流水和循環水養殖模式對蝦養殖系統運行穩定性和細菌群落演替規律

張 晉 ，周 燦，王青瑤，吳俊敏，申旭東，傅松哲，劉 鷹

(1 大連海洋大學海洋科技與環境學院，遼寧 大連 116023;2 設施漁業教育部重點實驗室，遼寧 大連 116023;3 中國水產科學研究院營口增殖實驗站，遼寧 營口 115004)

凡納濱對蝦(Penaeusvannamei)已成為全世界養殖產量最高的對蝦種類[1]。目前中國是世界上主要的凡納濱對蝦養殖大國[2]。2019年，全國凡納濱對蝦養殖總產量為181.56萬t，比上年增長3.14%[3]。隨著對蝦集約化養殖規模的不斷擴大，導致養殖水環境持續惡化、傳染性疾病大規模爆發，嚴重制約對蝦養殖業發展[4-5]。相關研究表明，養殖環境的細菌群落組成是影響海洋生物疾病暴發的重要因素[6-7]，弧菌則是水產養殖中細菌性流行病的主要因素[8-10]。因此在養殖過程中檢測弧菌、水質變化起著至關重要的作用。

多數養殖企業通過大量換水更新養殖水質，從而解決水質惡化問題，這種模式也稱為流水式養殖(flow-through system,FTS)。但在養殖過程中換水可能會引入外來病原，使得對蝦獲得疾病，同時大量換水會造成嚴重水資源浪費并且污染周圍養殖水域[11-12]。

近年來，相關研究表明對蝦循環水養殖系統(re-circulating aquaculture system,RAS)在養殖生產中具有較強的可行性[13]。目前，對蝦循環水養殖在水資源消耗、對蝦疾病管控等方面具有優勢，受到對蝦養殖業廣泛關注[14-16]，對養殖水體水質具有良好調節效果，方便實施[17-19]。此外，生物濾池作為對蝦循環水養殖系統中養殖廢水凈化處理的核心，具有較好的生物處理效果和較高的硝化效率，為養殖水體水質中的營養物轉化提供了有效保證[20]。但這兩種系統長期運行的穩定性和細菌群落演替規律異同的報道較少，這些差異是如何影響對蝦養殖也是未知的。

本研究對相同養殖容量、相同溫度范圍和相同水源運行的兩種養殖模式進行了比較研究，分別在養殖前期、中期和后期對兩種養殖系統中水樣進行采集，通過分析兩種養殖系統中的水質、弧菌總數和細菌總數變化、水體中細菌群落變化、可培養菌株情況等數據，系統性地比較流水式和循環水兩種對蝦養殖模式的系統穩定性及其對細菌種群演替的影響。

1 材料與方法

1.1 試驗系統與樣品采集

本試驗于2020年5月—2020年10月對營口某養殖場中流水式和循環水對蝦養殖系統中的水樣進行采集，養殖周期均為100 d。每套系統由規格相同的養殖池組成，養殖池規格均為1.5 m×1.5 m×1.5 m，水深1.0 m，水體2.25 m3。采用氣泵曝氣充氧。其中循環水養殖系統還配備了生物濾器(0.45 m×0.3 m×0.7 m)用于水質處理。生物濾器內填充生物填料，生物濾器內生物膜處于成熟狀態。循環水養殖池采用2 000 L/h循環泵，24 h運行。

流水式養殖系統(FTS)和循環水養殖系統(RAS)每日換水率分別為20%和0.5%，養殖水體水溫(T)24～27 ℃，溶氧7～8 mg/L，pH 7.8～8.5。對蝦養殖前平均體長77 ±7.37 mm，平均體質量2.8 ±0.91 g。每個養殖池放蝦苗100尾，放養密度為0.124 kg/m3。養殖期間，每天投喂3次，投喂時間分別為7∶00、12∶00、19∶00。投喂飼料選自唐山禾豐科技有限公司，日投喂量為蝦體生物量的5%，通過觀察養殖桶內殘余飼料及糞便量多少，適當調節飼料投喂量。

試驗分為2組，一組為高鹽度組(A組)，使用海水和自來水配制，鹽度為8。另一組為低鹽度組(B組)，直接使用地下井水作為水源，鹽度為4。每組包含4個養殖池，流水式養殖系統和循環水養殖系統各使用2個養殖池(圖1)。

圖1 流水式養殖模式(FTS)和循環水養殖模式(RAS)養殖池示意圖

在養殖第1天，第50天，第100天(分別對應養殖前期，中期和后期)對養殖系統水樣進行采集測序，每14 d采集一次水樣，檢測弧菌總數和細菌總數，同時每25 d采集一次水樣，檢測水質參數。

1.2 水質測定方法

分別從同一養殖系統2個養殖池內水深0.75 m處取0.5 L水樣混勻，檢測水質氨氮、亞硝酸鹽氮和COD指標，測定方法參照海洋監測規范GB17378.7—2007[21]。其中，采用次溴酸鹽氧化法測定氨氮數值，采用萘乙二胺分光光度法測定亞硝酸鹽氮，采用堿性高錳酸鉀法測定COD數值[21]。

1.3 養殖水體弧菌和細菌計數

取養殖水體25 mL加入225 mL生理鹽水中混勻，隨后采用10倍系列梯度稀釋液分別涂布于TCBS瓊脂培養基和2216E瓊脂培養基平板內，每個稀釋梯度設置3個平行，37℃培養24 h后進行細菌總數和弧菌總數計數[22]。

1.4 DNA提取和高通量測序

使用直徑為47 mm，孔徑0.22 μm的濾膜對水體進行過濾。用剪刀將整張過濾膜盡量剪碎，置于2 mL離心管中。

采用Water DNA Isolation Kit試劑盒(FOREGEN)提取的養殖水體總基因組DNA，委托諾禾致源有限公司進行16S rDNA V4區高通量測序?；?Illumina HiSeq 測序平臺，以雙末端測序(Paired-End)進行小片段文庫的構建，構建后對文庫進行測序，每個樣品重復兩次。在對原始測序序列進行過濾、雙端拼接后得到優化序列。利用軟件QIIME(version 1.8.0)[23]中的UCLUST將優化序列進行聚類，進而進行操作分類單元(Operational Taxonomic Unit，OTU)的劃分，并根據OTU的序列組成獲得養殖水體樣本中細菌的物種分類。在OTU結果的基礎上對樣品進行分類學分析，獲得養殖水體細菌的群落結構圖。Alpha多樣性分析研究97%以上相似度水平下的Ace、Chao1及Shannon指數，對養殖水體細菌群落多樣性進行分析。同時運用主坐標分析(PCoA，Principal Co-ordinates Analysis)對養殖水體細菌群落的差異性進行分析。

1.5 數據處理

數據均利用Excel 2010和SPSS19軟件進行處理和統計分析。

1.6 細菌分離與鑒定

采用2216E 海水培養基分別對循環水和流水式養殖池水體進行細菌分離與鑒定，在養殖第14、28、42、56、70、84、100天進行取樣分離。隨后利用細菌基因組DNA提取試劑盒(Qiagen)提取基因組DNA。采用16S rRNA 引物27F(5′-AGAGTTTGATCCTGGCTCAG-3′)和1492R(5′-GGTTACCTTGTTACGACTT-3′)對其進行PCR擴增[24]。PCR反應體系為：DNA模板2.5 μL；上下游引物F/R各0.5 μL；2×Taq PCR Super Mix12.5 μL；ddH2O 9 μL。PCR產物送至北京華大基因科技有限公司，完成測序。

2 結果

2.1 對蝦養殖期間生長情況

養殖后期，FTS中高鹽組和低鹽組的對蝦平均體質量從2.8 ±0.91 g分別增加至10.9 ±4.08 g和8.6 ±3.22 g，平均體長從77.6 ±7.37 mm增加至117.4 ±13.99 mm和106.9 ±14.11 mm。

RAS中高鹽組和低鹽組的對蝦平均體質量從2.8 ±0.91 g分別增加至10.5 ±1.73 g和11.1±4.67 g，平均體長從77.6 ±7.37 mm分別增加至116.8 ±4.78 mm和119.3 ±15.35 mm。結果顯示，FTS和RAS中的對蝦體質量無顯著性差異(P>0.05)(圖2)。

圖2 對蝦養殖期間平均體質量(A)和平均體長(B)變化

2.2 養殖水體中水質參數變化

2.2.1 養殖水體中COD質量濃度變化

RAS和FTS養殖池水體中COD質量濃度變化如圖3A所示，高鹽組和低鹽組中FTS水體中COD質量濃度均高于RAS水體。高鹽組RAS水體中COD質量濃度在養殖第25天時略顯升高，但后期COD質量濃度變化基本趨于穩定，變化范圍為2.32～4.00 mg/L。高鹽度FTS水體中COD質量濃度變化范圍為2.56～8.98 mg/L，隨著養殖時間的增加，FTS水體中COD質量濃度逐漸增加，且均高于RAS水體質量濃度，養殖后期質量濃度差異顯著。

同樣低鹽組RAS水體中COD質量濃度在養殖前期小幅度增加，養殖中后期COD質量濃度基本穩定，變化范圍為2.59～4.50 mg/L。低鹽組FTS水體中的COD質量濃度變化與高鹽組變化趨勢基本相同，呈大幅度增加趨勢，且明顯高于RAS水體中COD質量濃度，變化范圍為2.86～9.62 mg/L，同樣養殖后期濃度差異顯著。

2.2.2 養殖水體中氨氮質量濃度變化

RAS和FTS養殖池水體中氨氮質量濃度變化如圖3B所示，高鹽組和低鹽組中FTS水體中氨氮質量濃度均高于RAS水體。高鹽組RAS水體的氨氮質量濃度變化范圍為0.020～0.093 mg/L，其氨氮質量濃度在養殖前期略顯升高，但在養殖中后期氨氮質量濃度基本趨于穩定。FTS水體的氨氮質量濃度變化范圍為0.020～0.268 mg/L，隨著養殖時間的增加，FTS水體中氨氮質量濃度顯著增加，且均高于RAS水體中氨氮質量濃度，養殖后期質量濃度差異顯著。

低鹽組RAS水體中氨氮質量濃度在養殖前期小幅度增加，養殖中后期氨氮質量濃度基本穩定，變化范圍為0.003～0.102 mg/L。低鹽組FTS水體中氨氮質量濃度呈大幅度增加趨勢，且明顯高于RAS水體中氨氮質量濃度，變化范圍為0.025～0.305 mg/L，同樣養殖后期質量濃度差異顯著。

2.2.3 養殖水體中亞硝酸鹽氮質量濃度變化

RAS和FTS養殖池水體中亞硝酸鹽氮質量濃度變化如圖3C所示，高鹽組和低鹽組中FTS水體中亞硝酸鹽氮質量濃度均高于RAS水體。高鹽組RAS水體的亞硝酸鹽氮質量濃度變化范圍為0.001 2～0.012 5 mg/L，其亞硝酸鹽氮質量濃度在養殖前期略顯升高，但在養殖第25天后亞硝酸鹽氮質量濃度基本趨于穩定。FTS水體的亞硝酸鹽氮質量濃度變化范圍為0.001 6～0.053 6 mg/L，隨著養殖時間的增加，FTS水體中亞硝酸鹽氮質量濃度顯著增加，且均高于RAS水體中亞硝酸鹽氮質量濃度，養殖后期質量濃度差異較大。

圖3 循環水和流水式養殖系統養殖水體中COD(A)、氨氮(B)和亞硝酸鹽氮(C)變化

低鹽組RAS水體中亞硝酸鹽氮質量濃度在養殖前期小幅度增加，養殖中后期亞硝酸鹽氮質量濃度略微升高，變化范圍為0.000 1～0.015 0 mg/L。低鹽組FTS水體中亞硝酸鹽氮質量濃度呈大幅度增加趨勢，且明顯高于RAS水體中亞硝酸鹽氮質量濃度，變化范圍為0.000 7～0.078 0 mg/L，同樣養殖后期質量濃度差異較大。

2.3 養殖水體中弧菌總數和細菌總數變化

圖4A顯示，隨著時間增加，兩種養殖系統水體中弧菌總數在初始時明顯較低，隨后持續增加。FTS和RAS水體中弧菌總數變化差異顯著(P<0.05)。FTS水體中弧菌總數明顯高于RAS，同時FTS水體中弧菌增長速率高于RAS。

RAS內弧菌總數在0～28 d內保持平穩，28 d后呈增長趨勢，變化范圍為1.13×102～1.01×103CFU/mL；FTS內弧菌總數隨時間增加在0～70 d呈明顯上升趨勢，弧菌總數最高達到4.73×103CFU/mL，隨著養殖時間的增加，FTS內弧菌總數增長速率高于RAS，且弧菌總數明顯高于RAS，在養殖中后期差異明顯，在養殖第70天，兩種養殖模式弧菌總數最大相差4.08×103CFU/mL。

圖4B顯示，隨著時間增加，兩種養殖系統下細菌總數在初始時明顯較低，隨后持續增加。FTA和RAS水體中細菌總數變化差異顯著(P<0.05)。FTS水體中細菌總數明顯高于RAS，同時FTS水體中細菌增長速率RAS。

圖4 高鹽組(A)和低鹽組(B)養殖水體中弧菌總數、細菌總數變化

RAS在0～28 d細菌總數變化趨于平穩，28d以后細菌總數明顯增加，最高達到3.04×104CFU/mL。RAS水體中內細菌總數變化較小，范圍在4.34×102～3.82×103CFU/mL之間。隨著養殖時間的增加，FTS水體中細菌總數增長速率高于RAS，且細菌總數明顯高于RAS系統，在養殖第70天，細菌總數最大相差2.92×104CFU/mL。

2.4 高鹽組流水式和循環水養殖系統細菌群落組成分析

對養殖水體各采樣點提取的水體DNA，選擇16S rDNA V4區域進行擴增子測序，高鹽度和低鹽度2套流水式養殖系統分別標記為FTS-A和FTS-B，3個采樣時間對應的水體分別標記為FTSA1、FTSA50和FTSA100；高鹽度和低鹽度2套循環水養殖池分別標記為RAS-A和RAS-B，3個采樣時間的水體分別標記為RASA1、RASA50和RASA100。樣品的覆蓋率(Good’s coverage)指數均超過99.9%(表1)，說明本試驗測序深度足夠大，足以覆蓋樣品的大多數微生物，測序的數據量合理[25]。

表1 樣品的細菌群落多樣性

圖5A結果顯示，高鹽組流水式養殖系統(FTSA)水體中主要分布變形菌綱(Proteobacteria)、擬桿菌門(Bacteroidetes)和Campilobacteroa。FTSA水體中變形菌綱所占比例隨著養殖時間的增加不斷升高，水體中Campilobacteroa所占比例隨著養殖時間的推移逐漸減少；高鹽組循環水養殖系統(RASA)水體中變形菌綱所占比例在第50天時略有減少，但在第100天時顯著增加。兩池相比較而言，養殖池FTSA水體中變形菌綱所占總細菌量的比例高于池RASA，循環水養殖系統的變形菌綱(Proteobacteria)種群演替速度慢于流水式養殖系統。

圖5B屬水平結果顯示，在高鹽組養殖池FTSA養殖水體中，弧菌屬(Vibrio)為主要優勢菌。RASA養殖水體中黃桿菌屬(Flavobacterium)和紅細菌科(Rhodobacteraceae)為優勢菌。養殖池FTSA和養殖池RASA養殖水體中細菌組成結構存在一定差異，在所采集的養殖水體中，養殖池FTSA水體中弧菌屬所占細菌總數比例隨時間的推移迅速升高，早期所占細菌總比例3.3%，養殖后期所占比例高達85.3%。池RASA養殖水體中弧菌屬比例較少。兩池相比較而言，養殖池FTSA水體中弧菌屬所占細菌總量比例均顯著高于養殖池RASA。

注：高鹽組流水式和循環水養殖系統門(Phylum)水平(圖A)和屬水平(圖B)水體細菌群落結構組成

2.5 低鹽組流水式和循環水養殖系統細菌群落組成分析

圖6A結果顯示低鹽組流水式養殖系統(FTSB)水體中主要分布著變形菌綱(Proteobacteria)和擬桿菌門(Bacteroidetes)兩大類細菌。養殖池FTSB養殖水體中變形菌綱所占比例隨著養殖時間的增加不斷減少，水體中Epsilobacteraeota所占比例隨著養殖時間的推移逐漸增加；而低鹽組循環水養殖池(RASB)水體中變形菌綱所占比例在第50天時升高，在第100天時有所降低，但高于第1天所占比例，同樣養殖水體中Epsilobacteraeota在第100天時顯著增加。經兩組養殖系統結果分析，兩種養殖系統養殖水體中變形菌綱(Proteobacteria)為水體優勢細菌。

圖6B同樣可以看出，在屬水平，低鹽組養殖池FTSB養殖水體中弧菌屬(Vibrio)為優勢菌，而循環水養殖池RASB水體優勢菌為紅細菌科(Rhodobacteraceae)、交替單胞菌屬(Alteromonas)和弧菌屬。

注：低鹽組流水式和循環水養殖系統門(Phylum)水平(圖A)和屬水平(圖B)水體細菌群落結構組成

兩池養殖水體細菌組成結構差異與組一基本相同，養殖池FTSB養殖水體中弧菌屬所占細菌總數比例隨時間的推移迅速升高。養殖池RASB養殖水體中弧菌屬所占比例在試驗第1天和第50天時均比較小，在第100天時迅速升高。兩池相比較而言，養殖池FTSB水體中弧菌屬所占細菌總量比例均顯著高于養殖池RASB。兩組試驗數據結果基本相同，兩池養殖水體中弧菌占細菌總數量的比例均隨養殖時間的增加而升高，但養殖池FTSB水體中弧菌數量和增長速度均高于養殖池RASB。

2.6 養殖水體細菌群落多樣性分析

對養殖水體細菌群落的Alpha多樣性(Alpha diversity)進行分析，反映養殖水體細菌群落物種豐度及多樣性。

結果顯示：試驗第1天，RAS與FTS水體中細菌種群Chao1指數、ACE指數和Shannon指數均基本相同，表明試驗起始養殖水體細菌群落豐富及多樣性基本相同。試驗第50天，高鹽組與低鹽組FTS水體細菌種群Chao1指數和ACE指數均高于對應的RAS，表明在養殖中期，FTS水體中細菌群落豐富度與多樣性高于RAS。高鹽組在養殖第100天時，RAS水體中ACE指數和Chao1指數、Shannon指數均有所升高，低鹽組則少量降低；FTS水體中ACE指數和Chao1指數、Shannon指數與第1天數值基本無顯著變化；RAS水體中細菌群落的多樣性高于FTS，其中對于RAS,Chao1指數的均值是1 136.189 3，而對于FTS是1 050.823 9。

2.7 養殖水體細菌群落差異性分析

隨后，為了進一步解析兩種養殖模式水體細菌群落的差異性，對循環水養殖池和流水式養殖池養殖水體細菌群落的測序結果進行主坐標分析(PCoA,Principal Co-ordinates Analysis)。

圖7A中PC1和PC2解釋了高鹽組養殖水體中細菌群落 54.47%和 23.92%的信息，兩主成分之和為78.39%，可以較好地代表樣品中的細菌群落信息。分析結果顯示：養殖期間3次采樣FTS與RAS距離均較遠，即表明FTS和RAS水體的細菌群落組成均存在較大差異。

圖7B中PC1和PC2解釋了低鹽組養殖水體中細菌群落 66.03%和 26.45%的信息，兩主成分之和大于90%，也較好地代表樣品中的細菌群落信息。分析結果顯示：在試驗第1天與試驗第50天，兩種養殖系統距離較近，但在試驗第100天時兩種養殖系統距離較遠，表明在養殖前期兩種養殖水體的物種組成結構越相似，細菌群落組成差異較小，但隨著養殖時間的增加，養殖水體細菌群落組成產生較大差異。

圖7 高鹽組(圖A)和低鹽組(圖B)養殖水體細菌群落主坐標分析(PCoA)

綜上結果表明：隨著養殖時間的增加，FTS與RAS內的細菌群落差異逐漸產生明顯較大差異，細菌組成結構逐漸不同。

2.8 養殖水體可培養菌株分析

對高鹽組和低鹽組FTS養殖水體中可培養細菌進行培養，共分離59株菌株，由圖8A可知可培養細菌中弧菌(Vibrio)所占比例達到61%，為可培養細菌的優勢類群，芽孢桿菌(Bacillus)所占比例為12%，其次為不動桿菌(Acinetobacter)、發光細菌(Photobacterium)、假單胞菌(Pseudomonas)、腸桿菌(Enterobacter)、希瓦菌屬(Shewanella)，所占比例分別為7%、5%、3%、3%和3%。

對高鹽組和低鹽組RAS養殖水體中可培養細菌進行培養，共分離出34株菌株，由圖8B可知可培養細菌中腸桿菌(Enterobacter)所占比為18%，氣單胞菌(Aeromonas)、Klebsiella、弧菌(Vibrio)、海洋桿菌(Marinobacterium)所占比例均為9%。兩種養殖系統中共培養可培養菌株93株，其中弧菌屬(Vibrio)為主要可培養菌株，所占比例為所有可培養菌株的41.9%，其次為腸桿菌(Enterobacter)和芽孢桿菌(Bacillus)，占比均為8.6%。

圖8 流水式養殖水體(圖A)和循環水養殖水體(圖B)可培養細菌餅狀圖

3 討論

3.1 兩種養殖系統水質參數及弧菌、細菌總數比較

本研究通過對循環水對蝦養殖系統和流水式養殖系統全過程中水質、弧菌總數和微生物種群結構進行了系統性分析。對蝦生長情況方面，FTS和RAS中的對蝦體質量無顯著性差異(P>0.05)，這與張龍等[13]結果一致。水質方面，初始時FTS和RAS水體中氨氮、亞硝酸鹽氮和COD質量濃度較低，隨著養殖時間增加，三者質量濃度逐漸升高，養殖后期FTS水體中氨氮、亞硝酸鹽氮和COD質量濃度明顯高于RAS，與索建杰等[1]、RAT等[26]結果一致?；【倲岛图毦倲捣矫?，兩種養殖模式下弧菌總數和細菌在初始時明顯較低，隨后弧菌和細菌總數持續增加。FTS下水體中弧菌總數和細菌總數明顯高于RAS，同時FTS水體中弧菌和細菌總數增長速率高于RAS。

3.2 兩種養殖系統細菌群落組成比較

門水平分析顯示變形菌綱(Proteobacteria)和擬桿菌門(Bacteroidetes)為水體優勢細菌。屬水平主要為弧菌屬(Vibrio)、紅細菌科(Rhodobacteraceae)、交替單胞菌屬(Alteromonas)等。最后本研究對兩種系統的可培養菌株進行了比較，在兩種養殖系統中得到可培養菌株93株，其中FTS水體中弧菌屬(Vibrio)為主要可培養菌株，所占比例為61%。而循環水系統腸桿菌(Enterobacter)所占比例為18%，為主要可培養菌株，通過可培養菌株可以看出FTS養殖水體中提高致病性的弧菌明顯高于RAS，從而降低系統穩定性。結果顯示在FST和RAS兩種對蝦養殖模式中，在水體細菌群落種群結構的穩定性方面，循環水養殖系統優于流水式養殖系統。

Heyse等[27]初步研究了不同操作對凡納濱對蝦幼蝦階段微生物種群結構的影響。通過對干飼料、輪蟲、藻類加入水體前后及換水前后微生物種群動態變化進行18 d監測，結果顯示藻類和輪蟲為系統提供了新的細菌種群，其中有很大一部分有潛在病原菌，對病害發展進程影響最大，而水體交換前后，微生物種群動態變化并不顯著，并被認為不是引入病害的主要原因[27]。本研究結果發現，在飼料等條件一致的情況下，FTS中的細菌群落穩定性相比RAS較差，說明換水會對養殖系統水體細菌群落穩定性造成一定的影響，這與Heyse等[27]結果不同，可能是本試驗與其相比進行了100 d的長期觀測，增加養殖周期從而觀察出對試驗的影響。

本結果表明，隨著時間的推移，循環水養殖系統中的微生物種群比流水式養殖下的微生物種群更穩定，這與Vadstein等[28]提出的假設一致。最近的一項研究通過變性梯度凝膠電泳(PCR/DGGE)分析了16S rDNA基因序列，以比較一個流水式養殖系統和一個循環水養殖系統養殖水體和大西洋鱈魚幼蟲的細菌群落組成[29]?；贐ray-Curtis相似性的排序表明，循環水養殖系統樣本之間沒有明顯的分離；然而，在流水式養殖樣品中微生物群落組成發現了明顯的分離。此外，循環水養殖系統中的Bray-Curtis相似性為75%，而流水式養殖中為20%～25%，這表明循環水養殖系統中的細菌群落更加穩定。所有這些觀察結果都支持關于穩定水質參數將對微生物群落演替特征產生重要影響的微生物管理假說。

此外，本研究通過擴增子測序還發現，與傳統換水養殖模式相比，循環水養殖系統在一個對蝦養殖周期內對弧菌的控制效果更好。這與之前的研究相符。例如楊勝遠等[30]采用TCBS瓊脂平板菌落計數法對凡納濱對蝦循環水養殖系統水體中弧菌的消長進行了監測。結果表明，與傳統換水養殖模式相比，循環水養殖系統對非O1群霍亂弧菌,溶藻弧菌和普通變形桿菌控制效果更好。在整個養殖過程中，循環水養殖系統弧菌和普通變形桿菌的數量均低于對蝦發病的閾值(104CFU/mL)[30-31]。這也很好地說明了循環水養殖系統中可以更好地減少病害的發生，以提高養殖效率及產量。

4 結論

循環水養殖系統中水質參數在運行過程中更加穩定，循環水養殖系統較流水式養殖系統相比能夠更好地維持水體中的細菌群落，突出了循環水養殖系統在維持細菌群落穩定性方面的優勢，表明其可以通過提供良好的養殖環境，從而減少對蝦病害的發生，提高養殖效率及產量。

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