重組水皰性口炎病毒載體病毒包裝體系的建立及優化

盧建博，鄭文鋁，，余云舟，葉建強，戴秋云，劉珠果

1.軍事醫學研究院 生物工程研究所，北京 100071；2.揚州大學 獸醫學院，江蘇 揚州 225100

水皰性口炎病毒（vesicular stomatitis virus，VSV）屬彈狀病毒科，為不分節段的單股負鏈RNA病毒。負鏈RNA病毒的包裝需要RNA與核衣殼蛋白形成有活性的核糖核蛋白，以此作為RNA依賴的RNA聚合酶的模板，所以單純的負鏈RNA無感染性，且病毒復制周期中沒有出現DNA環節，病毒基因組不會整合到宿主細胞基因組中，因此來源于改構的VSV的重組VSV（rVSV）載體疫苗具有較高的安全性。近年來，隨著流感、埃博拉病毒病和寨卡病毒病等大規模暴發，其疫苗的研制已被世界各國廣泛關注。以rVSV為載體的疫苗已研究多年，具有免疫效率高、無預存免疫等優點，已用于人類免疫缺陷病毒、流感病毒[1]、尼帕病毒[1]、埃博拉病毒[2-5]、馬爾堡病毒[6-7]和中東呼吸綜合征冠狀病毒[8]等的疫苗研究，其中以rVSV為載體的埃博拉疫苗已經完成Ⅲ期臨床試驗并提交美國FDA審批[9]。

此外，VSV能在多種細胞中高滴度快速生長，可建立VSV反向遺傳操作系統[10-12]，特別適合于絲狀病毒及黃熱病毒疫苗的設計及制備。表達外源基因的rVSV的穩定高效包裝是制備rVSV載體疫苗的關鍵環節。提高病毒包裝的成功率，除須準確合成病毒的基因組cDNA外，病毒包裝細胞系的選擇、rVSV骨架質粒和輔助質粒的用量、重組痘病毒（vTF7-3）的感染時間、轉染試劑作用時間等均影響病毒的穩定高效包裝。本實驗室根據文獻報道的條件進行了rVSV的包裝，發現其包裝效率較低，穩定性不高[13-16]。本研究中，我們對該系統包裝條件進行探索及優化，為建立表達外源基因的rVSV載體疫苗奠定了堅實基礎。

1 材料和方法

1.1 材料

BHK21-WI2細胞購自Kerafast公司；293T細胞購自Clontech公司；重組痘病毒vTF7-3購自ATCC公司；prVSVΔG-GFP骨架質粒、輔助質粒（pBS-N、pBS-P、pBS-G、pBS-L）、pCAGGS-G由MichaelA.Whitt教授饋贈；轉染試劑 Lipo?fectAMINE 2000購自Invitrogen公司；Opti-MEM培養基、DMEM高糖培養基、胰蛋白酶（0.25%）、胎牛血清（FBS）購自Gibco公司；96孔細胞培養板購自Corning公司；6孔細胞培養板購自NEST公司；0.22 μm針頭濾器購自Millipore公司；TH4-200型倒置熒光顯微鏡為Olympus公司產品。

1.2 rVSVΔG-GFP包裝及擴增

1.2.1 細胞接種 以3.5×105～5×105/孔接種至6孔細胞培養板，于37℃、5%CO2細胞培養箱中培育14～16 h，使細胞密度達到85%～95%，同一細胞系后續操作中培育條件不變。

1.2.2 vTF7-3感染細胞 自-80℃取出凍存的vTF7-3至37℃快速解凍，加入37℃預熱的無血清DMEM培養基，混勻病毒液，移除1.2.1項中的培養基，用37℃預熱的無血清DMEM漂洗細胞，將病毒液接種至6孔細胞培養板（MOI=5），在培養箱中孵育1 h。

1.2.3 質粒體系配制 將prVSVΔG-GFP骨架質粒、輔助質粒（pBS-N、pBS-P、pBS-G、pBS-L）分別以5、3、5、8、1 μg/孔移取。

1.2.4 轉染試劑配制及準備 將1.2.3項中的質粒移至含500 μL Opti-MEM培養基的1.5 mL離心管中混勻，記為A管；LipofectAMINE 2000與質粒以2.5～5 μL∶1 μg的比例添加到含500 μL Opti-MEM培養基的1.5 mL離心管中混勻，記為B管，室溫靜置5 min；將B管移入A管并混勻，室溫靜置20 min。

1.2.5 轉染細胞并觀察 棄除1.2.2項中的培養液，移入1.2.4項中轉染試劑，輕搖混勻，培養6 h后更換為含5%FBS的DMEM培養基，繼續培養48 h，熒光顯微鏡觀察細胞病變（CPE）及熒光。

1.2.6 病毒收獲 從6孔細胞培養板上刮下細胞，反復吹打，經0.22 μm針頭濾器過濾，收集濾液，凍存于-80℃備用。

1.2.7 pCAGGS-G質粒轉染BHK21-WI2細胞 按1.2.1項接種細胞，pCAGGS-G質粒為2 μg/孔，用LipofectAMINE 2000轉染細胞，培養至細胞出現明顯的合胞體。

1.2.8 病毒擴增 取1.2.6項中初次包裝病毒至37℃快速解凍，按500 μL/孔移至1.2.7項中已棄除培養液的細胞中，于細胞培養箱中感染1 h，每隔15 min輕微搖晃，然后以1.5 mL/孔添加預熱的含5%FBS的DMEM培養基，繼續培養48 h，觀察CPE及熒光變化。

1.3 rVSVΔG-GFP包裝條件探索及優化

1.3.1 輔助質粒用量比較 選取293T細胞用于病毒包裝，實驗方法同1.2，輔助質粒的比例與方法1.2.3項中輔助質粒比例相同，用量在原基礎上減至1/2（8.50 μg）、1/4（4.25 μg）、1/6（2.83 μg）、1/8（2.16 μg）、1/10（1.70 μg）。

1.3.2 質粒總用量比較 選取293T細胞用于病毒包裝，實驗方法同1.2，質粒的比例與方法與

1.2.3項相同，骨架質粒及輔助質粒總量均減為原用量的1/2（11.00 μg）、1/4（8.50 μg）、1/6（3.67 μg）、1/8（2.75 μg）、1/10（2.20 μg）。

1.3.3 包裝細胞系比較 以1.3.1與1.3.2項的結果確定優化的質粒用量，實驗方法同1.2，將BHK21-WI2作為病毒包裝細胞系，BHK21-WI2細胞培養需7.5%CO2。

1.3.4 重組痘病毒vTF7-3作用時間比較 以

1.3.3的優化結果確定質粒用量及細胞系，實驗方法同1.2。將重組痘病毒vTF7-3在作用1 h后移棄，更換為500 μL Opti-MEM培養基繼續作用1.5和3 h。

1.3.5 轉染試劑作用時間組 以1.3.3項優化結果確定質粒用量及細胞系，實驗方法同1.2，將包裝質粒轉染時間在6 h基礎上增加至8、10、12、14 h。

1.4 TCID50法測定包裝病毒滴度

收集BHK21-WI2細胞，用含5%FBS的DMEM配制成2×105/mL的細胞懸液，以100 μL/孔接種至96孔細胞培養板，然后于37℃快速解凍1.3項各批次病毒，按10-1～10-10梯度稀釋至無血清DMEM中，再添加至96孔細胞培養板，各梯度設置5個復孔，培養4～7 d。觀察細胞形態及熒光變化，統計CPE孔數，按Karber法計算病毒滴度。

1.5 表達寨卡病毒E蛋白的rVSV（rVSVΔG-ZE）包裝

在prVSVΔG-GFP骨架質粒基礎上，構建缺失VSV的包膜糖蛋白（GP）基因而帶有寨卡病毒包膜蛋白（E）基因的VSV重組質粒prVSVΔG-ZE，按1.2方法及1.3項優化條件進行病毒包裝，并測定病毒滴度。

2 結果

2.1 細胞感染病毒的CPE及熒光觀察

在病毒擴增階段，BHK21-WI2細胞先轉染pCAGGS-G質粒至逐漸融合、形成大小不等的合胞體（圖1C），隨后，細胞在感染rVSVΔG-GFP后，逐漸出現皺縮、變圓、脫落、漂浮等現象（圖1A），在熒光顯微鏡下觀察到明亮的綠色熒光（圖1B）。由于BHK21-WI2細胞CPE變化較293T細胞顯著，因此選擇BHK21-WI2細胞用于觀察。

圖1 病毒感染BHK21-WI2細胞后的CPE變化（100×）A：rVSVΔG-GFP感染細胞（光鏡）；B：rVSVΔG-GFP感染細胞（熒光）；C：轉染pCAGGS-G質粒細胞（光鏡）；D：轉染pCAGGSG質粒細胞（熒光）

2.2 rVSVΔG-GFP滴度測定結果

不同條件包裝病毒TCID50結果見表1。在輔助質粒單獨遞減時，病毒滴度降低；在骨架質粒及輔助質粒同時遞減時，滴度降低，但趨勢較小。不同細胞系包裝rVSV時，293T細胞組包裝病毒滴度遠高于BHK21-WI2細胞組，延長vTF7-3作用時間或轉染時間后，BHK21-WI2細胞系包裝病毒滴度有一定提高。

表1 TCID50法測定rVSVΔG-GFP滴度

2.3 骨架質粒及輔助質粒用量的影響

本實驗中rVSVΔG-GFP為復制缺陷型重組病毒，包裝過程中還用到輔助質粒pBS-G、pBS-N、pBS-P、pBS-L，其比例為8∶3∶5∶1[17]。熒光觀察結果顯示，總質粒用量遞減對熒光細胞數量影響不明顯（圖2A），但骨架質粒用量不變時，熒光細胞數量隨輔助質粒用量遞減而減少（圖2B）。滴度測定結果顯示總質粒用量為3.67～22 μg時可高效包裝rVSVΔG-GFP，各組滴度變化差異不明顯，總質粒用量低于3.67 μg時包裝效率明顯降低。骨架質粒為5 μg時，輔助質粒（pBS-N、pBS-P、pBS-L）的合適用量為3～9 μg，用量低于3 μg時包裝效率極低。骨架質粒與輔助質粒用量較低時，或造成病毒基因組RNA及N、P、L蛋白表達量過低，而骨架質粒與輔助質粒比例相差過大時難以形成持續復制單位。這與已報道的rVSV載體非復制缺陷型疫苗包裝條件較為一致[14]，各文獻中骨架質粒用量為2～6 μg，輔助質粒pBS-N、pBS-P、pBS-L比例近似為3∶5∶1，用量2～9 μg。

圖2 不同質粒用量病毒感染BHK21-WI2細胞后CPE變化及熒光結果（100×）A1～A4：總質粒用量依次為1/2（11.00 μg）、1/4（8.50 μg）、1/6（3.67 μg）、1/8（2.75 μg）；B1～B4：輔助質粒用量依次為（1/2（8.50 μg）、1/4（4.25 μg）、1/6（2.83 μg）、1/8（2.16 μg）

2.4 包裝細胞系的影響

以2.3項結果確定優化的質粒用量為原骨架質粒和輔助質粒總量的1/2（11.00 μg），分別考察293T、BHK21-WI2細胞的包裝效率。實驗發現293T細胞系熒光細胞數量及包裝穩定性顯著優于BHK21-WI2細胞系（圖3），且293T細胞包裝能獲得高滴度的病毒。293T細胞感染病毒時CPE不明顯，生長較慢，而BHK21-WI2細胞包裝效率低于同條件包裝的293T細胞，生長快速，感染病毒后CPE明顯[14,17]。另外，我們還嘗試了BHK21和293T/Vero E6混合細胞進行病毒包裝，293T/ Vero E6混合細胞體系包裝效率高于BHK21-WI2細胞，BHK21-WI2細胞與BHK21細胞包裝效率差異不明顯。

2.5 重組痘病毒vTF7-3作用時間的影響

采用BHK21-WI2細胞包裝時，熒光細胞數目較少且穩定性較差，我們期望通過延長vTF7-3的作用時間來提高其病毒包裝效率。將vTF7-3的作用時間在1 h基礎上分別延至1.5和3 h，發現均可成功包裝病毒，且熒光細胞數量增多，滴度略有提高。結合前期實驗發現vTF7-3以5～15 MOI感染細胞1 h或以5 MOI感染細胞1～4 h可成功包裝病毒。當vTF7-3低于1 MOI感染1 h時，產生的T7RNA聚合酶量過少，導致后續包裝效率低。當vTF7-3用量大于15 MOI或感染時間超過4 h時，包裝效率變化不明顯，甚至由于vTF7-3大量擴增抑制VSV包裝。該結果與國外報道有部分差異，文獻報道vTF7-3用量為5～10 MOI、感染時間45～60 min[18]。最近也有采用重組真核載體表達T7RNA聚合酶，而不用vTF7-3的報道[18]。

2.6 轉染試劑作用時間的影響

同樣為提高BHK21-WI2細胞包裝效率，將轉染試劑作用時間延長至8、10、12、14 h，其他條件不變。本實驗中質粒轉染細胞時間為6～14 h時包裝效果較好，可見適當提高轉染時間有利于提高包裝效率。當轉染時間小于6 h時，質粒進入細胞量過少，包裝效率低。轉染時間長于14 h時包裝效率未能提高甚至出現降低，這可能是轉染試劑作用時間過長導致細胞損傷，該結果比國外報道的轉染細胞時間（4～7 h）長[18]。

圖3 不同包裝細胞系包裝病毒感染BHK21-WI2細胞后的熒光觀察結果（100×）A：293T包裝細胞系組；B：BHK21-WI2包裝細胞系組；C：轉染pCAGGS-G質粒的對照細胞組

2.7 rVSVΔG-ZE組的包裝結果

在rVSVΔG-GFP包裝條件優化基礎上，對rVSVΔG-ZE進行了病毒包裝嘗試，條件見表2。結果顯示，在3種條件下實驗組均出現明顯的CPE，如圖4所示，病毒均能包裝且滴度較高。

表2 TCID50法測定rVSVΔG-ZE滴度

3 討論

rVSV的包裝包括以下幾個主要方面：重組痘病毒vTF7-3感染細胞表達T7RNA聚合酶、轉染的輔助質粒分別表達相應蛋白（核蛋白N、磷蛋白P、基質蛋白M、包膜蛋白G及大聚合酶蛋白L），骨架質粒轉錄生成病毒基因組RNA，核蛋白N與基因組RNA組裝形成持續復制單位[17,19]。我們基于這些方面考察重組痘病毒vTF7-3的作用時間、總質粒用量與輔助質粒用量、質粒轉染時間以及細胞系對rVSV包裝效率的影響。此外，表達的外源蛋白也是影響rVSV包裝的重要因素，如表達的外源蛋白有類似VSV野生型包膜GP蛋白的介導病毒與膜融合的性質，則包裝效率高、擴增能力強，而類似GFP自身無包膜蛋白性質，則需要借助輔助質粒pBS-G包裝形成復制缺陷性重組病毒，包裝效率、擴增能力較低。VSV病毒包裝是一個多條件影響的過程，單一適宜條件或許能得到病毒，但綜合優化各個條件才能獲得穩定高效的高滴度病毒株。

圖4 rVSVΔG-ZE組感染BHK21-WI2細胞結果（100×）A：1/2（11.00 μg）全質粒293T細胞包裝組；B：1/2（8.50 μg）輔助質粒293T細胞包裝組；C：1/2（11.00 μg）質粒vTF7-3作用4 h轉染試劑作用14 h于BHK21-WI2細胞包裝組；D：轉染pCAGGS-G質粒的對照細胞組

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