唐敏綜述,呂紅彬審校
(西南醫科大學附屬醫院眼科,四川瀘州646000)
周細胞凋亡與糖尿病性視網膜病變的研究進展
唐敏綜述,呂紅彬審校
(西南醫科大學附屬醫院眼科,四川瀘州646000)
糖尿病性視網膜病變;周細胞凋亡;研究進展
據調查,至2010年,我國18歲以上成年人罹患糖尿病(diabetes mellitus,DM)的人數約有超過1.1億,患病率高達11.6%,是糖尿病患病人數最多的國家[1],西方國家的DM患病率也呈逐年上升趨勢。糖尿病性視網膜病變(diabetic retinopathy,DR)是隨著DM病程延長而逐漸出現的糖尿病性微血管病變,為DM的嚴重并發癥之一,發展至增殖期可致盲[2]。DR的早期病理改變主要為:視網膜毛細血管周細胞(Peripheral cell,PC)減少或消失、影周細胞形成及無細胞毛細血管出現、內皮細胞增生、基底膜增厚及血-視網膜屏障破壞等,繼而導致視網膜血管管腔狹窄、血流動力學改變,最終導致視網膜毛細血管閉塞,促進DR后期視網膜缺血、缺氧以及新生血管形成[3-4]。視網膜毛細血管周細胞丟失為DR最早期病理改變之一,在DR的發生發展中起著至關重要的作用,然而,對視網膜周細胞凋亡的機制仍不十分清楚,多年來眾多學者致力于對周細胞凋亡機制的研究,本文就糖尿病視網膜病變早期周細胞凋亡的相關信號通路及細胞因子作一綜述,期望為糖尿病視網膜病變中周細胞凋亡的進一步研究提供新的思路。
周細胞在調節微血管生理及病理性血管生成過程中起著舉足輕重的作用[5-6]。在微血管系統中,周細胞和毛細血管內皮細胞由共同的基底膜包繞,兩者通過物理接觸及旁分泌信號進行細胞通訊,共同調節血管形成、病理性血管新生、血管滲漏、腫瘤形成等病理生理過程。毛細血管形成早期,周細胞的募集可促使新生毛細血管的發生和發展;而血管形成后期,周細胞則抑制內皮細胞增生,促進內皮細胞分化,從而促進血管成熟,維持正常結構和調節其通透性。在慢性高血糖的刺激下,視網膜毛細血管最早出現周細胞的丟失,進而出現了影周細胞及無細胞毛細血管[7],推測早期毛細血管周細胞凋亡可能是誘導病理性血管生成的前提。
2.1 STAT1信號通路介導的Bim蛋白表達與視網膜周細胞凋亡
Bim蛋白屬于Bcl-2(B cell lymphoma-2)家族促凋亡成員之一。Bcl-2家族成員通過復雜的相互作用在細胞層面調控生物的生存和死亡信號,該家族可分為三大類:Bcl-2樣生存因子,Bax樣死亡因子,以及BH3-only死亡因子如Bim、Bik、Puma、Bid等。BH3-only死亡因子又被稱為BH3-only蛋白,其得名源于它只含有一個BH3域。BH3-only蛋白可通過翻譯后修飾(如磷酸化、乙酰化、泛素化等)和蛋白水解等方式激活,而Bim蛋白可與某些大分子結合來保持其失活狀態。Bcl-2蛋白家族可通過維持線粒體穩態來調控細胞凋亡,并且這種調控作用依賴于抗凋亡和促凋亡蛋白的平衡[8]。
ES Shin等[9]研究發現,糖尿病大鼠視網膜周細胞和高糖條件下培養的大鼠視網膜周細胞中促凋亡蛋白Bim表達增多,并闡明視網膜周細胞中Bim表達增多依賴于持續活化的信號轉導與轉錄激活因子1(signal transducers and activators of transcriptions,STAT1)。Jenny等[10]也認為,Bim促凋亡蛋白的表達受STAT1轉錄調控,而STAT1受炎癥因子特別是干擾素家族如IFN-α、IFN-β、IFN-γ及IL-1β等激活[11-12]。STAT1最早是在研究IFN信號通路時被發現的一種蛋白,不同的IFN亞族激活STAT1形式不完全一致:IFN-α、IFN-β刺激可形成STAT1同型二聚體進而啟動GAS驅動的基因轉錄,而IFN-γ誘導STAT1同型二聚體和STAT1/STAT2異型二聚體形成,后者可啟動ISRE驅動的基因轉錄[13-14]。糖尿病患者血清中IFN-γ等明顯增加,最新研究表明,干擾素家族可通過激活JAK-STAT1信號途徑而使STAT1磷酸化,激活的STAT1蛋白從胞膜進入胞核而啟動基因轉錄[15]。ES Shin[9]等通過測量不同濃度葡萄糖培養下的視網膜周細胞中活化的STAT1及STAT1總量,發現高糖條件下培養的視網膜周細胞中STAT1磷酸化水平明顯提高,STAT1可能通過以上途徑上調Bim蛋白表達,進而調控視網膜周細胞凋亡。
2.2 氧化應激與周細胞凋亡
目前的研究結果顯示,氧化應激(oxidative stress,OS)在DR的發生和發展過程中起了非常重要的作用[16]。線粒體呼吸鏈是體內活性氧(reactive oxygen species,ROS)的主要來源,高糖所致的代謝異常可誘導線粒體電子運輸鏈(mitochondrial,electron transport chain,ETC)產生過多的ROS,一定濃度的ROS是維持機體基本生理過程必須的,而過量的ROS可對機體微環境產生破壞性的損傷。氧化還原反應貫穿于細胞生存、活動的整個過程,活性氧增加導致視網膜代謝異常,而這些異常的代謝又能產生活性氧,由此構成惡性循環,持續暴露于高活性氧壞境下最終導致線粒體DNA損傷,細胞死亡[17]。最新研究顯示,ROS可介導多個生物途徑參與糖尿病性微血管并發癥,包括活化核苷酸結合寡聚化結構域樣受體蛋白3(nucleotide-binding oligomerization domain-like receptor protein 3,NLRP3)炎癥小體,激活Keap1-Nrf2-ARE信號通路,以及SIRT1/ROS信號途徑活化[18-20]等。此外,多元醇途徑及細胞內糖基化終末產物的增加、蛋白激酶C的激活以及己糖胺途徑的增加等已成為研究相對成熟的途徑[21-22],各信號途徑之間的相互聯系仍需進一步詳細闡明。研究顯示,高糖誘導的牛視網膜毛細血管周細胞(BRPs)線粒體產生過多ROS,提示氧化應激是誘導周細胞凋亡的主要原因之一[23-25]。
最近研究發現,ROS在體內可作為一種信號分子通過多種途徑激活c-Jun氨基末端激酶(c-Jun N-terminal kinase,JNK)信號通路而誘導細胞損傷、自噬和凋亡[26]。ROS-JNK信號通路對細胞生存狀態的調控高度依賴胞內ROS水平,適宜水平的ROS可短暫激活JNK通路,從而引起細胞自噬而不足以引起細胞凋亡,但過量的ROS引起JNK通路持續活化,經線粒體途徑引起細胞凋亡[27]。
2.3 多元醇通路與周細胞凋亡
持續高血糖刺激可激活由醛糖還原酶(aldose reductase,AR)和山梨醇脫氫酶(sorbitol dehydrogenase,SDH)共同參與的葡萄糖多元醇通路,AR是此過程的限速酶。高糖刺激下,醛糖還原酶活性增加,過量的葡萄糖不能經己糖激酶催化形成6-磷酸葡萄糖,而是在AR的催化下以還原型輔酶Ⅱ(NADPH)為輔酶被還原為山梨醇,山梨醇在SDH作用下被氧化為果糖,其輔酶為氧化型輔酶Ⅰ(NAD+)。目前研究認為,此途徑的致病機制如下:山梨醇及果糖代謝緩慢且不易通過細胞膜彌散,因而導致對微血管的滲透壓損傷;山梨醇的激活同時抑制磷酸己糖旁路,引起細胞內肌醇減少,導致Na+-K+-ATP酶活性下降,DNA活性下降及細胞死亡;山梨醇在氧化過程中胞漿中NADP/NAD+比值增加,抑制了3-磷酸甘油醛脫氫酶(glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase,GAPDH)的活性,磷酸丙糖濃度增加,從而使甲基丙二醛和二酰甘油的形成增加,后兩者是一種糖基化終末產物(AGEs)的前體,從而可激活蛋白激酶C途徑而導致細胞損傷[28-29]。
Akagi Y等[30-31]通過免疫組化研究發現,經胰蛋白酶消化分離的人和狗視網膜周細胞中AR表達量十分豐富,而醛糖還原酶抑制劑(aldose reductase Inhibitors,ARI)可明顯減少高糖介導的周細胞凋亡[32-33]。新近研究表明,高糖條件下培養的牛視網膜周細胞中鈣離子濃度和caspase-3活性顯著增加,而還原型谷胱甘肽含量(GSH)含量明顯降低,周細胞活性降低,而加入醛糖還原酶抑制劑SNK-860后以上異常明顯被抑制[34],這表明AR催化的多元醇通路在高糖誘導的周細胞凋亡中起著重要的作用。
2.4 硫氧還蛋白相互作用蛋白(TXNIP)表達與周細胞凋亡
硫氧還蛋白相互作用蛋白(Thioredoxin Interacting Protein,TXNIP)又稱硫氧還蛋白結合蛋白-2(TBP-2)或維生素D3上調蛋白1(VDUP-1),可通過抑制硫氧還蛋白(Thioredoxin,TRX)系統發揮介導氧化應激、誘導細胞凋亡、對抗細胞增殖等作用而被稱為促氧化應激/促凋亡蛋白[35]。Devi T S等[36]研究發現,TXNIP在實驗性糖尿病大鼠視網膜中表達上調并介導炎癥反應和細胞凋亡。不同濃度葡萄糖環境下培養實驗性大鼠視網膜周細胞,并予以抗氧化劑N-乙酰基半胱氨酸(NAC)及TXNIP抑制劑Azas或siTXNIP3干預對比,結果表明,高糖環境下視網膜周細胞TXNIP表達增加,并與ROS產生、蛋白質巰基亞硝基化及促凋亡蛋白caspase-3表達量呈正相關,提示TXNIP與視網膜周細胞凋亡密切相關。
最新研究表明,TXNIP與核苷酸結合寡聚化結構域樣受體蛋白3(nucleotide-binding oligomerization domain-like receptor protein 3,NLRP3)在糖尿病微血管病變包括糖尿病視網膜病變中發揮重要作用[37]。其機制可能為:持續高血糖代謝誘導產生大量活性氧族,可作為共同刺激信號激活NLRP3炎癥小體,TXNIP與TRX解離后隨之結合NLRP3進而激活炎癥小體,形成正反饋效應,其直接效應是裂解caspase-1,活化IL-1β,并促進其他炎癥反應因子釋放,從而介導糖尿病性視網膜細胞損傷[38],但是TXNIP與NLRP3是否在視網膜周細胞中產生同樣的作用而促進周細胞凋亡有待進一步研究。
2.5 促凋亡轉錄因子FoxO1與周細胞凋亡
FoxO1轉錄因子屬于叉形頭轉錄因子的O亞型,是Fox(forkhead transcription factors of the O class)家族中的一員,此類轉錄因子的特點是具有鮮明的叉頭DNA結合域,目前已發現FoxO1、FoxO3a、FoxO4、FoxO6等至少4個FoxO亞族成員,其中FoxO1基因定位于人染色體13q14.1,可編碼655個氨基酸[39]。FoxO1轉錄因子通過轉錄和傳導各種生長因子及細胞因子來調節細胞氧化應激、增殖、凋亡和炎癥等多種病理生理過程。FoxO1是PI3K/AKT信號通路的直接下游分子,PI3K/AKT信號通路激活可使其發生磷酸化,FoxO1從細胞核轉移至細胞質,其轉錄活性降低,從而抑制其調控的下游基因表達,抑制PI3K/AKT和MAPK/ERK信號通路使Fox-O1轉錄因子活性增強,促進細胞凋亡[40]。Alikhani M[41]等認為,高糖刺激下FoxO1轉錄因子的活化可能通過絲裂原活化蛋白(MAP)激酶途徑激活。絲裂原活化蛋白激酶家族(mitogen-activated protein kinases,MAPKs)是一系列絲氨酸/蘇氨酸激酶,可磷酸化其他細胞質蛋白,并從胞漿轉移至胞核而調節轉錄因子活性,目前已發現4個MAPK亞族,其中p38(SAPK2,PK,CSBP或Mxi2)和JNK(c-Jun氨基末端激酶)在大多數細胞中產生促凋亡信號,而即細胞外信號調節蛋白激酶(extracellular-signal regulated protein kinase,ERK)產生典型的抗凋亡信號[42-43]。Mani A等[44]通過體外實驗表明,腫瘤壞死因子-α(TNF-α)或CML(羥甲基賴氨酸,一種糖基化終末產物)刺激下的視網膜周細胞中的FoxO1DNA結合活性明顯增強,周細胞活性顯著降低,并且siRNA干擾技術抑制FoxO1表達可明顯抑制周細胞凋亡,提示FoxO1在視網膜周細胞凋亡中發揮重要作用。
視網膜毛細血管壁由內皮細胞和周細胞兩種細胞組成,周細胞緊靠內皮細胞,由共同的基底膜包繞。周細胞和內皮細胞在結構和功能上都聯系緊密,它們之間通過物理接觸及旁分泌信號進行通訊,共同調節血管形成、病理性血管新生、血管滲漏、腫瘤形成等病理生理過程。毛細血管形成早期,周細胞的募集可促使新生毛細血管的發生和發展;血管形成后期,周細胞則抑制內皮細胞增生,促進內皮細胞分化,從而促進血管成熟,早期周細胞的丟失可能是啟動內皮細胞增殖及觸發新生血管生成的“調控開關”[45]。研究表明,在糖尿病視網膜病變早期病理改變即出現周細胞丟失,繼而出現內皮細胞增殖、基底膜增厚、血-視網膜屏障破壞等病理變化,最終發展為增殖型糖尿病性視網膜病變。因此,作為糖尿病視網膜病變發生發展的早期事件,周細胞凋亡相關研究成為熱點。綜上所述,持續高糖刺激下視網膜周細胞凋亡與氧化應激、多元醇通路激活、促凋亡相關因子激活等多因素相關,但是目前的大多數研究仍局限于體外實驗,且細胞凋亡相關的信號途徑及調控因子等在諸如病理性新生血管形成、腫瘤發生等過程中存在交互作用,因此,視網膜毛細血管周細胞凋亡與糖尿病視網膜病變的發生發展的確切機制仍有待進一步研究闡明,不斷總結既往研究有助于為新的研究進展提供新的思路,最終闡明糖尿病視網膜病變的發病機制。
1.Wenying Y,Juming L,Jianping W,et al.Prevalence of diabetes among men and women in China[J].New England Journal of Medicine,2010,362(12):1 090-1 101.
2.Laatikainen L,Ojamo M,Rudanko S L,et al.Improving visual prognosis of the diabetic patients during the past 30years based on the data of theFinnish Register of Visual Impairment[J].Acta Ophthalmologica,2016.93(3):226-231.
3.Cai X,Mcginnis J F.Diabetic Retinopathy:Animal Models,Therapies,and Perspectives[J].Journal of Diabetes Research,2016,2016(10):1-9.
4.Hans-Peter H,Yuxi F,Frederick P,et al.Diabetic retinopathy:targeting vasoregression[J].Diabetes,2011,60(1):9-16.
5.Chen Z,Xu X H,Hu J.Role of pericytes in angiogenesis: focus on cancer angiogenesis and anti-angiogenic therapy[J]. Neoplasma,2016.63(2):173-182.
6.Orlova V V,Drabsch Y,Freund C,et al.Functionality of endothelial cells and pericytes from human pluripotent stem cells demonstrated in cultured vascular plexus and zebrafish xenografts[J].Arteriosclerosis Thrombosis&Vascular Biology,2014,34(1):177-186.
7.Barber A J,Gardner TW,Abcouwer SF.The significance of vascular and neural apoptosis to the pathology of diabetic retinopathy[J].Investigative Ophthalmology&Visual Science,2011,52(2):1 156-1 163.
8.Lomonosova E,Chinnadurai G.BH3-only proteins in apoptosis and beyond:an overview[J].Oncogene,2008, 27(Suppl 1):S2-S19.
9.Shin ES,Huang Q,Gurel Z,et al.STAT1-mediated Bim expression promotes the apoptosis of retinal pericytes under high glucose conditions[J].Cell Death&Disease,2014,5(1):986-986.
10.Jenny,Barthson,Carla M,Germano,Fabrice,Moore,ect. Cytokines tumor necrosis factor-α and interferon-γ induce pancreatic β-cell apoptosis through STAT1-mediated Bim protein activation[J].Journal of Biological Chemistry,2011,286(45):39 632-39 643.
11.Moore F,Santin I,Nogueira TC.et al.The transcription factor C/EBP delta has anti-apoptotic and anti-inflammatory roles in pancreatic beta cells[J].PLoS One,2012,7:(2):268-270.
12.Barthson J,Germano CM,Moore F,et al.Cytokines tumor necrosis factor-alpha and interferon-gamma induce pancreatic beta-cell apoptosis through STAT1-mediated Bim protein activation[J].J Biol Chem,2011,286:39 632-39 643.
13.Katarzyna B?aszczyk,Olejnik A,Chmielewski S,et al.25: STAT2 and IRF9-dependent IFN-I signaling restores ISRE-mediated transcription and anti-viral activity independent of STAT1[J].Cytokine,2013,63(3):248-249.
14.Overmeire E V,Laoui D,Keirsse J,et al.STAT of the union:Dynamics of distinct tumor-associated macrophage subsets governed by STAT1[J].European Journal of Immunology,2014,44(8):2 238-2 242.
15.Dong G,Ming Y,Fan H,et al.STS-1 promotes IFN-α induced autophagy by activating the JAK1-STAT1 signaling pathway in B cells[J].European Journal of Immunology,2015,45(8):2 377-2 388.
16.Shashi Sharma MD,Saxena S,Khushboo Srivastav MD,et al.Nitric oxide and oxidative stress is associated with severity of diabetic retinopathy and retinal structural alterations[J].Clinical&Experimental Ophthalmology,2015, 43(5):429-436.
17.Kowluru RA,Mishra M.Oxidative stress,mitochondrial damage and diabetic retinopathy[J].Biochimica Et Biophysica Acta,2015,1852(11):2 474-2 483.
18.Huanqi S,Zhen Z,Xiaodan W,et al.Inhibition of autophagy induces IL-1β release from ARPE-19 cells via ROS mediated NLRP3 inflammasome activation under high glucose stress[J].Biochemical&Biophysical Research Communications,2015,463(4):1 071-1 076.
19.Kovac S,Angelova PR,Holmstr?m KM,et al.Nrf2 regulates ROS production by mitochondria and NADPH oxidase[J].Biochimica et Biophysica Acta(BBA)-General Subjects,2015,1850(4):794-801.
20.Jiang Y,Sun Y,Yuan Y.Mechanism of Anti-glioblastoma Effect of Temzolomide Involved in ROS-Mediated SIRT1 Pathway[J].國際轉化醫學雜志(英文版),2014(1).
21.Brownlee M.The pathobiology of diabetic complications:a unifying mechanism[J].Diabetes,2005,54:1 615-1 625.
22.Giacco F,Brownlee M.Oxidative stress and diabetic complications[J].Circ Res,2010,107:1 058-1 070.
23.Cui Y Xu X,Bi H,Zhu Q,et al.Expression modification of uncoupling proteins and MnSOD in retinal endothelial cells and pericytes induced by high Nucose:the role of reactive oxygen species in diabetic retinopathy[J].Exp Eye Res,2006,83(4):807-816.
24.Mustapha NM,Tarr JM,Kohner EM,et al.NADPH Oxidase versus Mitochondria-Derived ROS in Glucose-Induced Apoptosis of Pericytes in Early Diabetic Retinopathy[J].Journal of Ophthalmology,2010,2010(1):85-92.
25.Amano S,Yamagishi S,Inagaki Y,et al.Pigment epithelium-derived factor inhibits oxidative stress-induced apoptosis and dysfunction of cultured retinal pericytes[J].Microvascular Research,2005,69(69):45-55.
26.Scherz-Shouval R,Elazar Z.Regulation of autophagy by ROS:physiology and pathology[J].Trends in Biochemical Sciences,2011,36(1):30-38.
27.Iman F,Heba AH,Narayana K.Resveratrol alleviates diabetes-induced testicular dysfunction by inhibiting oxidative stress and c-Jun N-terminal kinase signaling in rats[J]. Toxicology&Applied Pharmacology,2015,289(3):482-494.
28.Lorenzi M.The polyol pathway as a mechanism for diabetic retinopathy:attractive,elusive,and resilient[J].Experimental Diabetes Research,2006,2007(1):164-173.
29.Dagher Z,Park YV,Hoehn T,et al.Studies of rat and human retinas predict a role for the polyol pathway in human diabetic retinopathy[J].Diabetes,2004,53(9):2 404-2 411.
30.Akagi Y,Kador PF,Kuwabara T,et al.Aldose reductase localization in human retinal mural cells[J].Invest Ophthalmol Vis Sci.1983;24:1516-1519.
31.Akagi Y,Terubayashi H,Millen J,et al.Aldose reductase localization in dog retinal mural cells[J].Curr Eye Res, 1986,5:883-886.
32.Hohman TC,Nishimura C,Robison WG Jr.Aldose reductase and polyol in cultured pericytes of human retinal capillaries[J].Exp Eye Res,1989,48:55-60.
33.Naruse K,Nakamura J,Hamada Y,et al.Aldose reductase inhibition prevents glucose-induced apoptosis in cultured bovine retinal microvascular pericytes[J].Exp Eye Res,2000,71:309-315.
34.Miwa K,Nakamura J,Hamada Y,et al.The role of polyol pathway in glucose-induced apoptosis of cultured retinal pericytes[J].Diabetes Research&Clinical Practice, 2014,9(9):104 396-104 396.
35.Singh LP.Thioredoxin Interacting Protein(TXNIP)and Pathogenesis of Diabetic Retinopathy[J].Journal of Clinical &Experimental Ophthalmology,2013,4(1):30-42.
36.Devi TS,Ken-Ichi H,Tetsuya T,et al.Critical role of TXNIP in oxidative stress,DNA damage and retinal pericyte apoptosis under high glucose:implications for diabetic retinopathy[J].Experimental Cell Research,2013,319(7): 1 001-1 012.
37.Li Y,Yang J,Chen MH,et al.Ilexgenin A inhibits endoplasmic reticulum stress and ameliorates endothelial dysfunction via suppression of TXNIP/NLRP3 inflammasome activation in an AMPK dependent manner[J].Pharmacological Research,2015,99:101-115.
38.Tseng WA,Thein T,Kinnunen K,et al.NLRP3 inflammasome activation in retinal pigment epithelial cells by lysosomal destabilization:implications for agerelated macular degeneration[J].Invest Ophthalmol Vis Sci,2013,54: 110-120.
39.Kaestner KH,Knochel W,Martinez DE.Unified nomenclature for the winged helix/forkhead transcription factors [J].Genes&Development,2000,14(2):142-146.
40.Roy SK,Srivastava RK,Shankar S.Inhibition of PI3K/ AKT and MAPK/ERK pathways causes activation of FOXO transcription factor,leading to cell cycle arrest and apoptosis in pancreatic cancer[J].Journal of Molecular Signaling,2014,5(1):10.
41.Alikhani M,Maclellan CM,Raptis M,et al.Advanced glycation end products induce apoptosis in fibroblasts through activation of ROS,MAP kinases,and the FOXO1 transcription factor[J].Am J Physiol Cell Physiol,2007, 292:850-856.
42.Johnson GL,Lapadat R.Mitogen-activated protein kinase pathways mediated by ERK,JNK,and p38 protein kinases[J].Science,2002,298:1 911-1 912.
43.2 4.Kumar S,Boehm J,Lee JC.p38 MAP kinases:key signaling molecules as therapeutic targets for inflammatory diseases[J].Nat Rev Drug Discov,2003,2:717-726.
44.Mani A,Sayon R,Graves D T.FOXO1 plays an essential role in apoptosis of retinal pericytes[J].Molecular Vision, 2010,16:408-415.
45.Arboleda-Velasquez JF,Valdez CN,Marko CK,et al. From pathobiology to the targeting of pericytes for the treatment of diabetic retinopathy[J].Current Diabetes Reports,2015,15(2):573-573.
(2016-04-27收稿)
R774.1+3
A
10.3969/j.issn.1000-2669.2016.06.026
唐敏(1989-),女,碩士生。E-mail:470080275@qq.com