基于全基因組和轉錄組的綠豆谷胱甘肽轉移酶基因及其對鎘脅迫的響應

張創娟程 斌楊 樂冷 艷李師翁

(蘭州交通大學 生物與制藥工程學院,蘭州 730070)

谷胱甘肽轉移酶(GST,EC 2.5.1.1.8)廣泛分布于真核生物與原核生物,該酶蛋白含有1個N 端結構域和一個C端結構域,N 端包括谷胱甘肽結合和催化殘基,而相對保守的C 端主要由5～6個螺旋組成,結合疏水底物并決定GST 的特異性和活性[1]?；诿庖呓徊娣磻?、蛋白質序列相似性、基因結構、底物特異性和特定殘基的保守性,可將植物GST 分為14類:Phi(F)、Tau(U)、Theta(T)[2]、Zeta(Z)、Lambda(L)、谷胱甘肽依賴性脫氫抗壞血酸還原酶(DHAR)[3]、Metaxins、Hemerythrin(H)、Iota(I)[4]、四氯對苯二酚脫氫鹵化酶(TCHQD)、真核翻譯延伸因子1B的γ-亞基類(EF1Bγ)、谷胱甘肽氫醌還原酶(GHRs)、含兩種硫氧還蛋白的 GSTs(GST2N)、微粒體前列腺素E合成酶2型(mPGES2)[5]。其中Tau、Phi、Zeta、Theta和TCHQD都含有1 個具有催化功能的絲氨酸,Iota、Hemerythrin、DHAR、Lambda、GHRs、m PGES2 和Metaxins類在活性位點的基序中有1 個非常保守的半胱氨酸。Tau、Phi、DHAR 和Lambda四類是植物所特有的,且Tau和Phi類在植物中含量最豐富。DHAR 和Lambda類是單體,對外源底物沒有谷胱甘肽結合活性,在氧化還原穩態中發揮作用[6-7]。Iota類僅在非維管植物、藻類和藍藻中被鑒定,似乎在大多數陸生植物的進化過程中丟失了[4,7]。GST 基因(GST)家族在多種植物中都有研究,例如,甘藍型油菜基因組含有83個GSTs,44.2%在不同的染色體上,47.6%的重復GSTs具有不同的表達模式[8]。蘿卜中鑒定出82個GSTs,分為Tau、Pfhi、Theta、Zeta、Lambda、TCHQD 和DHAR 7類[9]。研究表明,GST 通過催化谷胱甘肽(GSH)的硫醇基團和親電基團在疏水和有毒底物中的S偶聯,保護細胞免受化學誘導的毒性,并提高其耐受性[10]。鹽、寒、旱和ABA(脫落酸)處理均導致煙草GST 表達上調[11]。過氧化氫、銅、砷、鎘和鋅脅迫下,甘薯地上組織中IbGSTU19表達下調,IbGSTU5、IbGSTU3和Ib GSTU12表達上調;而在地下組織中,Ib GSTU24、Ib GSTU27 和Ib GSTU16 表 達 上調[12]。近年來,GST 在植物響應重金屬Cd脅迫中的作用受到廣泛關注。例如,Cd和Ni顯著提高小麥幼苗芽和根中GST 活性[13],200 mg/L Cd暴露72 h 和96 h 增加大豆GST 活性[14],白菜BcGSTUs的表達受到Cd的誘導[15]。綠豆[Vigna radiata(L.)R.Wilczek]是世界范圍內廣泛種植的豆科作物,主要分布在南亞和東南亞、非洲、南美和澳大利亞[16]。前期的研究發現,Cd脅迫強烈上調綠豆根中GSTs[17],但對于綠豆GSTs及其編碼蛋白的特征和功能尚不清楚。為此,本研究運用基因組學方法分析綠豆GST 家族成員及其編碼蛋白,并與擬南芥和大豆進行比較;運用轉錄組學方法分析綠豆GST 在根、莖、葉中的表達譜及其對Cd脅迫的響應;最后,分析Cd脅迫對根、莖、葉中GST 酶活性的影響。本研究結果為植物GST 及其功能研究和綠豆GST 的基因工程應用提供科學資料。

1 材料與方法

1.1 植物材料培養與處理

新鮮綠豆[Vigna radiata(L.)R.Wilczek]種子用蒸餾水沖洗后用75%乙醇浸泡15 min,無菌水沖洗,于(25±1)℃培養箱中暗培養24 h,播種于蛭石和珍珠巖基質(1∶1)的育苗盤中,每盤不少于20株。對照組以1/2 Hogland營養液澆灌,處理組以濃度100μmol/L Cd Cl2·6 H2O 的1/2 Hogland營養液澆灌,每組至少種植3 個生物學重復[17]。將育苗盤置于25 ℃、光強度為2 500 lx、光周期為14/10 h(光照/黑暗)的光照培養箱中培養。在無菌條件下,于培養的第1、5、9天分別取根、莖、葉于液氮迅速冷凍,置于-80 ℃冰箱儲存用于RNA提取。于培養的第1、3、5、7、9天分別取根、莖、葉用于GST酶活測定。

1.2 轉錄組測序與基因表達分析

用RNA 提取試劑盒(SK8631,上海生工生物)按操作說明進行總RNA 提取,所得總RNA溶解于50μL無RNA 酶的水中,于-80 ℃冰箱儲存。用安捷倫2100 生物分析儀和NanoDrop ND-1 000 分光光度計評估RNA 質量和濃度,RIN 值為8.1～9.9,OD260/280為1.8～2.2。用Truseq TM RNA(Illumina)試劑盒純化m RNA,Truseq TM DNA(Illumina)試劑盒構建cDNA 文庫,用安捷倫2100 生物分析儀檢測cDNA 文庫的質量。文庫構建及轉錄組測序由上海美吉生物醫藥科技有限公司進行。

轉錄組測序得到的raw reads,用軟件FastQC V0.10.1設置ASCII Q-score偏移量為33進行質量評估,使用軟件HISAT2(http://ccb.jhu.edu/software/hisat2/index.shtml)將產生的clean reads 與綠豆基因組(https://www.ncbi.nlm.nih.gov/genome/? term =Vigna radiata)進行比對,使用軟件String Tie(http://ccb.jhu.edu/software/stringtie/)將比對的reads組裝為轉錄本,軟件RSEM 對基因的表達水平進行定量分析,表達量的結果以TPM(transcripts per kilobase per million mapped reads)值表示,利用軟件DESeq2進行樣品間基因差異表達分析,設置參FDR<0.05,|log2FC|≥1,符合標準的基因為差異表達基因(DEGs)。

1.3 GST酶活分析

0.5 g 植物材料,液氮研磨,加3 m L 0.2 mol/L 的Tris-HCl緩沖液(含1 mmol/L Na2-EDTA,5 mmol/L DTT,p H 7.8)研磨成勻漿,倒入預冷離心管中,用1 m L 緩沖液沖洗研缽一并倒入離心管,于4 ℃12 500 r/min 離心15 min,上清液為粗酶液。酶反應體系為2.7 m L 0.1 mol/L磷酸鹽緩沖液(含1 mmol/L Na2-EDTA,p H 6.5),0.1 m L 30 mmol/L 的GSH,50 μL 粗 酶 液,然 后 加 入0.1 m L 30 mmol/L 的1-氯-2,4-二硝基苯(CDNB)啟動反應,以不加CDNB的空白管為對照,測定OD340,計算酶活(U/g),1 U=1μmol/min,每個樣品重復3次。

1.4 綠豆GST基因鑒定及特征分析

分別從TAIR(https://www.arabidopsis.org/browse/genefamily/gst.jsp)數據庫和Legume Information System (LIS,https://legumeinfo.org/)數據庫中檢索擬南芥和大豆GST 序列,通過NCBI的BLASTN 比對(E-value<10-10)和綠豆全基因組數據檢索,獲得候選的綠豆GSTs,NCBI的保守域數據庫(https://www.ncbi.nlm.nih.gov/Structure/cdd/wrpsb.cgi)確定其蛋白質結構中含有典型的GST_N 和GST_C 結構域[18],確定綠豆GST 家族成員,采用綠豆拉丁名首字母縮寫“Vr”為前綴,后接GST 和分類簡寫,最后接唯一編號進行命名,例如VrGSTF1。

用MEGA 7.0軟件的Clustal W 鄰接法構建綠豆GST 氨基酸序列系統樹,獲得Newick樹文件,使用在線軟件MEME(https://meme-suite.org/meme/)進行GST 蛋白序列的保守motif分析,motif的數量設置為10,分析結果以XML 文件輸出,將獲得的Newick 樹文件、XML 文件和基因組注釋文件通過Tbtools軟件可視化。

1.5 綠豆GST蛋白特征分析

用ProtParam tool (http://web.expasy.org/protparam/)在線軟件預測GSTs的理化性質,包括分子質量、理論等電點和氨基酸組成等[19]。在Wo LFPSORTⅡ(https://www.genscript.com/wolf-psort.html)預 測GST 亞 細 胞定位。Pfam Search(http://pfam.xfam.org/search#tabview=tab1)分析GST 結構域,分析結果用Tbtools軟件可視化。

1.6 GSTs系統發育分析

使用ClustalW 進行擬南芥、大豆及綠豆GSTs比對[20],使用MEGA 7.0鄰接法構建系統發育樹,bootstrap設置為1 000[21],并使用iTOL在線軟件(https://itol.embl.de/itol.cgi)可視化[22]。

2 結果與分析

2.1 Cd脅迫對綠豆幼苗生長的影響

形態學統計分析表明,100μmol/L CdCl2脅迫顯著抑制綠豆幼苗的生長(表1),導致株高降低4.4%,根長降低10.4%,側根數減少28.4%,莖葉鮮質量和干質量分別減少16.4%和16.3%,根鮮質量減少16.5%。表明Cd嚴重影響根伸長和側根生長,而對根干質量無影響,這可能與根吸收和積累了過量Cd有關。

表1 Cd脅迫綠豆幼苗形態指標(±s)Table 1 Morphological parameters of mung bean seedlings under Cd stress

表1 Cd脅迫綠豆幼苗形態指標(±s)Table 1 Morphological parameters of mung bean seedlings under Cd stress

樣本Samples株高/mm Plant height根長/mm Root length側根數Lateral root No.莖葉鮮質量/g Shoot fresh mass莖葉干質量/g Shoot dry mass根鮮質量/g Root fresh mass根干質量/g Root dry mass CK 181.75±3.46 a 135.53±11.40 a 29.18±2.13 a 305.67±12.25 a 30.0±0.5 a 172.33±13.59 a 8.11±0.73 a 100μmol/L CdCl2 173.62±3.19 b 121.38±3.43 a 20.9±1.19 b 255.57±11.78 b 25.1±0.29 b 143.88±4.08 b 8.13±0.51 a

2.2 綠豆GST基因及其結構特征

從TAIR 和LIS數據庫中檢索到53個擬南芥和100 個大豆GST 蛋白序列,通過BLASTN比對和全基因組數據檢索,獲得候選基因,然后通過NCBI的保守域數據庫(CDD)用來識別基因編碼蛋白質中典型的GST_N 和GST_C結構域,最終鑒定出93個綠豆GST 家族成員,將其命名為Vr GSTs,包括Tau、Phi、Lambda、Theta、Zeta、DHAR、EF1Bg、GHRs、mPGES2 和TCHQD10類,其分類命名見表2。其中屬于Tau 類和Phi類GSTs最多,分別為38和12個。

在系統進化樹中(圖1),Tau類為一大分支,各亞類在進化關系上最近,聚集在同一小的分支。保守基序分析結果表明,Vr GSTs在motif數目和種類上差異較大,Motif 2幾乎是所有基因共有的,存在于91%的基因;同一分類motif分布具有相似性,如Tau類都含有motif(1-6),Phi類都含有motif 2、motif 4和motif 9,GHRs類具有完全相同的motif分布?；蚪Y構分析結果表明,不同類Vr GSTs在結構上具有較大差異,同一分類Vr GSTs 結 構 高 度 相 似;除Vr GSTF7、Vr GSTF8、Vr GSTL1 沒有內含子外,其余基因都有2～3個內含子,外顯子數目在2～10個不等(圖1-c),Tau 類 和TCHQD 類 都 含 有2 個 外 顯 子,Phi類除VrGSTF1 和Vr GSTF7 外都含有3 個外顯子,GHRs類有5 個,Lambda、Theta、Zeta、DHAR、EF1Bg 和mPGES2 有 較 多 的 外 顯 子(6～10個)。

圖1 綠豆GST親緣關系(a)、保守motif(b)和基因結構(c)Fig.1 Phylogenetic relationship(a),conserved motif(b)and structure of mung bean GSTs(c)

2.3 綠豆GST蛋白結構及特征

ProtParam tool軟件對綠豆GST 的理化性質的預測結果見表2。綠豆GSTs 的氨基酸數目為107(Vr GSTF7)～ 420(Vr EF1Bg1、Vr EF1Bg2),Vr GSTF7、VrGSTL4、Vr GSTZ4-3和Vr GSTZ4-8少于200,Vr EF1Bg1-3、m PGES1-2 和GHRs 類 多 于300 個 氨 基 酸 外,其 余(84.2%)氨基酸數目均在200～300。分子質量介于12.42～47.93 ku,分子質量最小的為氨基酸數目最少的Vr GSTF7,分子質量最大的為Vr EF1Bg3,GHRs和mPGES2類分子質量也比較高,最高分別為42.19 和40.19 ku,大多(70.5%)集中在20～30 ku。等電點的范圍為4.52～9.67,其中Theta、m PGES2和TCHQD 類的等電點都大于8,Vr GSTU10、Vr GSTU14、Vr GSTF1、Vr GSTF 7、Vr GSTF 8和Vr DHAR 2的等電點大于7,分別為7.87、8.38、7.69、8.01、7.68和8.62,其余(77.89%)的蛋白的等電點都在4.52～6.82內,大多數都為酸性蛋白。蛋白質亞細胞定位預測結果表明Vr GSTs分布于細胞質、葉綠體、細胞核、線粒體及過氧化物酶體,但主要存在于細胞質中,其中Vr GSTT2、Vr GSTF10、VrGSTF11、VrmPGES2定位于線粒體中,Vr GSTU1、Vr GSTL1等19個定位于葉綠體。

表2 綠豆GST蛋白特性Table 2 Characteristics of the GST protein of mung bean

(續表2 Continued table 2)

對 Vr GST 結構域分析表明(圖2),Vr DHAR2、Vr GSTL2-1、Vr GSTL2-4 和Vr GSTL4只含有GST_N 端結構域,Vr GSTF7 和Vr GSTF8只含有GST_C 端結構域,其余Vr GSTs都含有GST_N 和GST_C 結構域。Tau類都具有GST_N_Tau和GST_C_Tau結構域,Phi屬于同一個超基因家族,此外EF1Bg(1-3)還具有其獨特的EF1G 結構域。

圖2 綠豆GST蛋白結構域Fig.2 Domains of mung bean GST proteins

2.4 Vr GST系統發育關系

將Vr GST 與擬南芥和大豆GST 氨基酸序列共構建進化樹(圖3),結果顯示GST 家族可分為三大分支,Tau類和Lambda類各占一個分支,其余8類聚為一支,Vr GST 與大豆GST 親緣關系較近,而與擬南芥GST 較遠,且綠豆和大豆具有較多的直系同源蛋白對,分別為Lambda類的VrGSTL1/GmGSTL3,DHAR類的VrDHAR2/Gm-DHAR2, EF1Bg 類 的 VrEF1Bg3/GmEF1Bg和Tau 類 的VrGSTU23/GmGSTU23、VrGSTU14/GmGSTU17、 VrGSTU9/GmGSTU8、 VrGSTU2/GmGSTU24、VrGSTU11/GmGSTU1、VrGSTU10/GmGSTU27、VrGSTU12/GmGSTU26、VrGSTU17/GmGSTU25,Tau 類在植物中最為豐富,其直系同源蛋白對也最多。

圖3 綠豆GSTs與擬南芥和大豆的系統發育樹Fig.3 Phylogenetic tress of GSTs from genomes of mung bean,A.thaliana and soybean

2.5 Vr GST在根、莖、葉中的表達模式

轉錄組測序結果表明,共有40個VrGSTs在綠豆根、莖或葉中表達,其中Vr GSTF7、Vr GSTF8和Vr GSTF12 的表達量TPM 值接近于零,37 個Vr GST 表達模式見圖4,其中Vr GSTF2、Vr GSTF9 和Vr GSTU22 只 在 葉 中 表 達,Vr GSTU27只在莖中表達,Vr GSTL4 和Vr GSTU2只在根中表達,其余31個基因在根莖葉中都表達。Vr DHAR1、Vr GSTF11、Vr GSTU6 等14個基因的表達量基本呈現根>莖>葉的趨勢,Vr GSTF1、Vr GSTF3、Vr GSTL3 等9 個 基 因 在莖中表達量最高,Vr DHAR2、Vr GSTU7、Vr GSTU8 等 7 個基因在葉中表達量最高。Vr DHAR1、VrGSTF1、Vr GSTU7、Vr GSTU8、VrGSTF11和Vr GSTF11 等基因在根、莖、葉中表達量都很高。其中Vr GSTU7和Vr GSTU8是葉中表達量最高的基因,在葉中最高分別達到817TPM 和266TPM ,同時,Vr GSTU7也是莖中表達量最高的基因,表達量TPM 為250,根中表達量最高的Vr GSTF11 TPM 為200。結果表明,VrGSTs的表達具根、莖和葉的組織特異性,且基因在根莖葉中的表達沒有明顯的時序性。

圖4 綠豆VrGSTs在根、莖和葉中的表達譜(數據為log2 TPM 值)Fig.4 Expression pattern of VrGSTs in mung beanroot,stem,and leaf tissues(Data are shown as log2 TPM)

2.6 Cd脅迫對VrGST表達的影響

如圖5所示,Cd脅迫第1天,根、莖、葉中分別有11、6、6個Vr GSTs顯著上調,平均上調倍數分別為2.48、1.99和2;分別有8、1、2個Vr GSTs顯著下調,平均下調倍數分別為1.44、2.05 和1.5。Cd脅迫第5天,根、莖、葉中分別有11、11、9個Vr GSTs 顯著上調,平均上調倍數分別為2.15、2.24和3.69;分別有8、2、2個Vr GSTs顯著下調,平均下調倍數分別為2.59、1.48 和2.06。Cd脅迫第9 天,根、莖、葉中分別有11、11、5個Vr GSTs顯著上調,平均上調倍數分別為1.88、2.53和4.09;分別有11、2、8個VrGSTs顯著性下調,平均下調倍數分別為2.44、1.55 和1.61。其中,根、莖、葉中隨時間延長顯著上調的基因分別為10、8和4個,平均上調倍數為2.17、2.25和3.26。表明差異表達Vr GSTs數量呈現根>莖>葉的明顯趨勢,說明Cd 脅迫對根中Vr GST 表達的影響最強。而且,莖中被Cd顯著上調的Vr GST 數量明顯多于顯著下調的數量,表明莖中Vr GST 在Cd 響應中也起重要作用。有趣的是Vr GSTU2在對照組的莖中不表達,而在Cd處理的第9天被顯著上調4.07倍。Cd脅迫下葉 中Vr GSTF3、VrGSTF6 和Vr GSTU1 分別被顯著上調達3.72、6.81 和5.87 倍;莖中VrGSTF11、VrGSTF6、Vr GSTU1、Vr GSTU2、Vr GSTU23和Vr GSTU28 分別被顯著上調達2.93、3.28、2.51、4.07、2.40 和2.03 倍;根 中Vr GSTF11、Vr GSTL3、Vr GSTL2-3、 Vr GSTU23、VrGSTU28 和Vr GSTU2 分 別 達 別 被 顯著上調3.17、1.39、2.89、2.52、3.32和3.29倍。VrGSTF5和VrGSTU16在根中被顯著下調,而在葉被上調;Vr GSTU23 在葉中被顯著下調,但是在根和莖中都為上調。上述結果表明,Cd 對根、莖和葉中Vr GST 表達的影響不同,也說明根、莖、葉中響應Cd脅迫的Vr GST 不相同。

圖5 Cd脅迫下綠豆GSTs表達譜(數據為log2 FC)Fig.5 Expression profile of mung bean GSTs in response to Cd stress(Data are shown as log2 FC)

2.7 谷胱甘肽(GSH)代謝途徑對Cd 脅迫的響應

為進一步了解GSH 代謝途徑對Cd脅迫的響應,對參與該途徑的基因表達進行了轉錄組層面的分析,發現直接參與GSH 合成與分解的39個基因編碼14酶(圖6),包括4個γ-谷氨酰羥化酶/γ-谷氨酰肽酶(EC:2.3.2.2,3.4.19.13)、2個GSH 羥化酶(EC:2.3.2.2,3.4.19.13)、2 個γ-谷氨酰環轉移酶(EC:4.3.2.9)、1個谷氨酸-半胱氨酸連接酶(EC:6.3.2.2)、6個葡萄糖-6-磷酸脫氫酶(EC:1.1.1.49)、3個GSH 還原酶(EC:1.8.1.)、1個GSH 合酶(EC:6.3.2.3)、8個異檸檬酸脫氫酶(EC:1.1.1.42)、4個peroxiredoxin(EC:1.11.1.27)、1個GSH 過氧化物酶(EC:1.11.1.12)、1 個thiol-disulfide oxidoreductase(1.8.4.7)、2個thiosulfate sulfurtransferase(2.8.1.3),以及40個編碼GSTs(2.5.1.18)基因。這些基因的共同調控維持細胞內GSH 動態平衡。基因表達分析表明,根中大多數基因被Cd下調,而葉和莖中大多數基因被Cd上調,這一方面說明,由于根、莖和葉中Cd濃度不同,對基因表達的影響不同;另一方面說明根、莖和葉中參與GSH 代謝基因對Cd的響應不同。在莖和葉中,上述基因表達水平上調,促進了GSH 合成和GSH 與GSSG 之間的轉化,而在根中這些基因表達的下調和GSTs的上調,會影響細胞內GSH 的水平。然而,由于GSTs催化一個R 基團(主要是烷基和芳香基)轉移到GSH 上,而無外源供給時,細胞內并不會積累烷基和芳香基。因此,Cd脅迫導致GSTs基因表達上調和酶活性升高,可能不直接造成GSH 減少,影響細胞內GSH 平衡。

圖6 谷胱甘肽代謝途徑對Cd脅迫的響應(圖中熱圖表示該基因在葉、莖和根中3個時間點的表達)Fig.6 Response of glutathione metabolism to Cd stress(Heat maps show expression of corresponding genes in leaves(L),stems(S),and roots(R)at threepoint-in-time)

2.8 Cd脅迫對GST酶活性的影響

GST 酶活性分析表明(圖7),對照組根、莖和葉中平均GST 酶活性分別為163.85 U/g、173.79 U/g和276.59 U/g,表明葉中的酶活高于莖和根。Cd處理組根、莖和葉中平均GST 酶活性分別為350.85 U/g、216.09 U/g和265.78 U/g,根和莖中GST 酶活分別上升2.14和1.27倍,根中的酶活變化顯著高于莖和葉,這與Vr GST 表達譜(圖4)和Cd處理對其表達的影響結果一致(圖5)。Cd處理對葉中GST 活性影響較小(圖7-a),只在第1天顯著降低葉中GST 活性下。然而,Cd顯著升高莖中第5、7、9 天GST活性,分別比對照組提高29%、27%和27%;顯著升高根中1、3、5、7、9 d GST 活性,分別比對照組提高了48%、53%、50%、59%和51%。顯然,Cd對根中GST 活性的影響最大,莖中GST 活性對Cd的響應具有滯后性。也說明根中GSTs在響應Cd脅迫中起最主要作用。

圖7 Cd脅迫綠豆葉(a)、莖(b)和根(c)中GST酶活性Fig.7 Activity of GST enzyme in leaf(a),stem(b),and root(c)tissuesunder Cd stress

3 討論

GST 因其在植物響應非生物脅迫中起重要作用而被廣泛關注,研究者通過全基因鑒定了101個大豆[23]、62個柑橘[24]、81個毛果楊[3]、54個擬南芥[25]、59 個水稻[26]GST 家族成員,本研究鑒定了93個綠豆GST 家族成員,表明不同植物中GST 基因家族成員的數量差異較大,就目前結果而言,豆科植物具有更多GST 家族成員。綠豆93個Vr GSTs中Phi和Tau數量最多,這與Phi和Tau類在植物中含量最豐富一致[27]?；蚪Y構分析結果顯示,不同類型的Vr GST 內含子與外顯子的數目和分布存在較大差異,同一類Vr GSTs具有相似的結構,與甘藍型油菜GST 結構分析結果相一致[27]。Tau類含有2個外顯子,Phi類含有3 個外顯子,與大豆GST 結構相類似[23],也符合高等植物Tau 類和Phi類的GST特 征[28]。Vr GST 的 Zeta、Lambda、Theta、DHAR、EF1Bg 和mPGES2 類 有6 個 以 上 外 顯子,與文獻報道一致[29-30]。所有確定的Vr GSTmotif中,motif 2 存在于91%的基因中,Tau 含有所有的motif,類似于已經報道[31]。

系統發育分析表明,綠豆、大豆和擬南芥屬于同一亞類的GSTs聚集在一起,且綠豆和大豆的親緣關系最近,具有多個直系同源蛋白對。GST有兩個結構域:N 端和C 端結構域。N 端結構域包含α-螺旋和β-鏈,C端結構域均為α-螺旋結構。除Vr DHAR2、VrGSTL2-1、VrGSTL2-4和Vr GSTL4只含有GST_N 端結構域,Vr GSTF7 和Vr GSTF8只含有GST_C 端結構域,其余Vr GSTs都含有為GST_N 和GST_C結構域,N 端結構域類型和位置更為穩定,這意味著N 端結構域更保守,這與在其他植物中研究的結果類似[3,23,32]。所有植物的GSTs分子質量約為50 ku,由兩個大小相似(約25 ku)的亞基組成,等電點在4～5[33]。綠豆Tau類和Phi類的分子質量在以前研究的數據范圍內,但是EF1Bg、GHRs和mPGES2類最高分別為47.73、42.19和40.19 ku,此結果與Swati對綠豆GST 蛋白分析的結果相同[31],說明不同植物間GST 的理化性質也存在很大的差異。亞細胞定位分析表明,Vr GSTs主要分布于細胞質中,其中VrGSTT2、Vr GSTF10、Vr GSTF11、VrmPGES2 定 位 于 線 粒 體中,參與維持線粒體中的GSH:GSSG 比率,這符合線粒體中有高濃度GSH[34];Vr GSTU1、Vr GSTL1等19個定位于葉綠體,葉綠體的GSTs在其他植物中也有鑒定[35]。

GST 的表達存在組織差異性和特異性[36],綠豆Vr GSTF2、Vr GSTF9和Vr GSTU22只在葉中表達,Vr GSTU27 只在莖中表達,VrGSTL4 和Vr GSTU2只在根中表達,Vr GSTU7在葉和莖中表達量最高,VrGSTF11在根中表達量最高。He等[36]對薺菜的研究表明,25個Tau類GSTs中,13個在所有檢測的組織中表達,12 個選擇性表達。其中Cr GSTU23僅在根組織中表達,Cr GSTU5和CrGSTU19 僅在種子組織中表達,而Cr GTU10 僅 在 下 胚 軸 區 表 達,12 個Phi 類GSTs,5個在所有組織中表達,5個選擇性表達,還有兩個在所有組織中都不表達。酶活分析表明,對照組中酶活呈現葉>莖>根的趨勢,這可能與Vr GSTU7在莖葉中的高表達有關,Vr GSTU7在莖和葉中的表達量分別達到TPM 680 和TPM250,而根中表達量最高的Vr GSTF11只達到TPM 200,可能與GSTs參與莖和葉中色素的轉運有關[37]。形態學指標顯示,Cd脅迫嚴重影響綠豆幼苗的生長。轉錄組分析發現,Cd 脅迫下,根和莖中上調基因的數量明顯高于葉中,相應的根和莖中的GSH 酶活明顯增高,這與根直接接觸Cd有關。且Vr GSTF6在葉和莖中上調最明顯,其差異表達倍數在1 d、5 d、9 d都在5倍和3倍以上,Vr GSTU28在根中的差異表達倍數在1 d、5 d、9 d也都在3倍以上。他們可能是根和莖中酶活的主要貢獻者。有研究將剛毛怪柳ThGSTZ1在擬南芥中過表達,轉基因植株GST酶活在Cd脅迫下高于野生株[38]。為驗證GSTU在白菜抗Cd 中的作用,將BcGSTU4、BcGSTU11、BcGSTU12和BcGSTU22在酵母中表達,發現BcGSTU11提高了酵母對Cd的耐受性[15]。這些研究都表明,GST 在植物響應Cd脅迫中起作用。

重金屬脅迫導致植物ROS 爆發,過量的ROS抑制酶活性,引發脂質過氧化和蛋白質氧化等。因此,Cd 脅迫下,具有過氧化物酶活性的GSTs,與超氧化物歧化酶(SOD)、過氧化物酶(POD)過氧化氫酶(CAT)等抗氧化酶共同參與ROS清除,調節細胞內的氧化還原穩態[39]。而且,GST 發揮Ⅱ期解毒作用,GST 催化GSH 結合過氧化產物和游離的Cd,降低Cd對綠豆的毒害。此外,GST 在響應鹽[40]和干旱[11]等非生物脅迫以及病原菌[41]等生物脅迫中也起重要作用。Wang等[42]研究表明,干旱條件下,轉基因香蕉MaGSTU2和MaGSTU3表達量顯著升高,表明這兩個基因響應干旱脅迫。鹽、干旱、低溫及重金屬等非生物脅迫都能引起細胞膜結構的破壞,脂質過氧化和活性氧的產生,植物GST 通過抗氧化酶活性修復自由基引起的膜磷脂損傷、抑制微粒體過氧化反應等途徑發揮抗氧化作用[43]。本研究獲得的Vr GSTs有望為運用基因工程手段提高或改善植物重金屬抗性的研究,提供有價值的科學資料和依據。