鈉依賴性葡萄糖轉運蛋白的日糧調控

臧海軍，鄧 敦,2，李成良

（1.唐人神集團股份有限公司，湖南 株洲 412007；2.中國科學院亞熱帶農業生態研究所，長沙 410125；3.湖南農業大學動物科技學院，長沙 410128）

葡萄糖是真核生物主要的能量物質，是機體能量的重要來源，在機體代謝和分子穩衡機制中發揮中心作用。葡萄糖主要是通過腸道被動物吸收，但是真核生物的質膜是脂質雙層結構，對親水性的物質具有不通透性。近年來，通過對刷狀緣及側基底膜囊泡的深入研究，證實了葡萄糖的吸收主要是通過小腸刷狀緣鈉葡萄糖共轉運載體SGLT跨膜轉運完成的，而SGLT1是介導葡萄糖主動跨膜轉運吸收的最早被確定和克隆的載體之一，日糧中碳水化合物、鈉、鎘等離子都能夠調控SGLT1。

1 SGLT1的結構、分布和功能

1.1 SGLT1的結構

SGLT1蛋白的編碼基因有484～718個氨基酸殘基，其一級結構即氨基酸的序列具有種間差異性（鼠類和人分別有665和664個氨基酸殘基）。該基因序列具有高度相似性，基因位于22號染色體長臂上（22q13.1），有15個外顯子。

SGLT1的二級結構是由14個跨膜的α螺旋（MS1-MS14）組成。其N-端位于TMS1的細胞外，C-端位于TMS14的胞質邊緣，靠近C末端有5個連續的跨膜α螺旋，是葡萄糖結合與轉運的結構域。兩個疏水區分別位于TMS4和TMS12跨膜區。SGLT1含有一定數量的PKA和PKC的磷酸化位點：在鼠和人上有5個PKC磷酸化位點，在兔上有4個，在兔和人上有一個PKA磷酸化位點，而在鼠上則沒有[1]。

1.2 SGLT1的分布和功能

SGLT1主要分布于小腸和腎單位近端小管，在小腸吸收葡萄糖過程中發揮重要作用。作為與鈉離子具有高親和力（鈉/葡萄糖=2）的低轉運能力的鈉-葡萄糖協同轉運載體，在成熟的小腸上皮細胞的刷狀緣膜表達，主要作用是從腸腔中吸收D-葡萄糖和D-半乳糖。腎的近球小管的上皮細胞的基頂膜也存在SGLT1，其功能是從腎小球濾液中重吸收D-葡萄糖。之后不斷有研究者又分別在羊的瘤胃上皮細胞、泌乳牛的瘤胃和瓣胃、牛的乳腺中都發現了SGLT1的存在。Poppe等在腦皮層的神經細胞、小腦和海馬都能夠檢測到SGLT1mRNA，但是在腦的毛細血管中沒有檢測到SGLT1mRNA[2]。SGLT1也在心臟和骨骼肌的毛細血管功能性表達，有助于骨骼肌和心肌毛細血管對葡糖糖的通透性，但是在小腸和下頜腺的毛細血管則沒有發現SGLT1的表達[3]。

研究表明，腸道對葡萄糖的吸收主要是通過小腸刷狀緣鈉葡萄糖共轉運載體SGLT1所介導的。SGLT1是一種具有高度親和力的轉運蛋白，在生物體內的主要生理功能是特異性地轉運D-葡萄糖和D-半乳糖[3]。作為Na+依賴性轉運體，SGLT1轉運葡萄糖是與Na+協同，轉運Na+和葡萄糖數量的比例為2∶1。位于上皮細胞基底膜的Na+-K+-ATP酶維持細胞內外的Na+濃度梯度，SGLT1順著濃度梯度將Na+轉運至細胞的同時將葡萄糖逆濃度差協同轉運入上皮細胞，同時SGLT1的構象還原到原始狀態，重新暴露其表面的結合位點，以便與葡萄糖再次結合。維持這個過程的能量源于Na+濃度差形成的跨膜位點，因此SGLT1的轉運過程是耗能的。小腸上皮黏膜對單糖的吸收功能與SGLT1的表達呈正相關，細胞內的葡萄糖則由位于側基底膜的載體GLUT2，經易化轉運擴散進入組織間隙液。

2 日糧因素對SGLT1表達的調控

2.1 碳水化合物

研究表明，多種因素都對小腸SGLT1的生物活性和表達水平具有調節作用，而日糧中的碳水化合物水平是其中一個主要因素。對多數動物而言，小腸中的碳水化合物供給量增加時，都會增加相應的酶和增強轉運蛋白的活性，也就是日糧碳水化合物來調控腸道SGLT1的活性和表達水平[4]。在大鼠和小鼠上的研究表明，長期地給予高水平的碳水化合物日糧能夠導致腸道葡萄糖的轉運速度的提高，日糧碳水化合物的變化所誘導的葡萄糖轉運的變化伴隨著SGLT1蛋白數量或特異性根皮苷結合位點的變化[5]。相對于飼喂低或無碳水化合物日糧的大鼠，飼喂高含量葡萄糖、半乳糖、甘油、果糖、α-甲基葡萄糖、3-O-甲基葡萄糖、木糖、甘露糖和蔗糖的小鼠的腸道SGLT1 mRNA豐度明顯提高[6]。但是，日糧誘導的SGLT1 mRNA豐度的變化幅度比SGLT1蛋白豐度、特異性根皮苷結合位點和葡萄糖轉運速率的變化幅度要小[7]。其在腺窩-絨毛軸上的分布不一致也表明了SGLT1 mRNA和葡萄糖的轉運速率的不同，表明日糧碳水化合物對SGLT1的調節是翻譯或翻譯后調節的。在成年動物中，葡萄糖誘導的SGLT1表達可以用mRNA的水平來衡量。

然而，日糧碳水化合物也可能增加沿腺窩或腺窩-絨毛連接細胞的SGLT1的轉錄，這些細胞沿著絨毛方向翻譯這些信息，SGLT1 mRNA的豐度在較上端絨毛細胞處降低。腸道灌注葡萄糖誘導腸細胞刷狀緣SGLT1表達的增加僅發生在腺窩-絨毛連接以下部分，然后SGLT1沿著腺窩-絨毛軸向絨毛頂端移動。事實上，高碳水化合物日糧能夠通過誘導轉錄速率的增加而增加鼠腸道總的SGLT1mRNA的豐度。但是，轉錄速率增加的位點和總的SGLT1 mRNA豐度增加的位點卻不清楚。

某種類型的單糖或其代謝物能夠在短時間內協同地增加鼠小腸內相應的消化酶和己糖轉運載體的基因表達[7]。反芻動物上的研究認為來源于碳水化合物水解的葡萄糖不能調節SGLT1的轉運活性。Shirazibeechey等研究表明，通過十二指腸瘺管連續4 d向牛腸道灌注D-葡萄糖或D-半乳糖能使腸道刷狀緣膜中的SGLT1水平恢復到瘤胃沒有發育成熟的水平；但是灌注D-甘露醇、D-山梨醇和淀粉并不能誘導SGLT1的表達，表明誘導SGLT1表達的糖不一定要求是SGLT1的底物或者是必須被腸細胞代謝[8]。因此，消化道中可能存在糖的接受系統來感應不同的糖并控制SGLT1的表達。

Dyer等認為腸腔內存在糖的敏感因子，其分布于腸上皮細胞膜的腸腔面且不同于SGLT1[9]。Vayro等用腸道STC-1細胞為適宜的體外模型來研究腸腔葡萄糖的影響，鑒定了SGLT1的啟動子、啟動子內的葡萄糖敏感元件和涉及SGLT1轉錄調節的糖誘導轉錄因子[10]。

2.2 鈉的濃度

低鹽日糧能通過降低小雞腸道刷狀緣葡萄糖轉運載體的數量來降低葡萄糖的最大轉運速度（Vmax）。日糧鈉離子的調節也是一種短期調節，小雞以飲水的方式獲得150 mmol·L-1NaCl 4 h后腸道葡萄糖的轉運顯著增加，但葡萄糖的攝取率與采食高鹽日糧相近。在蛋雞上的實驗發現雞結腸中存在SGLT1，提高日糧鈉離子濃度能夠增加SGLT1的表達并增加鈉/葡萄糖的協同轉運，也提示SGLT1啟動子存在某種元件直接或間接的感受日糧鈉濃度的變化[10]。研究表明，飼喂低鈉日糧顯著降低肉雞空腸、回腸和結腸刷狀緣膜囊中的SGLT1的活性，這種下降持續2 d后達到平臺期[11]。原因可能是低鈉日糧降低精氨酸加壓素分泌減少，或腸腔中鈉離子的濃度降低使SGLT1的表達減少。

2.3 鎘、銅、鋅等離子

對于腎，慢性鎘中毒可造成營養物質的吸收異常，表現為腎糖尿、多尿和氨基酸尿等綜合征。Blumenthal等采用初級培養方式發現Cd2+能夠降低腎皮質小管細胞的鈉-葡萄糖協同轉運活性且具有劑量依賴性，這就導致腎的營養物質重吸收障礙而表現為腎型糖尿[12]。這種抑制的特點是載體的Vmax降低，但與細胞通透性的改變、核苷磷酸鹽水平和分子間電解質梯度的改變無關，即不改變細胞的單價陽離子濃度。但是，這些結果與鎘離子影響細胞能量代謝和分子間鈉離子梯度的紊亂不一致。在體內和體外研究中，鎘作用于質膜導致葡萄糖轉運的Vmax和總的根皮苷結合位點降低，但是并不影響與底物的親和系數，提示Cd2+直接作用于SGLT1而導致了糖尿。Kim等研究表明，向正常動物的刷狀緣囊添加Cd2+導致SGLT1與根皮苷（SGLT1的特異性抑制劑）的結合位點數減少[13]。當刷狀緣的Cd2+的濃度達到3 800 pmol·mg-1時，根皮苷的結合下降80%，但是當Cd2+的濃度達到4倍時，根皮苷的結合僅下降14%。這些結果都表明Cd2+對腎的鈉-底物協同轉運系統的影響是間接的。

其他金屬如鋅離子和銅離子也都能抑制鈉-葡萄糖協同轉運載體的活性，只是鋅和銅的抑制作用所需要的離子濃度要比鎘離子高[12]。Blumenthal等進一步研究表明，Cd2+、Zn2+和Cu2+都能造成穩態水平的SGLT1 mRNA持久性降低，表現為抑制鈉-葡萄糖的協同轉運[14]。在Cd2+的濃度為7.5 μmol·L-1條件下，SGLT1 mRNA的相對濃度在12 h內下降約70%，而鈉-葡萄糖載體活性下降70%則需要更長的時間（24～48 h），載體活性下降發生在SGLT1 mRNA下降之后表明SGLT1mRNA濃度的下降導致了載體合成和穩態濃度的降低。這一結果也與先前的研究結果相一致，即Cd2+影響載體的Vmax而不影響其與底物的親和性，表現為SGLT1的分子數減少。細胞攝取Cd2+或Zn2+后使鋅指蛋白（MTF1）與金屬硫蛋白基因的上游啟動子區域的特異性的DNA序列（金屬反應元件或MREs）結合，MTF1和這些序列的結合控制金屬硫蛋白mRNA的產生和蛋白質的合成。

3 小 結

綜上所述，SGLT1受到日糧多種因素的影響且具有很大的差異性。但是，日糧調控鈉依賴性葡萄糖轉運蛋白（SGLT1）的機制還不完全清楚，各種日糧因素作用的相互關系亦不明朗。因此，深入研究SGLT1的表達與營養物質吸收的關系對于指導科學合理地配制動物日糧，從而提高葡萄糖在小腸中的吸收以充分發揮動物的生長潛力具有重要意義。

[1] Ferraris R P,Cao Q X,Prabhakaram S.Chronic but not acute energy restriction increases intestinal nutrient transport in mice[J].Journal of Nutrition,2001,131（3）：779-86.

[2] Poppe R,Karbach U,Gambaryan S,et al.Expression of the Na+-d-Glucose Cotransporter SGLT1 in Neurons[J].Journal of Neuro?chemistry,1997,69（1）：84-94.

[3] Elfeber K,Stümpel F,Gorboulev V,et al.Na+-d-glucose cotrans?porter in muscle capillaries increases glucose permeability[J].Biochemical&Biophysical Research Communications,2004,314（2）：301-305.

[4] G?bel G,Aschenbach J R.Influence of food deprivation on the transport of 3-O-methyl-alpha-D-glucose across the isolated ru?minal epithelium of sheep[J].Journal of Animal Science,2002,80（10）：2 740-2 746.

[5] Dyer J,Hosie K B,Shirazibeechey S P.Nutrient regulation of hu?man intestinal sugar transporter（SGLT1） expression[J].Gut,1997,41（1）：56-59.

[6] Kishi K,Tanaka T,Igawa M,et al.Sucrase-isomaltase and hexose transporter gene expressions are coordinately enhanced by dietary fructose in rat jejunum[J].Journal of Nutrition,1999,129（5）：953-956.

[7] Lescalematys L,Dyer J,Scott D,et al.Regulation of the ovine intestinal Na+/glucose co-transporter（SGLT1）is dissociated from mRNAabundance[J].BiochemicalJournal,1993,291（2）：435-440.

[8] Shirazibeechey S P,Wood I S,Dyer J,et al.Intestinal sugar trans?port in ruminants[J].Proceedings of the Society of Nutrition Physi?ology,1995,168（4）：117-133.

[9] Dyer J,Vayro S,King T P,et al.Glucose sensing in the intestinal epithelium[J].European Journal of Biochemistry,2003,270（16）：3 377-3 388.

[10] Vayro S,Wood I S,Dyer J,et al.Transcriptional regulation of the ovine intestinal Na+/glucose cotransporter SGLT1 gene.Role of HNF-1 in glucose activation of promoter function[J].Eur J Bio?chem,2001,268（20）：5 460-5 470.

[11] Bindslev N,Hirayama B A,Wright E M.Na/D-glucose cotrans?port and SGLT1 expression in hen colon correlates with dietary Na+[J].Comparative Biochemistry&Physiology Part A Physiology,1997,118（2）：219-227.

[12] Mc D L H,Cano M,Peral M J,et al.Hormonal regulation of chicken intestinal NHE and SGLT-1 activities[J].Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol,2001,280（3）：655-660.

[13] Blumenthal S S,Ren L,Lewand D L,et al.Cadmium decreases SGLT1 messenger RNA in mouse kidney cells[J].Toxicology&Applied Pharmacology,1998,149（1）：49-54.

[14] Kim K R,Park Y S.Phlorizin binding to renal outer cortical brush-border membranes of cadmium-injected rabbits[J].Toxicol?ogy&Applied Pharmacology,1995,133（2）：244-248.

[15]Blumenthal S S,Lewand D L,Buday M A,et al.Cadmium inhibits glucose uptake in primary cultures of mouse cortical tubule cells[J].American Journal of Physiology,1990,258（6）：1 625-1 633.