腸道細菌對厚殼貽貝稚貝附著的作用研究

楊 娜, 梁 簫,, 彭莉華, 沈和定,, 楊金龍,

(1. 上海海洋大學 海洋生物科學國際聯合研究中心, 上海 201306; 2. 上海海洋大學 水產種質資源發掘與利用教育部重點實驗室, 上海 201306; 3. 上海海洋大學 水產科學國家級實驗教學示范中心, 上海 201306)

厚殼貽貝(Mytilus coruscus), 隸屬于軟體動物門(Mollusca), 瓣鰓綱(Lamellibranchia), 貽貝目(Mytilodia), 貽貝科(Mytilidae), 是我國沿海人工養殖的重要水產經濟貝類[1]。與其他許多水產無脊椎動物類似, 厚殼貽貝幼蟲經過浮游階段后, 浮游末期的成熟眼點幼蟲會經歷一個附著的過程, 變態成為稚貝[2]。在稚貝生長為成貝過程中, 當外界生活條件不利時,稚貝就會放棄原足絲, 重新選擇合適的附著基再分泌新足絲進行附著[3]。海洋環境中, 一旦把表面潔凈的物體放入水體中, 海洋細菌將會很快附著在其表面進行生長繁殖, 并隨后與硅藻、真菌、原生動物及無機顆粒和有機碎屑等共同形成一層微生物被膜[4-5]。研究表明微生物被膜可以不同水平地誘導或抑制水產無脊椎動物的附著過程[6-7]。近些年來, 厚殼貽貝的野生資源日益匱乏, 大規模養殖技術尚未完善, 苗種供不應求[8]。研究厚殼貽貝幼蟲和稚貝附著及其生長發育則顯得尤為重要。

動物體內棲息著數量大、種類多的細菌群落, 而以腸道內的細菌群落最多, 且與宿主互相依賴、彼此制約, 因此會在宿主腸道內形成一種穩定的微生態系統[9]。宿主與細菌的關系大致有3種: 致病、互利共生和同食共生[10], 通常狀況下, 宿主與腸道細菌是互利共生的。研究表明腸道細菌在宿主的生長發育、免疫和營養代謝的過程中發揮重要作用。Sommer和Backhed[11]研究發現, 與正常小鼠相比, 在無菌小鼠腸道中, 腸絨毛長而細, 沒有復雜的血管網, 腸隱窩較淺, 增生干細胞略少且黏液厚度較薄。在研究斑馬魚無菌腸道的發育時期時, 對比斑馬魚正常的腸道, Bates等[12]發現斑馬魚無菌腸道的上皮細胞的分化受到阻礙。Zokaeifar等[13]研究表明, 凡納濱對蝦(Litopenaeus vannamei)的腸道細菌, 如枯草芽孢桿菌(Bacillus subtilis)能夠分泌某些胞外消化酶從而提高蝦體腸道內的消化酶活性。另有研究闡明, 腸道細菌的種類和數量隨著季節的變化而發生變化, Al-Harbi和Uddin[14]測定了夏、秋、冬3個季節羅非魚和奧尼羅非魚(Oreochromis niloticus × Oreochromis aureus)腸道中細菌的數目和種類, 發現不同季節的腸道細菌具有很大的差異。腸道同樣作為厚殼貽貝重要的消化吸收器官之一, 腸道細菌形成的微生物被膜是否會促進厚殼貽貝稚貝的附著, 腸道中的細菌與厚殼貽貝的生長發育是否有關等問題均尚未有研究明確報道。

本實驗通過從厚殼貽貝的腸道中分離并鑒定腸道細菌, 探究腸道細菌對其稚貝附著的作用, 確定腸道細菌的系統發育地位, 了解其遺傳距離和細菌種屬與稚貝誘導活性之間的關系, 為進一步研究腸道細菌與各個發育階段的厚殼貽貝幼蟲和稚貝之間的相互作用奠定基礎, 也對人工養殖(例如稚貝中間培育)具有重要的理論指導意義。

1　材料與方法

1.1　實驗材料

實驗所用的野生厚殼貽貝以及其稚貝均來源于浙江省嵊泗縣枸杞島。其中稚貝殼長為(1.80 ±0.05)mm, 殼高為(1.17 ± 0.03)mm。在實驗室恒溫培養箱18℃條件下充氣且暫養1周后進行正式實驗。每天按時換水, 并投喂湛江等鞭金藻(Isochrysis zhanjiangensis)。成體厚殼貽貝殼長為(8.5 ± 0.3)cm,殼高為(4.4 ± 0.4)cm, 在實驗室條件下進行暫養, 養殖期間不進行餌料投喂, 以便排空腸道, 充氣培養48 h后用于正式實驗。

1.2　腸道細菌的分離鑒定與系統發育分析

1.2.1腸道細菌的分離

用無菌鏟刀將厚殼貽貝成體解剖, 并用無菌剪刀和鑷子分離出完整腸道(整個解剖操作在冰上進行); 隨后將整個腸道放入盛有50 mL滅菌的過濾海水(autoclaved filtered sea water, AFSW)的燒杯中, 用無菌剪刀將其剪碎并用無菌玻璃棒攪拌, 制成懸浮液, 涂布在 ZoBell 2216E固體培養基平板上。在黑暗、25℃條件下, 倒置培養48 h。然后在固體平板上用接種環挑取菌落進行分離, 并最終獲得單株的腸道細菌, 再加入 15%的丙三醇(甘油)溶液, 放于–80℃冰箱保存。OLYMPUS相機(DIGITAL CAMERA MODEL NO.E-620)用于拍攝記錄每種腸道菌株的表型。

1.2.2腸道細菌16S rDNA基因的測序

按照DNA提取試劑盒上的標準流程提取單株腸道細菌的DNA。后續PCR擴增的反應體系、程序和引物均參考楊金龍等[3]。用 1.0%的瓊脂糖凝膠電泳(agarose gel electrophoresis)檢測PCR產物。將PCR產物送公司進行16S rDNA基因測序。將基因序列上傳至NCBI數據庫, 獲得細菌菌名、上傳序列號等基本信息。

1.2.3比對序列和系統發育分析

得到的細菌測序序列與其近源物種的 16S rDNA基因序列使用MEGA 6.06程序進行比對。系統發育分析分別基于最大簡約法(MP)、最小進化法(ME)和鄰接法(NJ)進行1 000次重復構建, 物種間遺傳距離使用Jukes-Cantor法。構建細菌的系統發育樹, 選取大腸桿菌(Escherichia coli)(序列號AONF01000005.1)作為外群序列。

1.3　微生物被膜的形成與特性分析

1.3.1微生物被膜形成

挑取分離純化得到的單株腸道細菌到80 mL液體的ZoBell 2216E培養基中, 黑暗條件下25℃培養24 h之后, 在3 500 r/min的條件下離心15 min, 倒掉培養液, 再用 AFSW 清洗 3次, 最后加入 50 mL AFSW均勻混合至懸浮液。在無菌培養皿(經160, 2 h℃

滅菌)中先放入無菌載玻片, 再加入一定量的菌體懸浮液, 最后加入適量的AFSW使其定容至20 mL, 從而使每株腸道細菌的初始密度分別是1×109、1×1010、1×1011和 5×1011個/L。每株細菌 4個不同的初始密度分別設置 12個平行, 空白對照組設置 9個平行,將其全部置于黑暗、18℃條件下的恒溫培養箱中培養48 h, 最終形成微生物被膜。

1.3.2微生物被膜的密度計數

將培養48 h的微生物被膜在5%甲醛中固定24 h,置于 0.1%吖啶橙染液中 5 min, 再放于熒光顯微鏡(奧林巴斯BX51)×1 000倍下進行觀察, 同時隨機計數10個視野, 每株細菌的4個密度梯度分別設置3個平行, 從而確定4個初始細菌密度下微生物被膜的最終密度, 其計算公式參照楊金龍等[3]。

1.3.3微生物被膜形態及厚度分析

微生物被膜經5%甲醛溶液固定24 h, 然后在黑暗條件下, 用5 mg/L的碘化丙啶(PI)溶液染色15 min, 在蔡司激光共聚焦掃描顯微鏡(confocal laser scanning microscopy, CLSM)630×放大倍率下拍照。實驗設置3個平行組, 每個平行組隨機選取 10個視野用于成像和分析。

1.4　稚貝附著實驗

玻璃培養皿經高溫滅菌后, 緩慢地放入附有微生物被膜的玻片, 再加20 mL AFSW和10個稚貝, 在恒溫18℃的無光照培養箱中培養6、12、24和48 h后,記錄稚貝在微生物被膜上的附著率, 各株細菌的每個密度梯度分別設置 9個平行組; 對照組為無微生物被膜的載玻片。根據楊金龍等[3]計算稚貝的附著率以及評價其誘導活性的高低。

1.5　數據處理

數據的差異統計分析和相關性檢驗使用JMP軟件(版本 10.0.0)。使用 Spearman’多元分析方法分析細菌密度與稚貝誘導活性之間的相關性, 其中, P為檢驗值, 在P<0.05時說明具有顯著性的差異; r為相關性系數, 在r<0.5時說明低等水平顯著相關, 在0.5≤r≤0.7時說明中等水平顯著相關, 在 r>0.7時說明極其顯著相關[3]。

2　結果

2.1　腸道細菌的測序與定名

本實驗的10株腸道細菌的菌名和上傳序列號等信息見表1。結果顯示, 10株腸道細菌共分屬9個不同的菌屬, 其中Tenacibaculum sp. 4、Winogradskyella sp.1和Nonlabens sp. 1屬于擬桿菌門, Bacillus sp. 6和Bacillus sp. 5屬于厚壁菌門, 而其他所有5株細菌均屬于變形菌門(其中Paracoccus sp. 1、Roseovarius sp.1和Ruegeria sp. 1屬于α-變形菌綱, Alteromonas sp.3和Vibrio sp. 5屬于γ-變形菌綱)。不同腸道細菌的表型如圖1。

表 1 腸道細菌16S rDNA基因序列分析Tab. 1 16S rDNA gene sequence analysis of the intestinal bacterial strains

圖1　不同腸道細菌的表型Fig. 1 Phenotypes of the different gut bacterial strains

2.2　不同的細菌初始密度下微生物被膜的形成

在不同的細菌初始密度條件下, 隨著細菌初始密度的增加, 微生物被膜的最終密度則呈現不同程度的增加(圖2)。在初始密度為1.0×109個/L和1.0×1010個/L時, Ruegeria sp. 1形成的微生物被膜的最終密度均最高, 分別為 9.1×1010個/m2和 1.4×1011個/m2,且與所有其他細菌的微生物被膜的最終密度均表現出顯著性的差異(P < 0.05); Alteromonas sp. 3形成的微生物被膜的最終密度均最低, 分別為1.2×1010個/m2和 2.2×1010個/m2; 其中在初始細菌密度為 1.0×109個/L時, Alteromonas sp. 3形成的微生物被膜的最終密度與 Nonlabens sp. 1之間沒有表現出顯著性的差異(P > 0.05), 但與其他細菌微生物被膜的最終密度均具有顯著性差異(P < 0.05); 在初始細菌密度為1.0×1010個/L時, Alteromonas sp. 3與其他細菌形成的微生物被膜的最終密度均有顯著性差異(P < 0.05)。

圖2　不同初始細菌密度下形成微生物被膜的密度變化Fig. 2 The density of monospecific bacterial biofilms under different initial densities不同字母表示差異顯著(P < 0.05)。后同

在初始細菌密度為1.0×1011個/L和5.0×1011個/L時, Tenacibaculum sp. 4形成的微生物被膜的最終密度均最高, 分別為 5.4×1011個/m2和 9.1×1011個/m2,且與其他所有細菌微生物被膜的最終密度均具有顯著性的差異(P < 0.05); Winogradskyella sp. 1形成的微生物被膜的最終密度均最低, 分別為 6.2×1010個/m2和 9.1×1010個/m2, 且與其他所有細菌微生物被膜的最終密度均具有顯著性的差異(P < 0.05)。結果表明,相對于其他8株細菌, Ruegeria sp. 1和Tenacibaculum sp. 4具有相對較高的微生物被膜形成能力。

2.3　腸道細菌對稚貝附著的影響

不同種屬腸道細菌所形成的微生物被膜在 24 h和48 h時間段對厚殼貽貝稚貝附著的結果與12 h時的結果無明顯差異, 12 h時間段的實驗結果如圖3所示。研究結果表明, 與空白對照組的稚貝誘導活性(14%±3%)相比, 所有試驗的腸道細菌對稚貝的附著均具有不同程度的誘導活性。

Paracoccus sp. 1、Tenacibaculum sp. 4和 Bacillus sp. 6等3株細菌對稚貝的附著均具表現出中等程度的誘導作用, 其中初始細菌密度在 1.0×1010個/L時,Bacillus sp. 6表現出最高誘導活性52%; 在初始細菌密度為1.0×1011個/L時, Paracoccus sp. 1表現出最高誘導活性 61%; 而在初始細菌密度為 5.0×1011個/L時, Tenacibaculum sp. 4對稚貝附著具有最高誘導活性 53%, 其余 7株腸道細菌誘導稚貝的附著率均在50%以下, 表現出低誘導活性。

2.4　微生物被膜的不同密度對厚殼貽貝稚貝附著的誘導作用

圖3　不同腸道細菌對厚殼貽貝稚貝附著的誘導作用Fig. 3 Percentages of settlement of M. coruscus plantigrades on the different monospecific intestinal bacterial biofilms

圖4　單一菌株形成微生物被膜的不同密度對厚殼貽貝稚貝附著的誘導作用Fig. 4 Percentages of settlement of M. coruscus plantigrades on monospecific bacterial biofilms of varying densities

實驗結果表明, 隨著微生物被膜細菌密度的增多, Tenacibaculum sp. 4、Roseovarius sp. 1和Winogradskyella sp. 1等3株腸道細菌對稚貝的誘導活性逐漸升高(圖4), 而其余7株腸道細菌對稚貝的誘導活性則先升高到達最大值, 然后再降低。根據相關性分析, 其中 5株腸道細菌的稚貝附著率與形成的微生物被膜密度之間具有顯著相關性(P < 0.05)(表 2),其中, Tenacibaculum sp. 4、Roseovarius sp. 1和Winogradskyella sp. 1的微生物被膜密度和稚貝的誘導活性呈正顯著性相關(P < 0.05), 而Nonlabens sp. 1和Bacillus sp. 5則呈負顯著性相關(P < 0.05); 其余5株腸道細菌的稚貝誘導活性與形成的微生物被膜密度之間并沒有表現出顯著性相關(P > 0.05)。在5株顯著性相關的腸道細菌中, Tenacibaculum sp. 4、Roseovarius sp. 1、Winogradskyella sp. 1和Nonlabens sp.1所形成的微生物被膜密度與稚貝的誘導活性呈中等水平顯著性相關(0.5≤|r|≤0.7), 而 Bacillus sp. 5的稚貝誘導活性與微生物被膜密度之間的相關性相對較弱(|r| < 0.5)。

2.5　腸道細菌形成的微生物被膜的形態和厚度

高誘導活性和低誘導活性的兩株腸道細菌的聚集狀態和分布狀態顯著不同(圖 5A)。具有高誘導活性的Paracoccus sp. 1形成的微生物被膜比低誘導活性的Bacillus sp. 5形成的微生物被膜的分布更加密集(圖5A), 而且前者形成的微生物被膜膜厚(6.15 μm ±0.12 μm)顯著大于后者形成的微生物被膜膜厚(3.37 μm ±0.07 μm)(P < 0.05, 圖 5B)。

表2　微生物被膜的細菌密度與誘導活性之間的相關性分析Tab. 2 Correlation analyses between the bacterial density of biofilms and their inducing activity

圖 5 激光共聚焦掃描顯微鏡下Paracoccus sp. 1和Bacillus sp. 5形成的微生物被膜圖像(A)及膜厚(B)Fig. 5 CLSM reveals biofilm images (A) and biofilm thickness (B) of Paracoccus sp. 1 and Bacillus sp. 5

2.6　腸道細菌的系統發育分析

采用最大簡約法、最小進化法和鄰接法等 3種不同的方法分析得到的系統發育分析結果基本一致,所以這里僅呈現由鄰接法分析得到的系統發育樹(圖6)和遺傳距離(表 3)。結果顯示, 同屬于芽孢桿菌屬的Bacillus sp. 6和 Bacillus sp. 5之間的遺傳距離最近, 為 0.055, 兩者先聚類在一起, 但前者的誘導活性顯著高于后者(P < 0.05)。而后與同屬于γ-變形菌綱的兩株腸道細菌Alteromonas sp. 3和Vibrio sp. 5聚為一支, 兩者的誘導活性沒有顯著差異(P > 0.05),但形成微生物被膜的終密度具有顯著性差異(P < 0.05);這一分支再與同屬于 α-變形菌綱的 Paracoccus sp.1、Roseovarius sp. 1和Ruegeria sp. 1三株細菌聚為另一分支, 其中 Paracoccus sp. 1的誘導活性最高;而 Tenacibaculum sp. 4、Nonlabens sp. 1和 Winogradskyella sp. 1三株腸道細菌同屬于擬桿菌門, 三者先聚為一簇, 但Tenacibaculum sp. 4的誘導活性顯著高于另外兩株細菌(P < 0.05); 這一簇再與前一個分支聚類, 最后與外群細菌大腸桿菌聚類。由此可見,本研究中不同腸道細菌之間的親緣進化關系符合系統發育的規律。

3　討論

3.1　厚殼貽貝腸道細菌的種屬

單一細菌微生物被膜是海洋無脊椎動物附著過程中極其關鍵的化學誘導因子[15], 本研究首次證明分離自厚殼貽貝腸道的細菌所形成微生物被膜可以有效提高其稚貝的附著率。

從野生厚殼貽貝的腸道中分離純化的腸道細菌分屬于 Paracoccus、Nonlabens、Winogradskyella、Bacillus、Roseovarius、Alteromonas、Vibrio、Tenacibaculum和Ruegeria等9個菌屬。在浸沒于嵊泗海域由三甲氧基硅烷處理的附著基表面形成的自然微生物被膜的研究[15]中, 其分離的海洋附著細菌分屬于Tenacibaculum、Staphylococcus、Vibrio、Cobetia、Pseudoalteromonas和 Bacillus等 6個菌屬; 其中,Tenacibaculum、Vibrio和Bacillus等3個菌屬在本研究中也同樣存在。研究表明, 在浸沒于自然海區的載玻片表面和野生厚殼貽貝貝殼體表形成的自然微生物被膜中, 也存在分屬于Vibrio和Tenacibaculum等2個菌屬的海洋細菌[16-17]。周軒等[6]在浸沒于嵊泗自然海域的低濕度附著基表面的自然微生物被膜中同樣分離出了Bacillus和Alteromonas 2種海洋附著細菌屬。由此可見, 一些相同的細菌菌屬分別存在于厚殼貽貝腸道的細菌類群中和自然微生物被膜的細菌類群中, 但同時兩者也具有一定的差異。此外, 研究表明[18-22], 分屬于 Paracoccus、Nonlabens、Winogradskyella、Roseovarius和Ruegeria等5個菌屬的細菌也分離自不同的自然海洋環境中。根據以上結果可推測, 從野生厚殼貽貝腸道中分離純化的10株細菌很可能來源于所處的自然海域環境。以往研究表明,腸道細菌群落源于宿主生存的外界環境[23-25], 宿主所攝食的餌料可能其腸道細菌的可能來源[24]。由此推論, 本研究中厚殼貽貝生存的外界環境在一定程度上影響了其體內腸道中的細菌類群。

圖6　細菌16S rDNA用NJ法構建的系統進化樹Fig. 6 Phylogenetic tree of 16S rDNA gene sequences from bacterial isolates using the Neighbor-Joining method

表3　所測腸道細菌的遺傳距離Tab. 3 Genetic distances of the intestinal bacterial strains tested

不同種屬的細菌對海洋無脊椎動物幼蟲及稚貝的附著過程也是不一樣的。Bao等[26]研究地中海紫貽貝(Mytilus galloprovincialis)幼蟲在應對交替單胞菌Alteromonas sp. 1的附著變態反應時, 發現交替單胞菌Alteromonas sp. 1對該種幼蟲的附著變態具有誘導作用, 同時其分泌的化學信號分子參與了幼蟲的附著變態。本研究中, 同屬于交替單胞菌屬的Alteromonas sp. 3對厚殼貽貝稚貝的附著也起到了一定的誘導作用。因此推測該菌屬依靠自身分泌的化學信號分子可能對不同貽貝附著都有著或高或低的誘導作用, 但作用機制需要進一步的探討。張朝霞等[7]研究發現弧菌屬的 H-4抑制了冠瘤海鞘(Styela conopus Savigny)幼蟲的附著和變態, 但本研究中發現弧菌屬Vibrio sp. 5卻對厚殼貽貝稚貝的附著具有一定的誘導作用, 因此海洋無脊椎動物幼蟲及稚貝的附著變態可能與細菌種屬并無特異性關系。此外,同屬于芽孢桿菌屬的Bacillus sp. 5和Bacillus sp. 6這兩株腸道細菌在厚殼貽貝稚貝的附著過程中具有顯著不同的誘導作用, 而不同種屬的Paracoccus sp.1、Tenacibaculum sp. 4和Bacillus sp. 6卻均能起到中等水平的誘導作用。因此, 本研究進一步驗證了細菌種屬與海洋無脊椎動物幼蟲及稚貝的附著變態過程沒有必然的聯系, 這與之前的研究結論基本相同[17]。

3.2　厚殼貽貝腸道細菌微生物被膜的形成能力

本研究結果表明, 所有測試的腸道細菌均有形成微生物被膜的能力, 且微生物被膜的最終密度受到初始細菌密度的顯著影響。Huang和 Hadfield[27]研究表明, 細菌的微生物被膜終密度與初始密度具有顯著相關性; 此外, Tran和Hadfield[28]的研究同樣表明細菌的初始密度對微生物被膜的最終密度具有一定的影響, 這均與本研究結果一致。本研究表明,不同厚殼貽貝腸道細菌具有不同的微生物被膜形成能力, 其中Ruegeria sp. 1和Tenacibaculum sp. 4均具有較高的微生物被膜形成能力。根據 Fuqua等[29]之前的研究, 細菌分泌的某些化學信號分子或其他參與群體感應的信號物質在微生物被膜的形成和調控過程中發揮著至關重要的作用, 而本研究中特定菌株的成膜能力也可能與細菌分泌的化學信號物質具有密切的關系, 但具體的作用方式及機理仍需要進一步的深入研究。

本研究已證明, 與對照組相比所有測試腸道細菌形成的微生物被膜均對厚殼貽貝稚貝的附著具有不同程度的誘導活性。其中, 在初始細菌密度為1.0×1011個/L時, Paracoccus sp. 1的誘導活性最高, Bacillus sp. 5的誘導活性最低。很多研究[3,6,15-17]表明, 在相同的初始細菌密度下, 不同菌株對厚殼貽貝稚貝附著的誘導活性不同; 在不同的初始細菌密度下, 相同菌株對厚殼貽貝稚貝的誘導活性也不同。這可能與上述所說的菌株自身的成膜能力或細菌自身分泌的信號分子有關。

3.3　微生物被膜形成特性與貽貝附著相互關系

微生物被膜的密度與海洋無脊椎動物的附著過程具有十分密切的關系。在單一菌株形成微生物被膜的研究中, Li等[16]發現, 在所測試的10株海洋細菌中, 厚殼貽貝稚貝的附著過程與 9株細菌的微生物被膜密度具有顯著的相關性。而孫俊杰等[14]研究的9株測試菌株中有7株細菌的微生物被膜密度與稚貝的附著呈顯著相關。除此之外, 海洋細菌的微生物被膜密度與厚殼貽貝稚貝的誘導活性同樣具有顯著相關性[3]。然而, Tran和Hadfield[28]研究發現, 鹿角杯形珊瑚(Pocillopora damicornis)幼蟲的附著僅與1株細菌(具有高誘導作用)的密度有顯著相關性, 其余細菌密度與其幼蟲的附著均沒有相關性。本研究所試驗的10株腸道細菌中, 只有5株形成的微生物被膜密度與厚殼貽貝稚貝的誘導活性具有顯著的相關性, 說明雖然微生物被膜密度在稚貝的附著過程中具有重要的作用, 但不是適用于所有的細菌。本研究還表明, 隨著細菌密度的增加, 腸道細菌對稚貝的誘導活性并非完全逐漸升高, 而是可能呈先升高達到最大值后再降低的趨勢, 且最適密度取決于細菌種類。研究表明, 特定海洋細菌分泌的化學誘導信號分子在海洋無脊椎動物幼蟲的附著變態過程中可能發揮著一定的作用[17,28-30]。因此, 本實驗中貽貝腸道菌株所分泌的某些化學信號分子很可能對結果產生一定的影響, 但具體程度及其作用機制仍需進一步深入研究。

微生物被膜厚度、分布和聚集狀態與海洋無脊椎動物的附著變態過程具有一定的相關性。根據Yang[17]等的研究發現, Tenacibaculum sp. 1形成的微生物被膜的膜厚明顯大于其他細菌, 包括 Pseudoalteromonas sp. 1, 盡管這兩株細菌均呈中等的誘導活性; Shewanella sp. 1的誘導活性遠高于 Pseudoalteromonas sp. 4的誘導活性, 但這兩株細菌形成的微生物被膜的膜厚并沒有差異性, 細菌的聚集狀態和分布狀態也不相同。在本研究中, 高誘導活性的Paracoccus sp. 1形成的微生物被膜比低誘導活性的Bacillus sp. 5形成的微生物被膜分布更加密集, 且前者的膜厚比后者厚。由此推測, 細菌的誘導活性可能與微生物被膜膜厚沒有相關性, 可能與其菌株自身有關, 例如其分泌的胞外多糖等, 因此有必要進行后續的實驗分析。

綜上所述, 厚殼貽貝的腸道細菌能夠不同程度地誘導厚殼貽貝稚貝的附著, 說明腸道細菌在厚殼貽貝的生長發育過程中具有一定的作用。同時, 本研究成果為今后更深入地探討腸道細菌與厚殼貽貝之間的相互作用奠定基礎, 也對厚殼貽貝健康生態養殖及該過程中相關技術的提高具有一定的指導意義。

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