富血小板血漿對周圍神經損傷修復的研究現狀

劉顏芬,張雪晶,段曉琴,劉泰源,劉忠良*

(1.吉林大學第二醫院 康復醫學科，吉林 長春130041；2.大連醫科大學臨床醫學七年制)

周圍神經損傷是臨床常見病，可以造成患者嚴重殘疾，影響到患者的生活質量。目前神經自體移植是周圍神經損傷修復的最佳方法，然而也有其受限之處，需要在不同的位置進行兩次手術，除了供區神經的功能喪失，也會產生更嚴重的并發癥[1,2]。周圍神經損傷能否順利再生修復仍是臨床上的一大難題。Platelet-rich plasma(PRP)有較強的局部止血、防止瘢痕形成、促進創面修復愈合、促進血管形成等作用，其含有大量與創傷愈合相關的生長因子，可能會促進和誘導周圍神經再生修復[3,4]。本文主要探討富血小板血漿對周圍神經損傷修復的潛在價值，進而為臨床診治提供引導作用。

1 PRP與周圍神經損傷的關系

1.1周圍神經損傷之后的自我修復機制

周圍神經損傷之后，會發生分子瀑布式反應，涉及施旺細胞、巨噬細胞、內皮細胞、成纖維細胞，主要由損傷軸突髓鞘崩解物質、可溶解因子進行調控，而缺氧是主要的信號[5,6]。在神經再生修復過程中，涉及四個重要的環節：施旺細胞去分化、神經營養因子分泌、損傷神經周圍血管形成、再生軸突與靶器官重新建立聯系。若采用能夠激活或者促進施旺細胞發揮作用的制劑或措施，將會引發上述反應，進而有助于損傷神經的修復，恢復神經功能。

1.2PRP的主要成分及主要作用

PRP是從患者自身新鮮血液中經過離心提取的含高濃度血小板的血漿，容易獲得且比較廉價，免疫學副作用出現率也比較低[7]。PRP包含7種基本的蛋白生長因子，包括3種血小板源性生長因子同分異構體(platelet-derived growth factor,PDGF αα，PDGF αβ,PDGFββ)，2種主要的轉化生長因子(transforming growth factor,TGF-β1 ,TGF-β2 )，VEGF，上皮細胞生長因子，這些生長因子由血小板分泌，可以啟動血管形成，通過增加未分化細胞的趨化作用以及有絲分裂的性能促進組織再生[1,8,9]。越來越多的體內、體外實驗研究表明，PRP中的生物活性分子在調節炎癥反應、激活施旺細胞以及血管形成過程中發揮著重要作用[5,6]。

2 PRP促進神經再生的作用機制

2.1調控施旺細胞促進神經再生

施旺細胞具有延伸和直接引導作用，對軸突的遷移和再生發揮著重要的作用。Rosner[10]等人將施旺細胞懸浮在含有不同濃度的重組人TGF-β1膠原蛋白半球中，在特定的時間段，觀察膠原蛋白半球表面是否有施旺細胞延伸的痕跡，研究結果表明TGF-β1能夠上調β1結合素的表達量，并且在較短的時間內顯著誘導施旺細胞延伸。而β1結合素對于施旺細胞識別細胞外基質的變化、施旺細胞的活動性及延伸性的發揮具有重要的作用。如果要在三維細胞外基質中充分發揮施旺細胞的優勢，引導軸突再生，施旺細胞的延伸時間必須縮短，而PRP中一種重要的生長因子即為TGF-β，可以調控施旺細胞，監測細胞外微環境的變化，進而引發上述周圍神經損傷后發生的級聯反應。

PRP中的PDGF是施旺細胞的促分裂原，是神經元存活所需要的營養因子，通過調節神經營養因子的釋放、細胞的遷移，促進血管形成，促進軸突再生。Oya[11]等人發現在周圍神經受到擠壓傷或者切割傷后，在損傷近端和遠端均會誘導PDGF-β鏈mRNA轉錄，而且短時間內PDGF-β的濃度在損傷神經處升高。神經損傷不久PDGF-β就會廣泛分布在大量的腫脹施旺細胞胞質內，在神經損傷7天之后，PDGF-β在施旺細胞胞質中的數量隨著損傷神經遠端再生軸突數量的增加而減少。而且研究發現胞質中PDGF-β含量少的施旺細胞與再生軸突可以建立聯系。表明施旺細胞與軸突之間的聯系可以調控腫脹施旺細胞中PDGF-β表達量。PDGF-β分布在再生軸突周圍，Oudega[12]等人在脊髓損傷的實驗中研究發現施旺細胞與PDGF-β相結合可以增加脊髓損傷者有髓神經纖維的數量，證實PDGF-β對維持和建立施旺細胞與軸突之間的聯系是重要的。

2.2克服炎性微環境，發揮抗細胞凋亡和神經保護的作用

宿主對移植神經的炎性反應對神經的再生過程有重大影響。炎性反應會導致神經細胞凋亡，進而減弱神經再生的能力。TGF-β通過維持線粒體膜功能、維持Ca2+穩態平衡、增加抗細胞凋亡蛋白B細胞淋巴瘤-2(B-cell lymphoma 2,Bcl-2)和Bcl-xl的表達、抑制半胱氨酸天冬氨酸蛋白酶-3(cysteine-aspartic proteases-3,caspase-3)活化，并誘導纖溶酶原激活物抑制劑-1保護神經細胞[13]。Anitua[14]研究結果顯示，將帕金森病大鼠模型的大腦神經元進行體外培養，加入β-am-yloid會發生嚴重的神經毒性反應，而聯合應用PRP后，神經毒性反應程度顯著降低，存活的細胞數量也較對照組高。Hailang Luo[15]等人研究了異種脫細胞神經移植-脂肪間充質干細胞(xenogeneic acellular nerve matrix—adipose-derived mesenchymal stem cells,XANM-ADSC )組和 XANM-ADSC-TGFβ1 組宿主對神經移植物的免疫反應，術后14天，HE染色顯示XANM-ADSC組炎性細胞的浸潤程度更強烈。Mayssam Moussa[16]等人進行了PRP是否改變凋亡相關基因表達的研究，通過實時聚合酶鏈反應，檢測caspase-3、Bcl-2的表達量，發現PRP 顯著降低了bcl-2相關死亡啟動子 mRNA(Bcl-2—associated death promoter，BAD mRNA)、caspase-3的表達，而Bcl-2的mRNA水平增加。Ying Zhang[17]等人通過導絲將小鼠大腦中動脈閉塞，再灌注之前，將PRP注入到阻塞血管內，通過ELASA染色，發現PRP組生長因子分泌數量顯著比其他組多，腦缺血區氧分壓也比其他組高，腦梗死面積也相應比其他組減小。Rao 和Pearse[18]研究發現,PRP中的生長因子單獨或者聯合對間充質干細胞、神經元、施旺細胞、神經干細胞起到了抗凋亡和神經保護作用。以上表明，PRP中生長因子可以克服損傷神經周圍炎性微環境，為損傷神經提供適宜的細胞外基質，發揮抗凋亡和神經保護的作用，促進神經再生。

2.3促進血管形成

Cattin 等證實血管會作為基礎物或者信號，對軸突生長以及施旺細胞遷移起著引導作用，因為巨噬細胞可以感受神經連接處的低氧環境并且可以通過VEGF的分泌途徑驅使血管形成。將PRP與VEGF的抗體聯合應用至受損神經處，PRP促進神經再生的作用減弱，說明VEGF是PRP分泌的促進神經再生的因子之一[5,6]。另外PRP激活后，PRP可以轉變成三維纖維蛋白基質，纖維蛋白可以刺激血管形成，促進施旺細胞粘附以及在纖維蛋白凝膠導管中分散，進而形成Bungner帶，促進軸突再生，也可以為再生軸突提供天然的細胞外基質，進一步促進周圍神經損傷的修復[19]。Hobson[20]的研究表明，移植神經術后，含有VEGF的層粘連蛋白凝膠硅室比單純的凝膠硅室能顯著增加血管數量，施旺細胞的數量和軸突再生率也顯著高于對照組。

2.4促進軸突再生

Sulaiman 和 Gordon[21]發現PRP中重要的生長因子TGFβ可以減弱施旺細胞的去神經支配的副作用，并且可以激活施旺細胞進而促進軸突再生。Zheng C[22]將PRP做為脫細胞異體神經移植物的填充物，與自體神經移植組相比，結果顯示大鼠施旺細胞的增殖、遷移、神經營養功能與PRP呈劑量相關性，軸突的直徑、厚度、有髓鞘的軸突數量以及電生理學參數大大改善。Hakan Teymur[7]等人將移植神經的外膜部分剝除，導致嚴重的退化，比如構象惡化、有髓神經纖維分離、軸突退化，但應用PRP組神經纖維化的程度要低，可以推測PRP可以減少移植神經神經瘢痕的形成。

綜上所述，在周圍神經損傷處應用PRP，可以促進施旺細胞的遷移引導軸突再生，促進施旺細胞與軸突建立聯系，克服損傷神經處的炎性微環境，為周圍神經再生修復提供適宜的三維細胞外基質，發揮抗細胞凋亡和神經保護的作用，并且可以促進血管形成，為再生軸突提供所需的營養和氧氣，進一步促進軸突再生。

3 PRP的臨床效果評價

3.1減輕肌肉萎縮程度

PRP的一個重要作用是通過加速軸突自然的生長過程，使新生軸突萌芽并與靶肌肉重新建立聯系的時間縮短，從而減弱靶肌肉萎縮程度。許多動物研究表明將PRP作為充填物、纖維膜或者將兩者結合，會引導早期軸突再生、促進功能恢復。Canbin Zheng[23]等人在神經移植術后12周，應用PRP的非細胞異體神經移植組(Acellular nerve allografts loaded with PRP，ANA+PRP)肌張力百分比顯著比ANA組和應用缺乏血小板血漿非細胞異體神經移植組(ANA with Platelet poor plasma,ANA+PPP)高。將目標肌肉凍結，應用AChE染色縱向觀察運動終板單位，發現ANA+PRP組肌肉萎縮程度低。在ANA組，運動終板幾乎沒有呈現，肌肉嚴重萎縮，肌肉重量ANA+PRP組比另外兩組重量均高。

3.2功能評估

神經電生理學評估常用于評估周圍神經的再生，Hakan Teymur[7]等人發現應用自體神經移植聯合應用PRP組復合肌肉動作電位(compound muscle action potentials，CMAP)峰值顯著比自體神經移植組高。Canbin Zheng[23]等人利用實驗側CMAP與對照側CMAP 的百分比以及實驗側運動神經傳導速度(Motor nerve conduction velocity，MCV)進行評估。在ANA+PRP組CMAP百分比、MCV顯著比ANA組、ANA+PPP組高。Atefeh[24]等人研究發現，在小鼠離斷神經的近端和遠端插入硅膠導管，導管中注入PDGF-β組，術后一周Basso,Beattie,and Bresnahan (BBB)移動量表得分比對照組高，顯示出較好的運動恢復功能，并且實驗側小鼠腓腸肌的重量比對側減輕的顯著比對照組要少。Canbin Zheng[14]等人通過坐骨神經功能指數(Sciatic Function Index，SFI)指標評估坐骨神經損傷后大鼠運動功能恢復情況。術后4周，SFI在4組均顯著降低至最低水平并且4組無明顯差別。術后6周，SFI顯著增加，預示著一部分再生軸突已經通過移植神經進入到靶向組織。術后10周，ANA+PRP組SFI 顯著比ANA、ANA+PPP組高。

綜上所述，PRP可以調節施旺細胞的表型，因富含多種嗜神經性的以及神經營養性的因子，可以為細胞定殖提供機械支持，引導軸突再生，而不會發生抗原及毒性反應。與重組生長因子相比，PRP容易獲得、供應快、經濟，對于神經再生和修復有積極的作用。

4 展望

周圍神經損傷的各種修復方法的最終目標是恢復周圍神經支配器官的功能，同時使損傷和治療的副作用最小化。PRP是通用的、安全的生物制品，可以應用在臨床上。作為輔助治療工具通過同時釋放神經營養因子和嗜神經因子，增強內在的原有的神經修復過程，克服創傷后、神經病態的抑制性微環境，進而恢復神經所支配區域的運動、感覺功能。在現有周圍神經損傷治療效果有限的情況下，PRP有望成為一種新的治療手段，為未來周圍神經損傷修復研究提供新方向。在動物實驗中，因為神經位置、神經損傷模型、動物模型、PRP的劑量和濃度、處理神經的方式比如直接縫合或者應用導管、評估措施等方面的不同，無法進行META分析。并且目前在臨床上應用PRP的報道尚少，需要進一步研究證實PRP在臨床中的應用，而不僅僅局限在動物實驗中,并且對于PRP促進周圍神經損傷修復的具體濃度以及如何使PRP的作用達到最優化，需要進一步探討，以發揮PRP在臨床上的作用，提高患者的生活質量。

[1]Farshid Bastami,Peyman Vares,Arash Khojasteh,et al.Healing Effects of Platelet-Rich Plasma on Peripheral Nerve Injuries[J].The Journal of Craniofacial Surgery,2017,28(1):49.

[2]Alessandra Deise Sebben,Martina Lichtenfels,Jefferson Luis Braga da Silva.Peripheral nerve regeneration:cell therapy and neurotrophic factors[J].Rev Bras Ortop,2011,46(6):643.

[3]吳昭君，葛建華，季星利，等.自體富血小板血漿在周圍神經損傷修復中的潛在價值[J].西南軍醫,2016,18(5):471.

[4]Apel PJ,Ma J,Callahan M，et al.Effect of locally delivered IGF-1 on nerve regeneration during aging:an experimental study in rats[J].Muscle Nerve,2010,41(3):335.

[5]Sánchez M,Garate A,Delgado D,et al.Platelet-rich plasma,an adjuvant biological therapy to assist peripheral nerve repair[J].Neural Regeneration Research,2017,12(1):47.

[6]Mikel Sánchez,Eduardo Anitua,Diego Delgado,et al.Platelet-rich plasma,a source of autologous growth factors and biomimetic scaffold for peripheral nerve regeneration[J].Expert Opinion on Biological Therapy,2017,17(2):197.

[7]Hakan Teymur,Yigit Ozer Tiftikcioglu,Turker Cavusoglu,et al.Effect of platelet-rich plasma on reconstruction with nerve autografts[J].Kaohsiung Journal of Medical Sciences,2017,33:69.

[8]Marx RE.Platelet rich plasma: evidence to support its use[J].Oral Maxillofac Surg ,2004,62:489.

[9]Damien P.Kuffler .An assessment of current techniques for inducing axon regeneration and neurological recovery following peripheral nerve trauma[J].Progress in Neurobiology,2014,116:1.

[10]B.I.Rosner,T.Hang,R.T.Tranquillo.Schwann cell behavior in three-dimensional collagen gels: Evidence for differential mechano-transduction and the influence of TGF-beta 1 in morphological polarization and differentiation[J].Experimental Neurology ,2005,195:81.

[11]Takeshi OYA,Ying-Luan ZHAO,Kiyoshi Takagawa,et al.Platelet-Derived Growth Factor-B Expression Induced After Rat Peripheral Nerve Injuries [J].GLIA,2002,38:303.

[12]Oudega M,Xu XM,Guenard V,et al.A combination of insulin-like growth factor-I and platelet-derived growth factor enhances myelination but diminishes axonal regeneration into Schwann cell grafts in the adult rat spinal cord[J].Glia,1997,19:247.

[13]Kim JY,Jeon WJ,Kim DH,et al.An inside-out vein graft filled with platelet-rich plasma for repair of a short sciatic nerve defect in rats[J].Neural Regen Res.2014,9(14):1351.

[14]Anitua E,Pascual C,Pérez-Gonzalez R,et al.In-tranasal PRGF-Endoret enhances neuronal survival and attenuates NF-ΚB-dependent inflammation process in a mouse model of Parkinson’s disease[J].J Control Release,2015,203:170.

[15]Hailang Luo ,Yongjie Zhang ,Ziqiang Zhang ,et al.The protection of MSCs from apoptosis in nerve regeneration by TGFβ1 through reducing inflammation and promoting VEGF-dependent angiogenesis[J].Biomaterials,2012,33:4277.

[16]Mayssam Moussaa,Daniel Lajeunesseb,George Hilalc,et al.Platelet rich plasma (PRP) induces chondroprotection via increasing autophagy anti-inflammatory markers,and decreasing apoptosis in human osteoarthritic cartilage[J].Experimental Cell Research,2017,352:146.

[17]Ying Zhang,Guomin Ying,Changhong Ren,et al.Administration of human platelet-rich plasma reduces infarction volume and improves motor function in adult rats with focal ischemic stroke[J].Brain research,2015,1594:267.

[18]Rao SN,Pearse DD .Regulating axonal responses to injury: the intersection between signaling pathways involved in axon myelination and the inhibition of axon regeneration[J].Front Mol Neurosci,2016,9(33):1.

[19]Fagang Ye,Haiyan Li,Guangxi Qiao，et al.Platelet-rich plasma gel in combination with Schwann cells for repair of sciatic nerve injury[J].Neural Regen Res,2012,7(29):2286.

[20]Hobson MI,Green CJ,Terenghi G.VEGF enhances intraneural angiogenesis and improves nerve regeneration after axotomy[J].J Anat 2000，197:591.

[21]Sulaiman OA,Gordon T.Transforming growth factor-β and forskolin attenuate the adverse effects of long-term Schwann cell denervation on peripheral nerve regeneration in vivo[J].Glia 2002,37:206.

[22]Zheng C,Zhu Q,Liu X,et al.Effect of platelet-rich plasma (PRP) concentration on proliferation,neurotrophic function and migration of Schwann cells in vitro[J].Tissue Eng Regen Med,2016,10:428.

[23]Canbin Zheng,Qingtang Zhu,Xiaolin Liu,et al.Improved Peripheral Nerve Regeneration Using Acellular Nerve Allografts Loaded with Platelet-Rich Plasma[J].TISSUE ENGINEERING,2014,20(23-24):3228.

[24]Atefeh Golzadeh,Rahim Mohammadi.Effect of local administration of plateletderived growth factor B on functional recovery of peripheral nerve regeneration: A sciatic nerve transection model[J].Dental Research Journal,2016,13(3):225.