PERK介導的內質網應激參與血管緊張素Ⅱ誘導心肌肥大的機制*

呂振嶸， 王曉礽， 李玉珍， 王 琛， 劉秀華△

(1山東大學醫學院病理生理教研室, 山東 濟南 250012；2中國人民解放軍總醫院病理生理研究室,北京 100853)

1000-4718(2012)07-1153-07

2012-03-05

2012-04-10

國家自然科學基金資助項目(No. 81070130)

△通訊作者 Tel: 010-66939763; E-mail: xiuhualiu98@yahoo.com.cn

▲并列第1作者

·論著·

PERK介導的內質網應激參與血管緊張素Ⅱ誘導心肌肥大的機制*

呂振嶸1▲， 王曉礽2▲， 李玉珍2， 王 琛2， 劉秀華2△

(1山東大學醫學院病理生理教研室, 山東 濟南 250012；2中國人民解放軍總醫院病理生理研究室,北京 100853)

目的研究蛋白激酶R樣內質網激酶(PERK)介導的內質網應激(ERS)反應在血管緊張素Ⅱ(AngⅡ)誘導心肌細胞肥大中的作用。方法在AngⅡ誘導原代培養的乳大鼠心肌細胞肥大模型上，采用[3H]-亮氨酸摻入、心肌細胞表面積測定等評估心肌細胞肥大程度；以實時定量PCR、RT-PCR和Western blotting檢測ERS標志性分子葡萄糖調節蛋白78(GRP78)、鈣網蛋白(CRT)、蛋白激酶R樣內質網激酶(PERK)、真核細胞翻譯起始因子2α(eIF2α)和C/EBP同源蛋白(CHOP)mRNA和蛋白表達變化。結果與正常對照組比較，AngⅡ組CRT mRNA和蛋白表達分別高146.4%和125.3%(P<0.05)，GRP78 mRNA和蛋白的表達分別高84.0%和77.6% (P<0.05)，PERK mRNA和蛋白表達分別高165.4%和132.1%(P<0.05)，eIF2α mRNA和蛋白表達分別高110.9%和46.5%(P<0.05)，CHOP mRNA和蛋白表達分別高117.7%和63.3%(P<0.05)。結論PERK介導的內質網應激反應參與了AngⅡ誘導的心肌細胞肥大。

心肌肥大； 內質網應激； 蛋白激酶R樣內質網激酶

心肌肥大是由缺血、機械牽張、激素和細胞因子等因素引起的心肌細胞代償性反應，心肌肥大失代償可導致擴張性心肌病、心力衰竭和猝死，嚴重危及人類生命。內質網(endoplasmic reticulum, ER)是真核細胞中調控蛋白質折疊、Ca2+穩態和應激反應的重要細胞器，對維持心肌細胞鈣離子和蛋白質合成穩態具有重要作用[1]。缺血缺氧、葡萄糖/營養物質匱乏、ATP耗竭、大量自由基的產生及Ca2+穩態破壞等應激刺激均可引起內質網功能障礙，觸發內質網應激(ER stress, ERS)。蛋白激酶R樣內質網激酶(protein kinase R-like ER kinase，PERK)是ERS 3種感受蛋白之一[2]，通過磷酸化真核細胞起始因子2α抑制細胞蛋白質合成，并通過促進C/EBP同源蛋白(C/EBP homologous protein， CHOP)表達導致細胞凋亡，是介導ERS整合調控反應的重要細胞內信號途徑之一[3]。本課題組前期研究證明[4]，ERS誘導劑毒胡蘿卜素(thapsigargin，TG；抑制ER鈣泵繼而排空ER內Ca2+)和衣霉素(tunicamycin，TM;抑制ER內蛋白質N端糖基化)可以直接誘導心肌細胞肥大。?；撬?taurine，Tau)是體內含量最豐富的含硫自由氨基酸，可以抑制同型半胱氨酸等多種因素誘導的ERS，對心肌細胞具有保護作用[5-6]。血管緊張素Ⅱ(angiotensin Ⅱ，AngⅡ)誘導心肌肥大是目前最常用的實驗性心肌細胞肥大模型之一，其致心肌細胞肥大的機制尚未完全闡明。我們認為PERK介導的ERS可能是AngⅡ致心肌細胞肥大的機制。本工作在原代培養的乳大鼠心肌細胞AngⅡ誘導肥大模型上，研究ERS應激分子葡萄糖調節蛋白78 (glucose-regulated protein 78, GRP78)、鈣網蛋白 (calreticulin, CRT)以及PERK途徑相關分子表達的變化，證實PERK介導的ERS參與了AngⅡ誘導的心肌細胞肥大。

材 料 和 方 法

1動物與試劑

清潔級SD新生(出生24 h內)乳大鼠由軍事醫學科學院實驗動物中心提供；DMEM培養基購自Gibco；新生牛血清購自PAA；胰蛋白酶購自Amresco；蛋白酶抑制劑購自Sigma；TRNzol-A+總RNA提取試劑、 2×Taq PCR MasterMix、電泳級瓊脂糖，購自北京天根生化科技有限公司；cDNA第1鏈合成試劑盒，購自北京全式金生物技術有限公司；PCR引物由北京三博遠志生物技術公司合成；TaqMan Gene Expression Master Mix和TaqMan熒光探針購自Applied Biosystems；蛋白電泳分子量(7～175 kD)標記為Bio-Rad產品；兔抗人CRT、 GRP78多克隆抗體、兔抗人GAPDH單克隆抗體和小鼠抗人CHOP單克隆抗體，購自Santa Cruz；兔抗人PERK和eIF2α多克隆抗體，購自Cell Signal；辣根過氧化酶標記山羊抗兔和山羊抗小鼠IgG購自Santa Cruz。

2乳鼠心肌細胞培養

按本室報道的方法[7]培養乳鼠心細胞：出生24 h內乳大鼠常規消毒后無菌操作取心尖部組織，剪碎成1 mm×1 mm×1 mm大小，加入適量0.15%胰蛋白酶，37 ℃水浴下機械振蕩、反復消化，制備細胞懸液，差速貼壁法去除非心肌細胞，用含10%新生牛血清的DMEM培養液調整細胞濃度為3×109/L后接種于75 cm2培養瓶，置37 ℃、5% CO2孵箱進行原代培養。

在倒置相差顯微鏡下觀察正常培養的SD乳大鼠心肌細胞，多呈不規則的多角形，少數有三角形及梭形。生長狀態良好的心肌細胞在培養介質上貼壁較好，邊緣折光率較低。以細胞免疫熒光檢測生長于蓋玻片的乳大鼠心肌細胞中的特異性標記物α-actin，同時以Hoechst 33258襯染細胞核，計數α-actin陽性細胞占總體細胞的百分數即為心肌細胞純度(90%以上)，見圖1。

Figure 1. Morphological observation and identification of neonatal rat cardiomyocytes.A:under laser scanning confocal microcope;B:α-actin immunofluorescence assay and Hoechst 33258 staining.

圖1乳鼠心肌細胞的形態觀察和鑒定

3實驗分組

取原代培養的心肌細胞，實驗前24 h更換無血清DMEM培養基，隨機分為以下7組：(1)正常對照(control)組：細胞常規培養至實驗結束；(2)Ang Ⅱ組：培養液內加Ang Ⅱ(10-7mmol/L)，常規培養48 h結束實驗；(3)TG組：培養液內加入TG(50 mmol/L)，常規培養48 h結束實驗；(4)TM組：培養液內加入TM(10 μg/L)，常規培養72 h結束實驗；(5)Ang Ⅱ+Tau組：培養基中加入Tau(40 mmol/L)，余同(2)組；(6)TG+Tau組：培養基中加入Tau(40 mmol/L)，余同(3)組；(7)TM+Tau組：培養基中加入Tau(40 mmol/L)，余同(4)組。

4蛋白質合成速率檢測

采用[3H] -亮氨酸摻入技術測定心肌細胞蛋白質合成速率。實驗結束前24 h，加入3.7×107Bq/L[3H] -亮氨酸孵育24 h。實驗結束后用預冷4 ℃ PBS沖洗細胞2次，吸干廢液，每孔內加入250 μL 甲酸，室溫消化30 min后吹勻，全部移入液閃瓶。多功能液閃儀(Packard TRI-CARB 2100TR Liquid Scintillation Analyzer)檢測心肌細胞[3H]-亮氨酸放射性強度，以每分鐘校正計數(corrected counts per minute，ccpm)表示，單位為min-1。同時按照前述蛋白定量方法測定每組心肌細胞蛋白含量，以每毫克蛋白的ccpm反映各組蛋白質合成速率變化。

5心肌細胞表面積測定

細胞以1×104/cm2密度接種于24孔板內，以獲得單個生長培養細胞，按照實驗方法處理細胞后置于Olympus倒置顯微鏡下采集心肌細胞圖像，每組中至少采集50個細胞，采用Image-Pro Plus 軟件分析各組心肌細胞表面積。

6RT-PCR和實時定量PCR測定

采用TRNzol-A+提取總RNA，紫外分光光度計測定RNA含量，瓊脂糖電泳顯示清晰的18S和28S RNA熒光條帶。按cDNA第1鏈合成試劑盒操作步驟將RNA反轉錄成cDNA，進行PCR擴增。各目的基因上、下游引物(P1、P2)見表1。電泳圖像采用Image-Pro Plus 4.1圖像分析軟件分析平均吸光度值，以目的片段和GAPDH的平均吸光度比值反映目的基因的mRNA相對水平。以GAPDH為內參照，利用Taqman熒光探針和熒光定量PCR儀(ABI 7500 Fast Real-time PCR System)，采用2-ΔΔCt相對定量法精確定量各目的基因的表達。

表1 PCR反應中目的片段引物

7Westernblotting檢測

按本室報道方法[8]提取心肌細胞總蛋白，Bradford法蛋白定量后分裝，-80℃保存。取上述細胞蛋白提取液上清 (含蛋白80 μg) 進行聚丙烯酰胺凝膠電泳 (SDS-PAGE，10%分離膠)，將電泳分離后的蛋白質電轉移至硝酸纖維素膜上，用5%BSA封閉40 min后分別加入CRT、GRP78、PERK、eIF2α多克隆抗體(均為1∶500)、CHOP單克隆抗體 (1∶500) 4 ℃過夜孵育，用1×TBS-T洗膜后，以相應的Ⅱ抗孵育1 h，并以GAPDH (1∶500) 單克隆抗體重復上述實驗，作為上樣對照?？乖?抗體復合物用ECL法顯示，暗室X光膠片曝光，采用Image-Pro Plus 圖像軟件分析蛋白條帶的積分吸光度值 (integrated absorbance，IA=平均吸光度值×面積)，以靶蛋白IA值/GAPDHIA值的比值反映靶蛋白相對水平。

8統計學處理

結 果

1AngⅡ和ER應激誘導劑誘導心肌細胞顯著肥大

1.1心肌細胞ANP和BNP mRNA表達的變化 采用RT-PCR檢測心肌細胞肥大標志蛋白ANP和BNP mRNA表達改變如圖2。結果顯示10-7mmol/L AngⅡ、50 mmol/L TG分別作用48 h以及10 μg/L TM作用72 h后心肌細胞ANP和BNP mRNA表達均顯著升高。其中10-7mmol/L AngⅡ組ANP和BNP mRNA表達分別較對照組高147.0%和154.5%(P<0.05)，50 mmol/L TG組分別較對照組高210.1%和142.9%(P<0.05)，10 μg/L TM組分別較對照組高189.0%和284.8%(P<0.05)。內質網應激抑制劑牛磺酸明顯抑制AngⅡ和內質網應激誘導劑TG、TM誘導的心肌細胞ANP和BNP表達上調，其中AngⅡ+Tau組較AngⅡ組分別低57.5%和38.4%(P<0.05)，TG+Tau組較TG組分低57.1%和31.3%(P<0.05)，TM+Tau組較TM組分別低45.3%和68.3%(P<0.05)。

圖2AngⅡ、ERS誘導劑以及加入?；撬岷髮NP和BNPmRNA表達的影響

1.2心肌細胞蛋白質合成速率的變化 [3H]-亮氨酸摻入技術檢測心肌細胞蛋白質合成速率變化結果見圖3。與對照組比較，10-7mmol/L AngⅡ、50 mmol/L TG分別作用48 h以及10 μg/L TM作用72 h后心肌細胞蛋白質合成速率分別較對照組高134.8%、156.6%和136.1%(P<0.05)。內質網應激抑制劑牛磺酸明顯抑制AngⅡ和內質網應激誘導劑TG、TM誘導的心肌細胞蛋白質合成增加，其中AngⅡ+Tau組較AngⅡ組蛋白質合成速率低32.5%(P<0.05)，TG+Tau組較TG組蛋白質合成速率低33.4%(P<0.05)，TM+Tau組較TM組蛋白質合成速率低31.1%(P<0.05)。

圖3AngⅡ、ERS誘導劑以及加入?；撬岷髮Φ鞍踪|合成速率的影響

1.3心肌細胞表面積的變化 心肌細胞表面積測定結果見圖4。正常對照組細胞生長狀態良好，10-7mmol/L AngⅡ、50 mmol/L TG分別作用48 h以及10 μg/L TM作用72h后心肌細胞表面積分別較對照組高99.7%、78.2%和88.0%(P<0.05)。內質網應激抑制劑?；撬崦黠@抑制AngⅡ和內質網應激誘導劑TG、TM誘導的心肌細胞表面積增加，其中AngⅡ+Tau組較AngⅡ組表面積低33.0%(P<0.05)，TG+Tau組較TG組蛋白表面積低26.5%(P<0.05)，TM+Tau組較TM組表面積低38.2%(P<0.05)。

2AngⅡ對心肌細胞ERS反應的影響

2.1CRT、GRP78和CHOP表達 采用實時定量PCR和Western blotting檢測內質網應激分子CRT、GRP78和CHOP mRNA和蛋白表達結果見圖5。與對照組比較，10-7mmol/L AngⅡ、50 mmol/L TG分別作用48 h以及10 μg/L TM作用72 h后CRT mRNA表達分別高146.4%、290.5%和184.5%(P<0.05)，蛋白表達分別高125.3%、158.6%和105.1%(P<0.05)。上述3組的GRP78 mRNA表達分別高84.0%、70.8%和98.2%(P<0.05)，蛋白表達分別高77.6%、48.1%和74.2%(P<0.05)。上述3組的CHOP mRNA表達分別高117.7%、142.2%和210.4%(P<0.05)，蛋白表達分別高63.3%、117.2%和122.5%(P<0.05)。內質網應激抑制劑牛磺酸明顯抑制AngⅡ和內質網應激誘導劑TG、TM誘導的心肌細胞內質網應激反應，與AngⅡ組比較， AngⅡ+Tau組CRT、GRP78和CHOP mRNA表達分別低57.6%、60.6%和62.7%(P<0.05)，蛋白表達分別低43.1%、33.3%和37.4%(P<0.05)。TG+Tau組CRT、GRP78和CHOP mRNA表達分別較TG組低57.1%、75.9%和61.2%(P<0.05)，蛋白表達分別低54.3%、30.4%和38.2%(P<0.05)。TM+Tau組CRT、GRP78和CHOP mRNA表達分別較TM組低54.5%、70.4%和74.8%(P<0.05)，蛋白表達分別低30.2%、38.0%和41.0%(P<0.05)。

圖4AngⅡ、ERS誘導劑以及加入牛磺酸后對心肌細胞表面積的影響

2.2PERK和eIF2α表達 采用RT-PCR和Western blotting檢測PERK和eIF2α mRNA和蛋白質表達結果見圖6。與對照組比較，10-7mmol/L AngⅡ、50 mmol/L TG分別作用48 h以及10 μg/L TM作用72 h后PERK mRNA表達分別高165.4%、131.9%、209.2%(P<0.05)，蛋白表達分別高132.1%、117.3%、205.1%，P<0.05。上述3組的eIF2α mRNA表達分別較對照組高110.9%、169.6%、112.0%，P<0.05，蛋白表達分別高46.5%、82.8%、73.2%，P<0.05。內質網應激抑制劑?；撬崦黠@抑制AngⅡ和內質網應激誘導劑TG、TM誘導的心肌細胞PERK和eIF2α表達上調，與AngⅡ組比較，AngⅡ+Tau組PERK和eIF2α mRNA表達分別低31.7%和56.2%(P<0.05)，蛋白表達分別低43.5%和17.8%(P<0.05)。與TG組比較，TG+Tau組PERK和eIF2α mRNA表達分別低40.0%和61.0%(P<0.05)，蛋白表達分別低35.9%和45.1%(P<0.05)。與TM組比較，TM+Tau組PERK和eIF2α mRNA表達分別低38.8%和56.6%(P<0.05)，蛋白表達分別低44.9%和24.9%(P<0.05)。

圖5AngⅡ、ERS誘導劑以及加入?；撬岷髮RT、GPR78和CHOP表達的影響

圖6AngⅡ、ERS誘導劑以及加入?；撬岷髮ERK和eIF2α表達的影響

討 論

心肌肥大的主要表現為細胞體積增大、重量及蛋白質合成速率增加以及間質細胞增生[9]，并出現ANP和BNP表達的動態變化，其中ANP被認為是心肌肥大的標志分子[10]，而BNP可以預測心力衰竭發生，被認為是心力衰竭的標志分子[11]。本工作在培養的乳大鼠心肌細胞AngⅡ誘導心肌肥大模型上，證實AngⅡ(10-7mmol/L作用48 h)使心肌細胞表面積、蛋白質合成速率及ANP和BNP表達均上調，表明AngⅡ明顯誘導心肌細胞肥大，與文獻報道一致[12]。

AngⅡ致心肌肥大的機制尚未完全闡明，近年來內質網應激在心肌肥大發病機制中的作用開始受到重視[13]。課題組前期研究結果顯示，ERS誘導劑TG和TM呈時間和劑量依賴性誘導心肌細胞發生ERS和心肌細胞肥大，證實ERS是誘導心肌細胞肥大的重要因素[4]。ERS是一種在進化上高度保守的細胞反應機制。適度的ERS有利于增強ER處理未折疊蛋白或錯誤折疊蛋白的能力，促進鈣穩態的恢復：持續而嚴重的ERS可明顯上調GPR78和CRT表達，誘導激活PERK介導的ERS相關凋亡途徑[14-16]。本研究發現，以10-7mmol/L AngⅡ處理心肌細胞48 h，GRP78和CRT的mRNA和蛋白表達明顯升高，與50 mmol/L TG和10 μg/L TM分別作用48 h和72 h后GRP78和CRT的變化相似，與文獻報道相一致[17]。提示AngⅡ誘導心肌細胞肥大過程中發生嚴重ERS。內質網應激抑制劑?；撬崦黠@抑制AngⅡ誘導的心肌細胞內質網應激反應，表現為GRP78和CRT mRNA和蛋白表達顯著降低，與文獻報道相一致[18]，并消除AngⅡ誘導心肌細胞肥大。內質網應激抑制劑牛磺酸還抑制TG和TM誘導的心肌肥大，表現為ANP和BNP表達、心肌細胞表面積減少以及蛋白質合成速率降低，上述結果提示ERS參與了AngⅡ誘導的心肌細胞肥大。

PERK是介導內質網應激反應的重要感受分子，正常狀態下與GRP78結合成無活性的復合物； ERS時GRP78與未折疊蛋白或錯誤折疊蛋白結合后，解離出PERK，使其寡聚化并激活，進而磷酸化eIF2α，下調mRNA和蛋白的轉錄翻譯水平，減輕ER蛋白負荷[19]。持續激活PERK/eIF2α信號通路將上調CHOP的轉錄翻譯水平，最終引起細胞凋亡[20-21]。本研究發現，以10-7mmol/L AngⅡ處理心肌細胞48 h，PERK、eIF2α和CHOP的mRNA和蛋白表達明顯升高，與50 mmol/L TG和10 μg/L TM分別作用48 h和72 h后PERK、eIF2α和CHOP的變化相一致，提示ERS中的PERK/eIF2α信號途徑參與了AngⅡ誘導心肌細胞的肥大過程，同時持續的ERS可能啟動了CHOP介導的細胞凋亡途徑[22]。培養液中加入?；撬岷?，發現各組中的PERK、eIF2α和CHOP mRNA和蛋白表達顯著降低，提示?；撬峥赡芡ㄟ^調控PERK/eIF2α信號途徑的上游靶點抑制PERK激活，從而減輕ERS。上述結果表明PERK介導的ERS參與了AngⅡ誘導的心肌細胞肥大。

[1] Pahl HL. Signal transduction from the endoplasmic reticulum to the cell nucleus[J]. Physiol Rev, 1999,79(3):683-701.

[2] DeGracia DJ, Montie HL. Cerbral ischemia and the unfolded protein response[J]. J Neurochem, 2004,91(1):1-8.

[3] 李載權，周愛儒，唐朝樞. 內質網應激反應分子機理研究進展[J]. 中國生物化學與分子生物學報, 2005,20(3):283-288.

[4] Zhang ZY, Liu XH, Hu WC, et al. The calcineurin-myocyte enhancer factor 2c pathway mediates cardiac hypertrophy induced by endoplasmic reticulum stress in neonatal rat cardiomyocytes[J]. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2010,298(5):H1499-H1509.

[5] Guz G, Oz E, Lorttar N, et al. The effect of taurine on renal ischemia-reperfusion injury[J]. Amino Acids, 2007,32(3):405-411.

[6] Nonaka H, Tsujino T, Watari Y, et al. Taurine prevents the decrease in expression and secretion of extracellular superoxide dismutase induced by homocysteine: amelioration of homocysteine-induced endoplasmic reticulum stress by taurine[J]. Circulation, 2001,104(10):1165-1170.

[7] Liu XH, Wu XD, Cai LR, et al. Hypoxic preconditioning of cardiomyocytes and cardioprotection: phosphorylation of HIF-1α induced by p42/p44 mitogen-activated protein kinases is involved [J]. Pathophysiology, 2003, 9(4): 201-205.

[8] Liu XH, Wu XD, Han Y, et a1. Signal pathway of cardioprotection induced by monophosphoryl lipid A in rabbit myocardium [J]. Pathophysiology,2002,8(3): 193-196.

[9] Krauser DG, Devereux RB. Ventricular hypertrophy and hypertension: prognostic elements and implications for management[J]. Herz,2006,31(4): 305-316.

[10]Melo LG, Pang SC, Ackermann U. Atrial natriuretic peptide: regulator of chronic arterial blood pressure[J].News Physiol Sci,2000,15:143-149.

[11]Tang WH, Francis GS, Morrow DA, et al. National Academy of Clinical Biochemistry Laboratory Medicine practice guidelines: clinical utilization of cardiac biomarker testing in heart failure[J]. Circulation,2007,116(5):e99-e109.

[12]徐菲菲，劉秀華，王彥珍. 肌原纖維調節因子-1在心肌肥大中的作用研究[J]. 中國病理生理雜志,2006,22(3):443-447.

[13]徐占穩，張蘇河. 血管緊張素與心肌肥大的相關性研究進展[J]. 實用醫學雜志,2008,24(11):2010-2011.

[14]Kaufman RJ. Stress signaling from the lumen of the endoplasmic reticolum: coordination of gene transcriptional and translational controls [J]. Gene Dev, 1999,13(10): 1211-1233.

[15]Liu XH. Progress in endogenous cardioprotection induced by ischemia postconditioning[J]. Acta Physiol Sin, 2008,59(5):628-634.

[16]劉秀華. 心力衰竭的內質網應激機制[J]. 中國病理生理雜志， 2010,26(10):1964.

[17]Okada K, Minamino T, Minamino Y, et al. Prolonged endoplasmic reticulum stress in hypertrophic and failing heart after aortic constriction:possible contribution of endoplasmic reticulum stress to cardiac myocyte apoptosis[J]. Circulation,2004,110(6):705-712.

[18]Song H, Kim H, Park T, et al. Characterization of myogenic differentiation under endoplasmic reticulum stress and taurine treatment[J]. Adv Exp Med Biol,2009,643:253-261.

[19]Liu CY, Schroder M, Kaufman RJ. Ligand-independent dimmerization activates the stress-response kinase IRE1 and PERK in the lumen of the endoplasmic reticulum[J]. J Biol Chem, 2000,275(32):24881-24885.

[20]Lin JH, Li H, Zhang Y, et al. Divergent effects of PERK and IRE1 signaling on cell viability[J]. PLoS One, 2009,4(1):e4170.

[21]Breckenridge DG, Germain M, Mathai JP, et al. Regulation of apoptosis by endoplasmic reticulum pathways [J]. Oncogene, 2003,22(53): 8608-8618.

[22]Brostrom MA,Mourad F,Brostrom CO,et al. Regulated expression of GRP78 during vasopressin-induced hypertrophy of heart-derived myocytes[J].J Cell Biochem,2001,83(2):204-217.

PERK-mediatedendoplasmicreticulumstressisinvolvedinangiotensinII-inducedmyocardialhypertrophy

Lü Zhen-rong1, WANG Xiao-reng2, LI Yu-zhen2, WANG Chen2, LIU Xiu-hua2

(1DepartmentofPathophysiology,MedicalSchoolofShandongUniversity,Jinan250012,China;2DepartmentofPathophysiology,ChinesePLAGeneralHospital,Beijing100853,China.E-mail:xiuhualiu98@yahoo.com.cn)

AIM: To investigate the role of protein kinase R-like endoplasmic reticulum kinase (PERK)-mediated endoplasmic reticulum stress (ERS) in angiotensin II (AngⅡ) -induced myocardial hypertrophy.METHODSIn the hypertrophy model of AngⅡ-induced cardiomyocytes isolated from neonatal Sprague-Dawley rats, the methods of morphological observation, [3H]-leucine incorporation and surface area measurement were employed to assess the cardiomyocyte hypertrophy. Real-time PCR, RT-PCR and Western blotting were used to detected the expression of glucose-regulated protein 78 (GRP78), calreticulin (CRT), PERK, eukaryotic initiation factor 2α (eIF2α) and C/EBP homologous protein (CHOP) at mRNA and protein levels.RESULTSCompared with control group, Ang II-treated cardiomyocytes showed that the mRNA and protein expression of CRT increased by 146.4% and 125.3%, respectively (P<0.05). The mRNA and protein expression of GRP78 increased by 84.0% and 77.6%, respectively (P<0.05). The mRNA and protein expression of PERK increased by 165.4% and 132.1%, respectively (P<0.05).The mRNA and protein expression of eIF2α was increased by 110.9% and 46.5%, respectively (P<0.05). The mRNA and protein expression of CHOP also increased by 117.7% and 63.3%, respectively (P<0.05).CONCLUSIONPERK-mediated ERS response is involved in AngⅡ-induced cardiomyocyte hypertrophy.

Cardiac hypertrophy; Endoplasmic reticulum stress; Protein kinase R-like endoplasmic reticulum kinase

R363.1

A

10.3969/j.issn.1000-4718.2012.07.001