的口感。同時由表3可知,添加3種磷酸鹽都增加強結合水含量,這可能是磷酸鹽中的無機鹽離子的離子作用和水合作用,吸附了部分水分子,導致強結合水含量增大[35]。

表3 磷酸鹽對組織化蛋白水分分布的影響

2.8 組織化蛋白分子中游離巰基和二硫鍵含量分析

組織化蛋白分子中游離巰基和二硫鍵的變化如圖5所示,結果表明,磷酸鹽的加入能夠促使游離巰基轉化為二硫鍵,增強蛋白質分子的交聯。3種磷酸鹽的添加后,游離巰基含量較空白均顯著降低,二硫鍵含量顯著升高,但均呈現出先增加后降低的趨勢。這可能是金屬離子的靜電作用和酸堿特性共同影響下的結果。Zhang等[27]發現高濃度的鹽加入,水分子優先跟金屬離子結合,使得蛋白質周圍水分子重新排列,蛋白質分子的疏水相互作用增強。金屬離子的加入影響蛋白之間的微觀相互作用,使物料黏性增大,在擠壓套筒內停留時間增長,變性更為徹底,從而促進了游離巰基向二硫鍵的轉換。而Na2HPO4和Na3PO4的添加導致的游離巰基和二硫鍵的波動變化,原因可能是堿性條件會促進巰基的氧化反應,誘導游離巰基向二硫鍵發生轉換[28],而隨著堿性的增加,游離巰基含量呈現緩慢上升趨勢,這可能是由于,在堿性條件下胱氨酸發生了β-消去反應,生成了脫氫丙氨酸和巰基,從而使游離巰基得到了補充[29]。

圖5 磷酸鹽對組織化蛋白中游離巰基、二硫鍵的影響

2.9 傅里葉紅外變換光譜分析

酰胺Ⅰ帶(1 600～1 700 cm-1)常用來描述蛋白質結構,并廣泛用于定量分析蛋白質的二級結構,主要是由肽鏈上的C—O伸縮振動引起的[30]。在酰胺Ⅰ帶1 650～1 660、1 610～1 640、1 660～1 700、1 640～1 650 cm-1這4個波長處的吸收峰分別對應蛋白質分子結構中的α-螺旋、β-折疊、β-轉角和無規則卷曲[31]。由表4可知,不同磷酸鹽的加入對組織化蛋白的α-螺旋和β-轉角均無顯著的規律性影響,而加入NaH2PO4能提升β-折疊結構且降低無規則卷曲含量,說明NaH2PO4的加入使部分無規則卷曲轉變為β-折疊結構,產品結構更加趨于有序。β-折疊結構的增加是由于分子間反平行β-折疊的形成,而反平行β-折疊結構常見于蛋白質的熱變性聚集過程中,這也印證了NaH2PO4的加入有利于產品組織化度的增大[32]。而隨著Na2HPO4的加入,β-折疊含量呈現先增大后減小的趨勢,與之對應的無規則卷曲呈現先減小后增大的趨勢。而隨著Na3PO4的加入,對組織化蛋白β-折疊和無規則卷曲無顯著規律性影響。這說明在擠壓過程中存在β-折疊和無規則卷曲的相互轉化,NaH2PO4和Na2HPO4的加入有利于產品β-折疊結構含量的增加和無規則卷曲的減少,進而對產品組織化度、質構特性等產生影響。

表4 磷酸鹽對組織化蛋白分子二級結構的影響

3 結論

通過控制NaH2PO4、Na2HPO4和Na3PO4的添加量,研究3種磷酸鹽的加入對組織化蛋白理化性質影響,發現:添加NaH2PO4和Na2HPO4在質量分數為0.2%～1%內都顯著提升產品的組織化度,Na3PO4的加入顯著增大了產品的硬度、彈性和咀嚼度。3種磷酸鹽的加入都顯著改善了組織化蛋白的持水性。磷酸鹽的加入降低了產品的游離巰基含量,增大了二硫鍵含量,說明磷酸鹽有利于游離巰基向二硫鍵的轉化。傅里葉紅外光譜分析表明,NaH2PO4和Na2HPO4的加入有利于產品蛋白中的無規則卷曲向β-折疊轉換,形成更有序的結構,這也與組織化度變化相一致。蛋白質溶解性測試結果表明氫鍵對維持組織化蛋白結構起著重要作用,其次是二硫鍵,最后是疏水相互作用。低場核磁結果表明組織化蛋白中水的存在方式為弱結合水,水分與蛋白結合較為緊密,不易流失,磷酸鹽的加入能夠提升強結合水的含量,增加組織化蛋白產品的持水性能。磷酸鹽的加入顯著性的提升了組織化蛋白的持水性、剪切特性,并通過巰基二硫鍵、傅里葉紅外光譜、低場核磁等實驗結果從微觀層面對其改善原因進行進一步的研究,初步揭示了磷酸鹽對產品品質的影響機理。