惡性瘧原蟲動物模型及基因編輯研究進展

匡德宣， 王文廣， 孫曉梅， 代解杰

(中國醫學科學院/北京協和醫學院醫學生物學研究所樹鼩種質資源中心，云南省重大傳染病疫苗研發重點實驗室， 中國醫學科學院醫學生物學研究所實驗樹鼩標準化與應用研究省創新團隊， 昆明650118)

瘧原蟲是引起瘧疾的主要病原體， 瘧疾與艾滋病、結核病一起被世界衛生組織列為全球亟需控制的公共衛生問題， 是聯合國千年發展目標中重點防控的3種傳染病之一[1]。目前發現的可寄生人體的瘧原蟲有五種： 惡性瘧原蟲(Plasmodium. falciparum)、間日瘧原蟲(P. vivax)、三日瘧原蟲(P. malariae)、卵形瘧原蟲(P. ovale)和諾氏瘧原蟲(P.Knowlesi)，其中對人類危害最嚴重的是惡性瘧原蟲。自從1880年Laveran 在惡性瘧病人血液中發現瘧原蟲以來， 瘧疾仍是全球范圍內危害最嚴重的寄生蟲病之一， 目前全球有 99個國家和地區流行瘧疾， 約33億人受到瘧疾威脅， 每年約有 2億瘧疾病例， 66萬人死于瘧疾感染[2]。在世界范圍內， 人類對人瘧原蟲生理、生化、感染和慢性致病機制、藥理免疫以及人瘧原蟲疫苗的研制等方面進行深入研究，均離不開合適的動物模型。雖然科學家曾嘗試使用非人靈長類、免疫缺陷小鼠、轉基因技術等開展惡性瘧原蟲動物模型研究，但結果各有優缺點。本文對惡性瘧原蟲動物模型及基因編輯研究做一綜述，以供參考。

1 惡性瘧原蟲體外培養模型

惡性瘧原蟲是人體感染瘧原蟲種類中致死率最高的蟲種，同時也是目前研究最多并唯一能在體外進行長期培養的瘧原蟲蟲種[3]。Geiman等[4]用惡性瘧原蟲證實美洲夜猴可作為人瘧原蟲的實驗宿主， 揭開了體外連續培養瘧原蟲的序幕。隨后Trager等[5]通過改進形成燭缸靜止法和流動瓶法，取得了惡性瘧原蟲紅內期(erythrocytic stage)體外培養的歷史性突破，首次報道了從夜猴身上引種的人惡性瘧原蟲抗氯喹株成功進行體外連續培養，建立了惡性瘧原蟲越南FVO株的連續培養方法。1983年云南省瘧疾防治研究所成功培養一株惡性瘧原蟲，此后培育出12個分離株，建立了適合體外生長的蟲庫[6]。Fandeur等[7]用松鼠猴紅細胞對惡性瘧原蟲進行體外培養，雖然惡性瘧原蟲在松鼠猴紅細胞內連續生長時間未超過3周，但已為人惡性瘧原蟲松鼠猴動物模型的研究打下了堅實基礎。謝苑靈等[8]應用體外連續培養惡性瘧原蟲的方法對黑葉猴、熊猴、紅面猴、獼猴、果子貍、長爪沙鼠、家兔、白掌長臂猿(泰國產)等8 種動物進行易感性實驗，研究結果顯示，黑葉猴、熊猴、紅面猴、獼猴、果子貍、長爪沙鼠以及家兔均屬不易感動物，而在白掌長臂猿則顯示相當的易感性。通過對各種動物進行人惡性瘧原蟲體外連續培養的易感性試驗將為人瘧原蟲動物模型的研究提供了一種準確、快速、節約的好方法。

迄今， 國外學者[9]相繼建立了4種人類瘧原蟲紅外期(exo-erythrocytic stage)體外培養技術以及惡性瘧原蟲標準蟲株， 已廣泛應用于抗瘧藥物敏感性研究、抗瘧藥物篩選、抗藥性瘧原蟲培育與抗性消長等各個領域， 并以此為基礎開展了有關的瘧原蟲生物學與免疫學研究， 帶動了瘧原蟲免疫、生理、生化、疫苗研制、診斷等學科的發展。惡性瘧原蟲體外培養的成功，不僅可以在人瘧原蟲的某些研究領域取代來源困難、價格昂貴的模型動物，又為開展其它瘧原蟲的體外培養研究提供了借鑒方法。

2 惡性瘧原蟲體內感染動物模型

2.1 惡性瘧原蟲感染類人猿模型

Mesnil等[10]首先報告以間日瘧原蟲和惡性瘧原蟲感染黑猩猩(chimpanzee)獲得成功，該報告曾被認為是人瘧原蟲接種動物獲得成功的第一個紀錄，但3年后他們自己否定了以間日瘧原蟲和惡性瘧原蟲接種黑猩猩獲得成功的觀點[11]。Rodhain等[12]相繼作了間日瘧原蟲接種黑猩猩獲得成功的報道，接種前把黑猩猩脾臟切除，在短時間內可以產生高度的蟲血癥。描述了瘧原蟲在黑猩猩體內的全部繁殖過程，還肯定了切除脾臟是建立瘧原蟲模型的有效手段。雖然如此， 但對黑猩猩作為人瘧原蟲模型的深入研究始于1950年代末期。黑猩猩對間日瘧原蟲和惡性瘧原蟲都有一定的感受性，但對間日瘧原蟲的感受性較好[13，14]。Cadigan 等[15]首先發現泰國的白掌長臂猿(Hylobat eslarlar)對惡性瘧原蟲的血液傳播有部分的感受性， 證明用惡性瘧原蟲血液傳播或蚊傳播均可使切除脾臟的白掌長臂猿產生蟲血癥。隨后也有學者[16]做了這方面的研究， 結果均不理想。黑猩猩和白掌長臂猿由于其自身的局限性——數量極少， 正面臨種群滅絕; 體形大， 對飼養和管理要求高; 費用昂貴，不易獲得等因素限制了其在瘧原蟲研究中的應用。

2.2 惡性瘧原蟲感染夜猴模型

Taliaferro等[17]用惡性瘧原蟲接種到巴拿馬產的吼猴(Aloutta palliata)嬰猴體內， 取得令人鼓舞的進展， 被西方大部分學者認為人瘧原蟲接種動物獲得成功的第一個確鑿記載， 是美洲夜猴(Aotus trivirgatus)取得真正成功的先導。Young等[18]首先以間日瘧原蟲患者的血接種夜猴獲得成功，是人瘧原蟲動物模型研究中的最大突破。Gieman等[19]報道以惡性瘧原蟲患者的鮮血接種于切除脾臟的夜猴， 第1代原蟲的密度可達 1.8 × 105個 /mm3， 連續傳代， 被寄生的紅細胞率可以達到87%。Hickman等[20]實驗結果與上述結果略有出入，但他們發現切除脾臟和未切除脾臟的夜猴對惡性瘧原蟲的感受性頗為相近： 第1次轉種傳代8 d時切除脾臟的夜猴瘧原蟲密度達到3×105個/mm3，而未經切除脾臟的夜猴在接種14 d時也能達到同樣的水平。Contaeos等[21]實驗證明夜猴體內所產生的惡性瘧原蟲的配子母體對弗氏按蚊(anopheles freeborni)有高度感染力， 病猴體內的血對弗氏按蚊的感染力可維持40 d， 其中16 d時猴血對該蚊的感染力竟達100%， 而在一個蚊胃中的卵囊數目可超過50個， 受染的蚊可以將惡性瘧原蟲回傳給健康人。從上述文獻看來，夜猴作為惡性瘧原蟲動物模型是比較理想的，可應用于惡性瘧原蟲的生理、生化、病理、藥理和免疫等各方面的研究。

2.3 惡性瘧原蟲感染獼猴、熊猴及松鼠猴模型

江靜波等[22]建立了惡性瘧原蟲感染獼猴(Macaca mulatta)和熊猴(Macaca assamensis)模型。將19只熊猴和獼猴切除脾臟后，靜脈接受廣西百色地區一位惡性瘧原蟲患者的鮮血。當原蟲密度達到高峰期，通過換人血方法使惡性瘧原蟲在獼猴與熊猴之間轉種傳代。接種或轉種后逐日檢查發現惡性瘧原蟲在獼猴和熊猴體內繁殖及其原蟲密度和患病程度有明顯差別。5只獼猴和3只熊猴出現高蟲血癥，原蟲密度均在20%以上，出現嚴重貧血、衰竭及內臟大出血等腦型瘧死亡。Gysin等[23]在建立惡性瘧原蟲感染松鼠猴(Saimiri sciureus)模型中也發現了類似的結果。將部分松鼠猴在接種前切除脾臟，另一部分未切除脾臟，然后靜脈接種感染惡性瘧原蟲，經臨床和生化觀察，部分松鼠猴出現運動性神經障礙及深度的昏迷的神經癥狀，瘧原蟲感染紅細胞(parasitized red blood cells， PRBC)在腦血管的堆積率為49%～60%， 出現彌漫性腦水腫， 最終死于腦型瘧。從上述研究可以看出， 感染惡性瘧原蟲的靈長動物中獼猴、熊猴及松鼠猴無論切除脾臟與否都可能發展成為腦型瘧癥狀，這與人類腦型瘧的發生頗為相似。盡管惡性瘧原蟲感染松鼠猴及熊猴發展成腦型瘧是不可預見的，但是通過非人靈長動物模型可更進一步認識腦型瘧的病理機制。

2.4 惡性瘧原蟲感染免疫缺陷小鼠模型

近年來， 科研人員嘗試將免疫缺陷動物用于惡性瘧疾的基礎性研究。目前應用于瘧疾研究的免疫缺陷動物主要有重癥聯合免疫缺陷(severe combined immunodeficient，SCID) 小鼠和BXN小鼠。SCID小鼠根據遺傳背景的差異，包括C.B-17-scid小鼠、NOD LtSz-SCID小鼠和HRSJ (hr hr)-scid小鼠等。BXN小鼠 (bg bg·xid xid·nu nu)又稱NIH-Ⅲ小鼠，是bg基因、xid 基因和nu基因3基因突變小鼠。Tsuji等[24]用人類紅細胞 (human red blood cells，HRBC)代替SCID小鼠紅細胞，切除小鼠的脾，獲得了較為穩定的原蟲血癥，建立了惡性瘧疾C.B-17-scid小鼠模型。Moore等[25]應用人惡性瘧原蟲體外預適應法(使瘧原蟲在體外培養時就逐漸適應SCID小鼠血清或血漿或腹水)和脾臟切除術，建立了惡性瘧疾NOD LtSz-scid 小鼠模型，結果表明，從該模型中分離出來的瘧原蟲不僅在形態上與體外培養體系中的瘧原蟲相同，而且具備再侵入其他新鮮未被瘧原蟲感染的HRBC的能力。此外，NOD LtSz-scid小鼠模型中的有性期瘧原蟲配子體還具備對蚊媒的傳染力。Badell等[26]用BXN小鼠建立了惡性瘧疾的BXN小鼠模型， 他們使用了二氯甲基磷酸(dichloromethylene diphosphonate，Cl2MDP)和抗多形核中性粒細胞的單克隆抗體 NIMP-R14，以降低組織中巨噬細胞和血中多形核中性粒細胞的數目，同時將已感染惡性瘧原蟲的HRBC注射入BXN小鼠腹腔內，然后每隔3～4 d，通過腹腔內注射補充健康的HRBC，獲得長達120 d的穩定蟲血癥，蟲血率約0.1%～5%，雖然低于南美靈長類動物模型， 但接近于感染者體內的蟲血率水平， 其每日變異度也與未經治療患者體內的蟲血癥相似[27]。這表明，如果惡性瘧疾的BXN小鼠模型能被眾多研究者認同，那么它將在惡性瘧疾的研究中被廣泛推廣。Moreno等[28]用單克隆抗體NIMP-R14和脂質體包裹的氯屈膦酸二鈉(clodronate)對NOD LtSz-SCID小鼠和BXN小鼠的免疫系統進行調節，觀測惡性瘧原蟲能否在這2種小鼠體內存活以及存活的繁殖時間，并將NODLtSz-SCID小鼠模型和BXN小鼠模型進行對比研究，他們的研究數據顯示，NOD LtSz-SCID小鼠模型的惡性瘧原蟲的感染率高于BXN小鼠模型，主要原因可能在于組織中巨噬細胞募集的減少。巨噬細胞與多形核中性粒細胞作為機體非特異性免疫防御系統的重要成員，在SCID小鼠和BXN 小鼠體內也大量存在，承擔著過濾清除體外入侵的病原體、體內產生的有害物和無用物質的作用。使用免疫調節劑下調這2類細胞的數量及功能，可能有助于延長免疫缺陷小鼠體內惡性瘧原蟲和人紅細胞的存活時間，并建立穩定的惡性瘧疾紅內期感染的動物模型。

總上所述，盡管科學家們嘗試建立類人猿、夜猴、獼猴、熊猴及松鼠猴和免疫缺陷小鼠等惡性瘧原蟲動物模型，但由于惡性瘧原蟲有嚴格的宿主選擇性，導致惡性瘧原蟲動物模型各有優缺點，瘧原蟲蟲血癥維持時間較短，蟲血率水平較低，尚不能作為成熟模型應用于惡性瘧疾的相關研究。因此，建立理想的體內感染動物模型仍然是國內外學者急需解決的問題。

3 轉基因及基因編輯惡性瘧原蟲研究進展

3.1 轉基因轉染技術在惡性瘧原蟲研究中的應用

瘧原蟲的轉染過程是將克隆有外源基因序列的質粒導入瘧原蟲細胞中，轉化入細胞中的質粒或以游離體的形式存在，或插入到瘧原蟲的染色體中。惡性瘧原蟲經歷了漫長的發展才成為實驗室可基因操作的物種。Goonewarden等[29]首先進行了瘧原蟲基因轉染的開創性工作，為瘧原蟲基因轉染技術的發展奠定了基礎。隨后瘧原蟲基因轉染技術發展迅速， 大致經歷了從最初短暫轉染[30]、穩定轉染[31]、轉染質粒整合[32]、基因打靶技術[33]，一直到惡性瘧原蟲基因組的測序計劃完成等幾個階段[34]，使我們可以特異性地改變瘧原蟲基因，為深刻了解瘧原蟲生物學、致病機制、基因的表達和功能、抗藥性機制、疫苗研制等諸多方面的研究都提供了最具根本性的工具[35]。目前瘧原蟲的轉基因技術主要用于瘧原蟲啟動子的序列結構、轉錄調控、藥物抗性機制以及基因功能等方面的研究。

質粒以游離形式存在的轉染適于瘧原蟲啟動子的研究。通過對啟動子基因序列的缺失，可確定啟動子序列中的核心區和調控區。Horrocks等[36]對惡性瘧原蟲的增生細胞核抗原(proliferative cell nuclear antigen，PCNA)啟動子進行了套式缺失分析，發現一個長470 bp的區域和位于轉錄起始位點上游的290～620bp區域對有效的啟動子活性是必需的，去掉該區域則報告基因完全不能表達。另外，利用轉基因技術對惡性瘧原蟲鈣調蛋白(calmodulin，CAM)、二氫葉酸還原酶-胸腺嘧啶合成酶(dihydrofolate reductase thymidylate synthase，DHFR-TS)及其它基因的上游調控區進行了檢測， 對獲得的資料進行分析，惡性瘧原蟲不同基因啟動子的順式調節因子在核苷酸序列上存在很大程度的差異， 其增強子彼此之間以及與真核細胞增強子間沒有明顯的同源性，表明惡性瘧原蟲形成了一套自己獨特的與酵母或更高級的真核細胞不同的轉錄因子。

目前普遍認為， 特異性藥物靶點的過表達是引起瘧原蟲藥物抗性的常見機制。一種方法是通過轉基因技術可以在重組的瘧原蟲中模擬這一情形，從而評價潛在的藥物靶點過表達機制的相關性。另一種方法是在表達載體上建立一個cDNA文庫，并將這一文庫轉染入瘧原蟲中， 給予特異性藥物壓力后，就可以從一個混合的轉基因群體中篩選出具相關藥物抗性的蟲體，再通過提取質粒可很容易地獲得與抗性相關的基因。此外，還可以將可能與藥物抗性有關的基因或等位基因從抗性株轉染至敏感株，以研究這些基因的作用。惡性瘧原蟲的氯哇抗性(chloroquine-resistant， CQR)決定區是染色體7的一個36 kb片段，包括cg2和cgl兩個基因， 其內含有與CQR表現型相關的多態性。Fidock等[37]用氯哇敏感株的cg2和cgl序列替代氯哇抗性蟲株的相應序列， 經藥物檢測表明經修飾的氯哇抗性株在CQR的程度上沒有改變， 從而提供了反對這一假說的證據。

瘧原蟲轉染技術在基因功能研究方面的應用主要是利用活細胞基因組DNA可與外源性DNA同源序列重組的性質，對預先選擇的目的基因進行定點修飾以達到改變基因組某一特定基因的目的。在瘧原蟲基因敲除研究中， 瘧原蟲除蚊期的一些階段外，其余都是單倍體， 某個基因的缺失或插入失活極易產生功能敲除的突變體， 從而分析該基因所編碼蛋白的功能。Sultan等[38]構建了血小板反應素/血小板凝血酶敏感蛋白相關未名蛋白(thrombospondin related anonymous protein， TRAP)基因敲除的瘧原蟲突變株，證實TRAP蛋白對瘧原蟲子孢子侵入蚊唾液腺的分泌細胞以及宿主的肝細胞具有重要作用，同時在子孢子體外的滑行運動力也起到關鍵作用。Crabb等[39]構建了結節相關的富組氨酸蛋白(knob associated histidine-rich protein，KAHRP)的惡性瘧原蟲突變株，這是惡性瘧原蟲首次被敲除的基因。KAHRP呈現在被原蟲寄生的紅細胞表面的結節中，敲除KAHRP后， 惡性瘧原蟲失去形成結節的能力，惡性瘧原蟲紅細胞膜蛋白1(plasmodium falciparum erythrocyte membrane protein 1， PfEMP1)的定位也有改變， 表明KAHRP在結節的形成、PfEMP 1的組織及細胞黏附中具有重要地位。Triglia等[40]對惡性瘧原蟲中裂殖子表面蛋白1 (merozoite surface protein 1， MSP1)和頂膜抗原蛋白 1(apical membrane antigen 1， AMA-1)進行基因敲除， 敲除惡性瘧原蟲的MSP1基因或AMA-1基因后原蟲不能成活，表明MSP1和AMA-1是完成原蟲生活史所必需的。Baldi等[41]利用基因轉染技術破壞了紅內期惡性瘧原蟲的棒狀體相關蛋白(rhoptry-associated protein 1，RAPI)基因，產生表達縮短的RAP1的惡性瘧原蟲突變株。結果表明在突變株中RAP1和RAP2的位置發生變化，RAP2沒有被運輸到棒狀體，而是位于與內質網內腔相關的一個腔室內，從而表明RAP2定位到棒狀體時需要RAP1，這一結果支持棒狀體的生物來源部分依賴于蟲體的分泌途徑的假說。

減毒活瘧原蟲疫苗可誘發機體有效的抗體免疫反應，但由于其有致病的可能性而不能作為疫苗。通過利用基因轉染技術敲除與瘧原蟲致病有關的某些基因，同時保留與瘧原蟲增殖能力和免疫原性有關的基因，從而保證減毒活瘧原蟲疫苗的安全性，為發展減毒活瘧原蟲疫苗提供了一個新的方法。瘧原蟲轉基因技術對各種侯選疫苗抗原進行細致的分析必然促進瘧疾疫苗的研制，轉基因蟲株也可以用來研究潛在的藥物作用機制和相關抗性研究。

3.2 CRISPR/Cas9系統在惡性瘧原蟲研究中的應用

CRISP/Cas9系統是一種新的可對靶基因組進行定向修飾的系統，該系統為開發更簡易高效基因定點修飾技術提供了嶄新的平臺。一個典型的CRISPR/Cas9基因座由一個編碼Cas9蛋白的操縱子以及重復間隔序列組成， 重復間隔序列由多個相同的重復序列及其間隔序列組成，間隔序列可以特異性地識別外源核酸片段[42]。近幾年來， CRISPR/Cas9系統在瘧原蟲基因組的編輯中得到成功利用，提高了寄生蟲基因組的編輯效率，并在瘧原蟲的基因功能分析、藥物靶點和抗藥性研究、疫苗候選分子篩選等工作上得到了應用。

Sollelis等[43]編輯惡性瘧原蟲基因獲得無標記的、單核苷酸置換的突變體，并利用線性質粒破壞外源性位點egfp。Zhang等[44]破壞了惡性瘧原蟲染色體2的kahrp位點和染色體7的eba-175位點，成功率達50%以上。Wagner等[45]指出，利用CRISPR基因組編輯技術，能夠在大約一周左右的時間內，以高達100%的成功率，敲掉一個惡性瘧原蟲的基因，可以更快速進行基因分析并推進新藥物的開發。Kuang等[46]利用CRISPR/Cas9方法對惡性瘧原蟲內源基因進行標簽和定點突變修飾，成功高效構建酪蛋白激酶II (casein kinase II， CK2 ) 的兩個亞基蛋白(CK2β1，CK2α)以及絲氨酸/蘇氨酸蛋白激酶(serine- threonine kinase， STK) 3個重組蟲株，為進一步在基因水平研究惡性瘧原蟲奠定了基礎。總之，CRISPR/Cas9 系統已經通過單基因敲除、外源基因插入、基因標記、多基因敲除、大片段敲除等功能成功編輯瘧原蟲的基因，并大大縮短實驗周期，增加了靶向位點，擴展了反向遺傳學的應用，這些都充分表明CRISPR/Cas9系統可以提高瘧原蟲的基因編輯效率。

瘧原蟲藥物抗性機制研究中發現青蒿素抗性蟲株， 由于缺乏有效的基因編輯手段， 導致相關抗性基因研究進展緩慢。Ariey等[47]報道c580y突變和瘧原蟲青蒿素抗性有關。Ghorbal等[48]利用CRISPR/Ca9系統在c580y位點引入突變， 觀察到c580y突變體生存率提高了13.5%， 驗證了Ariey等的結論; 使用該系統分別靶向kahrp和orc1位點， 證實2個基因分別在瘧原蟲黏附宿主紅細胞和基因沉默中發揮重要作用。Ng等[49]利用該系統靶向惡性瘧原蟲的pfmdr1位點， 觀察到處于無性生殖期和配子體的瘧原蟲突變體對哌嗪類化合物ACT-451840產生抗性，但對臨床常見的苯芴醇、甲氟喹、奎寧和阿莫地喹等與青蒿素配合使用的藥物靈敏度增加， 對突變體進行基因組測序， 觀察到pfmdr1位點具有單核苷酸多態性。這些結果表明， CRISPR/Ca9系統對發現青蒿素抗性相關基因和評估藥物的療效具有重要作用。

4 結語

目前， 許多重要的疫苗候選抗原己經確定， 惡性瘧原蟲疫苗的研究也取得了很多進展，但仍面臨著許多困難，其中最大困難之一就是缺乏廉價有效的動物模型。許多惡性瘧原蟲疫苗在體外抑制實驗或在小鼠和兔子等動物實驗中能夠顯著抑制惡性瘧原蟲生長， 取得良好的免疫保護效果， 但由于遺傳背景的巨大差異、抗原分子體內加工和遞呈的不同、人群MHC II類分子的限制性等影響， 在人體實驗中往往無法達到預期的免疫保護作用。在高等的靈長類動物中，黑猩猩和南美洲夜猴能感染惡性瘧原蟲， 可作疫苗評價的動物模型。但黑猩猩瀕臨滅絕，來源稀缺且飼養價格昂貴。而南美洲夜猴并非是惡性瘧原蟲的天然宿主， 且來源非常有限，價格昂貴。因此， 尋找適宜的小動物模型進行瘧疾疫苗研發或藥物篩選十分必要。瘧原蟲轉基因技術的出現和應用，為解決這一問題提供了一種方法和思路。

基因敲除技術主要應用于動物模型的建立， 而最成熟的實驗動物是小鼠，對于大型哺乳動物的基因敲除模型還處于探索階段。基因敲除動物模型一直以來是在活體動物上開展基因功能研究、尋找合適藥物作用靶標的重要工具。但是傳統的基因敲除方法需要通過復雜的打靶載體構建、ES細胞篩選、嵌合體小鼠選育等一系列步驟， 不僅流程繁瑣、對技術的要求很高， 而且費用大， 耗時較長， 成功率受到多方面因素的影響。即使對于技術比較成熟的實驗室，利用傳統技術構建基因敲除大、小鼠一般也需要一年以上。隨著表觀遺傳學、轉基因技術和CRISPR/Cas9系統的快速發展，可以將實驗時間縮短到半年以內，甚至更短，研究人員應用新的技術手段對惡性瘧原蟲進行深入研究。可預見轉基因動物、基因敲出/敲入及CRISPR/Cas9技術將是未來惡性瘧原蟲動物模型研究的熱點。