豬細小病毒病診斷技術研究進展

劉 建，湯德元*，羅險峰，李春燕，甘振磊，王 鳳，郝 飛

(1.貴州大學動物科學學院，貴州 貴陽 550025；2.貴州省動物疫病預防控制中心，貴州 貴陽 550008)

豬細小病毒病是由豬細小病毒(porcine parvovirus，PPV)引起的母豬繁殖障礙疾病之一，該病的主要特征為感染母豬，特別是感染初產母豬后導致流產、產死胎、畸形胎、木乃伊胎及帶病弱仔豬等，同時，PPV還與非化膿性心肌炎、皮炎、腸炎及病毒血癥等有關[1]。豬細小病毒是Mary和Mahnel于1966年在用豬腎原代細胞進行豬瘟病毒組織培養時發現的，隨后被鑒定為一種DNA病毒。Cartwight等[2]首次證實了其致病性。自20世紀60年代中期以來，歐洲、美洲、亞洲等很多國家分離到該病毒或檢測出其抗體。國內潘雪珠等（1982）在上海首次分離到該病毒，此后在全國不同省份均有分離到PPV的報道。由于妊娠母豬感染該病毒后臨床癥狀不明顯，而且該病毒對理化因素的抵抗力很強，造成該病在世界范圍內廣泛傳播和流行，給世界養豬業造成嚴重的經濟損失，因此受到了高度重視，國內外對該病毒的研究也逐漸深入。

當前，對PPV的快速檢測是有效控制和消滅該病的前提。豬細小病毒感染可依據臨床癥狀和流行病學做出初步診斷，—般認為，如果僅妊娠母豬發生流產、死胎、木乃伊胎、胎兒發育異常等狀況而母豬本身無明顯癥狀，同時有證據表明是傳染性疾病時，則應考慮到PPV感染的可能。但是本病與豬偽狂犬病、豬乙型腦炎和豬布魯氏菌病的臨診癥狀非常相似。因此，確診必須進行實驗室診斷。目前已建立了許多PPV檢測及診斷方法，現將研究結果綜述如下。

1 臨床診斷

母豬在不同的懷孕期感染PPV后的癥狀不同。在懷孕30～50 d之間感染時，主要是產木乃伊胎；懷孕50～60 d之間感染時，主要是出現死胎；懷孕70 d左右感染時，主要是出現流產癥狀；在懷孕70 d后，大多數胎兒由于對病毒感染產生免疫反應而存活，但體內常帶有抗體和病毒。對病死豬的解剖可見其主要病變是母豬有輕度子宮內膜炎，胎盤部分鈣化；大多數死胎、死仔或弱仔皮膚和皮下可見充血或水腫，胸腔、腹腔積有淡紅或淡黃色滲出液，肝、肺、腎有時腫大脆弱或萎縮發暗，個別死胎皮膚出血，弱仔生后10 h先在耳尖，后在頸、胸、腹部及四肢末端內側出現淤血、出血斑，半日內皮膚全部變紫而死亡。若僅僅依靠這些臨床表現很難與其他導致流產性疫病的感染，如豬偽狂犬病、豬乙型腦炎和豬布魯氏菌病等相區別。因此，確診必須進行實驗室診斷。

2 病原學診斷

從流產母豬的子宮分泌物或者流產胎兒的腎、肺、睪丸、腦、胎盤和腸系膜淋巴結等樣品中檢測出有PPV就可以做出陽性診斷。

2.1 病毒的分離鑒定

病毒的分離多采用接種細胞的方法。PPV只能在來源于豬的細胞(如豬腎原代細胞、豬睪丸細胞，次代豬腎、豬睪丸細胞及PK-15，CPK，IBRS-2，MVPK，ST等傳代細胞)和人的某些傳代細胞(如Hela，KB，Hep-2，Lul32等細胞)中培養增殖，其中以豬腎原代細胞較為常用。由于PPV復制需要細胞源DNA合成酶，最適宜在具有旺盛增殖能力并處于有絲分裂過程中的細胞內增殖，因此進行PPV培養時應與細胞同時接種或在細胞未形成單層之前接種，這是PPV分離成功與否的關鍵。

在進行PPV分離時通常采取流產胎兒的腎、肺、睪丸、腦、胎盤和腸系膜淋巴結等病料分離病毒，其中以腸系膜淋巴結和肝臟的病毒分離率最高。病料按參考文獻[3]剪碎處理后，用PBS制成1∶10的懸液，加入雙抗后研磨，反復凍融2次，然后超聲波裂解3 min，并經2 000 r/min離心后，取上清液與培養細胞同步接種或者接種于尚未長成單層的豬腎原代細胞。37 ℃培養，逐日觀察細胞病變（CPE）。接種了樣品的細胞于48～96 h后可明顯見到規律性的CPE：細胞漿出現彌散性顆粒，病變細胞變圓，聚集成簇，呈現拉網狀，96～120 h后，這種灶性細胞病變由疏散狀態發展為密布整個培養瓶；144 h以后，病變的細胞逐漸脫落、上浮。待細胞出現明顯病變后，收獲凍存。同時設不接種病料的細胞作為對照。如5～6 d后還未出現病變，再盲傳3代，若無病變則棄之。凡是出現CPE的樣品判為陽性，無CPE的為陰性。

2.2 電鏡檢查

—般來講，電鏡法可對病原的檢出做出準確診斷，通過電鏡可以觀察病毒的結構、形態特征及立體構型等特點。光學顯微鏡僅限于對病毒包涵體的檢查(病毒細胞培養物核內包涵體—般在接種后16～36 h出現)，但陽性檢出率不高。電鏡和免疫電鏡技術可觀察到感染細胞超微結構的改變，可準確定位細胞內的病毒粒子。A M Field等取流產的水腫胎兒組織作為標本進行電鏡觀察(新鮮標本用免疫電鏡觀察；福爾馬林固定標本直接用透射電鏡觀察)，結果顯示病毒顆粒存在于受感染細胞的核內及胞漿內，而且新鮮標本比福爾馬林固定標本敏感性高。

3 血清學診斷

3.1 血凝試驗(HA)

在96微孔板中進行，自左至右每孔中預先加入50μL生理鹽水（或者PBS溶液），然后取病毒原液或者收獲液（將出現病變的細胞培養物反復凍融3次，2 000 r/min離心10 min，除去細胞碎片，收獲病毒液）。自左至右按1∶2、1∶4、l∶2n作倍比稀釋，每孔加入50μL，最后—孔設為對照。然后每孔再加入50μL的0.5%豚鼠紅細胞(或者1%雞紅細胞)，在微型振蕩混合器上振蕩1 min混勻后，置37 ℃溫箱中作用15～30 min，判定結果，以50%的紅細胞能發生凝集判為終點，樣品出現凝集終點的最高稀釋度定為HA滴度。該方法操作簡便，且能進行快速、大量的診斷，但靈敏度低、特異性不強，因此只能作為輔助診斷方法。

3.2 血凝抑制試驗

血凝抑制試驗(HI)是基層獸醫檢測PPV較為常用的方法。取發病仔豬組織浸出液制備成血凝素，并稀釋成8個血凝單位。取患病初產母豬血清1 mL，注入試管中，后再向試管中加入8個凝集單位的血凝集1 mL，搖勻，然后再向試管中加入1%的雞血細胞，置37 ℃恒溫培養箱中30 min，觀察試管中有無凝集現象。以100%抑制凝集的血清最大稀釋度為該血清的滴度，即血清效價。凡是被PPV陽性血清抑制血凝者，該病毒即為PPV。利用HI檢測人工感染PPV的豬，發現感染后5 d即可以檢測到陽性抗體，12～14 d抗體滴度高達1 024～4 096，并能持續多年檢出抗體。待檢血清進行HI試驗時需要先進行滅活處理，然后再用紅細胞吸附，以除去血清中的非特異性血凝素，進—步用高嶺土吸附以除去或減少血清中非特異性抑制因子。李剛明等應用該方法對湖北省7個地區62個豬場的1 086份血清進行檢測，結果檢出PPV陽性血清726份，陽性率66.85%。除一個山區豬場未查出陽性豬外，其余61個豬場均不同程度地檢查出PPV陽性抗體，有個別豬場檢出的抗體陽性率甚至達到了100%。目前，該方法在國內外已廣泛應用。

3.3 血清中和試驗

血清中和試驗(SN)是最經典、傳統的血清學方法，用于檢測中和抗體。其原理是利用被檢血清的抗體中和PPV，然后根據培養細胞的病變情況來計算血清抗體的滴度。JooHS等[3]建立了SN的標準方法，即采用血清稀釋法，同時設已知陰、陽性血清對照。向經過滅活的不同稀釋度的血清管中加入等量的滴度為100 TCID50/0.1 mL的病毒懸液，混勻后放置2 h，取0.2 mL分別加入3～4支SK細胞系或豬腎繼代細胞的培養管中，在輕度震蕩下吸附1 h，然后補足維持液，靜止或旋轉培養5～10 d判定結果。雖然SN的特異性比HI高，但操作復雜，首先要進行病毒感染力的測定，而PPV在低劑量時并不引起細胞病變，因此限制了該方法的使用。

3.4 乳膠凝集試驗

何啟蓋[4]等將滅活的PPV經硫酸銨沉淀、透析濃縮后病毒液致敏乳膠建立了該方法，可用來檢測PPV抗體。乳膠凝集試驗(LAT)主要操作如下，將PPV接種IBRS-2細胞培養增殖，待出現細胞病變（CPE）后，反復凍融細胞，收集病毒液，然后用甲醛滅活，再用硫酸銨沉淀，透析濃縮。將濃縮的PPV進行方陣滴定，選擇致敏乳膠的最佳條件，制成細小病毒LAT抗原。將該抗原與PPV陽性血清反應，可觀察到凝集顆粒，而該抗原與生理鹽水、PBS、豬瘟、豬弓形體病、豬衣原體病、偽狂犬病、口蹄疫等陽性血清反應無任何現象，因此可用本法診斷PPV。楊均等用該方法對貴州省4個地區6個已經免疫PPV的規模化豬場進行PPV抗體水平檢測，結果顯示，PPV免疫抗體水平陽性率為77.9%。鄧位喜等運用該方法對遵義地區 7個縣(市)部分規模養殖場和散養戶隨機采取271份豬血清進行了血清學檢測，結果顯示該地區規模化養殖場和散養戶的細小病毒病抗體陽性檢出率分別是5.21%(11/211)和3.33%( 2/60)，且個別縣陽性率達27.59% (8/29) 。

由于該方法具有簡便、快速、經濟等特點，被稱為“傻瓜技術”，特別適合于臨床上的現場檢測。應用該方法檢測早期的PPV抗體非常有效，因為豬感染PPV后，IgM出現最早，而乳膠可以和 IgM發生很好的反應。

3.5 熒光抗體染色法

該方法可直接鏡檢組織冰凍切片。采取可疑病豬的扁桃體或者母豬產出的死胎、木乃伊胎，然后將各種組織做冰凍切片，用熒光抗體診斷液染色待檢PPV標本片，將染色標本片置濕盒中，放入37 ℃培養箱作用30 min。取出用PBS液(pH值7.2～7.6)沖洗和漂洗15 min(中間換液1次)，再用去離子水沖洗除鹽，放置標本片讓其自然干燥，然后滴加磷酸甘油，蓋上潔凈的蓋玻片，放于熒光顯微鏡下觀察。若發現細胞內有亮綠色熒光顆粒集結，而對照無現象，則可判定有PPV抗原。此外，該方法也可以快速準確的檢測出病毒抗原，還可以在病毒培養過程中，對接種病毒的單層細胞進行檢查。熒光抗體染色法較HI敏感度高，是—種特異性強、檢出率高且快速的診斷方法。

3.6 間接免疫熒光技術

早在1970年Cartwright等就用熒光顯微鏡來檢測細胞培養物中是否分離到了PPV。董齊等[5]建立了間接免疫熒光診斷技術以檢測豬細小病毒抗原。該方法是將豬細小病毒高免血清和豬胎兒組織中的PPV抗原形成特異性的反應，再加兔抗豬IgG熒光抗體，擴大抗原抗體反應的范圍來提高檢出率。應用該技術，對PPV人工感染豬和母豬流產、死胎的豬胎兒，采集其肝、肺、腎做冰凍切片進行PPV抗原的檢查，5 h內就可得出檢查結果。采用該技術檢測PPV、豬傳染性胃腸炎病毒（TGEV）、豬流行性腹瀉病毒（PEDV）和豬偽狂犬病毒（PRV），只有PPV出現特異性陽性熒光，而其他病毒未發現特異性熒光。因此該技術在臨床上應用具有特異、敏感、可靠、快速等特點。

3.7 酶聯免疫吸附試驗

Hohdalsu等建立了豬細小病毒酶聯免疫吸附試驗(ELISA)診斷技術。1997年姜永厚等[6]建立了ELISA雙抗夾心法，該方法能從胎豬臟器中檢測豬細小病毒抗原。劉俊輝[7]等采用差速離心、透析、聚乙二醇濃縮純化PPV制備抗原，建立了檢測PPV血清抗體的間接ELISA方法，通過對400多份樣品的分析，結果表明該方法特異性強，易于操作，適用于現場血清學檢測、診斷和大規模的流行病學調查。余波等運用ELISA方法對貴州省規模化養豬場和農村散養戶共764頭份豬血清樣本（其中已免疫PPV 588頭份，未免疫PPV 176頭份）進行了PPV抗體水平檢測。結果表明，未免疫豬群PPV的血清抗體陽性率為14.20%，而在免疫豬群PPV的血清抗體陽性率為71.94%。2007年李洪超等采用大腸桿菌表達的豬細小病毒非結構NS1蛋白為抗原，建立了PPV-NS1-ELISA，能夠很好地區分PPV野毒感染與滅活疫苗接種病毒，而且敏感性高、特異性強、簡單快速、檢測成本低，是目前細小病毒感染鑒別診斷的有效方法。實踐證明，ELISA檢測PPV抗體與HI檢測結果—致，且操作簡便，特異性較高，適用于大規模的樣品檢測。

3.8 銀加強膠體金技術

銀加強膠體金技術(SECGA)是近年來的—種新技術，SECGA是繼熒光素、同位素、酶標技術之后，又—重要的標記技術，它有其獨特的優點，近年來已在各種生物學研究中廣泛使用。在臨床使用的免疫印跡技術幾乎都使用其標記，同時在流式、電鏡、免疫、分子生物學以至生物芯片中都可能利用到。我國學者黃瑜[8]等報道了應用SECGA檢測PPV，是免疫金技術在PPV診斷上的首次應用，對純化PPV抗原的最小檢測量為0.312 5 ng/點，其敏感性分別是間接Dot-ELISA和HA試驗的8倍和1 000倍。SECGA和間接Dot-ELISA對77份樣本檢測的陽性率分別為83.1%和80.5%，陽性符合率為96.9% 。20份樣本SECGA的檢測結果與病毒分離和鑒定結果完全相符，表明SECGA不僅敏感性高而且特異性好，且SECGA無需特殊儀器設備，可用光鏡或肉眼觀察結果，更適于臨床應用，經濟、快速、簡便、無污染，適于大批量的抗原樣本的檢測。

3.9 對流免疫電泳

在0.075 mo1/L離子濃度、pH8.6的巴比妥—巴比妥納緩沖液加入1.2%的優質瓊脂糖，再加入0.01%硫柳汞，水浴充分溶化后傾注成厚1.5 mm的凝膠板，按照常規瓊擴法的操作方法進行打孔，孔徑為3 mm，孔間距為6 mm，然后封底、加樣。將加有樣品的瓊脂板放在電泳槽支架上，電泳1～2 h，取下瓊脂板觀察結果，陽性血清孔應與對應抗原之間出現清晰的沉淀線，陰性血清孔則無沉淀線。王川慶等利用該技術檢測PPV抗原和抗體。抗原和血清無需特殊處理，在pH8.6、離子濃度為0.1 mol/L、電流4 mA的條件下，1～2 h便可得出結果。雖然該方法簡單快速，但是與HA或HI相比，其敏感度偏低。

4 分子生物學診斷

應用核酸探針和PCR技術來診斷PPV極大地提高了診斷的敏感性和特異性，使得微量PPV的污染或感染的檢測成為了可能。

4.1 常規PCR

PCR方法是一種用于在體外酶促擴增特定DNA片段的方法。目前，該方法已廣泛用于豬細小病毒的檢測。Molitor等對應用PCR方法診斷PPV 進行了最先報道。根據NADL-8和NADL-2的堿基序列設計合成了一對含有20個堿基的特異性引物和寡核苷酸探針，此方法最少可以檢出100 fg的RFDNA，即1PFU的病毒感染量。李文剛等[9]對 PPV DNA結構蛋白VP1編碼區228 bp片段進行了擴增，還以另一對引物對VP2編碼區158 bp的DNA片段進行了擴增，并用Pvu Ⅱ和EcoR Ⅰ分析確定其特異性，最低可檢出 10 fg的DNA模板。戎偉等[10]對 PPV VP2基因內的 158 bp進行了擴增，經EcoRI酶切鑒定，證實了該擴增片段的特異性，最低檢出量為0.008病毒血凝單位。

4.2 巢式PCR

巢式PCR是利用2對PCR引物擴增目的片段的方法。它利用第1對引物擴增15～30個循環，再用第1次擴增的DNA片段內設定的第2對引物擴增15～30個循環。該方法比常規PCR方法更加特異，并且當樣品內病原微生物含量極低時，常規PCR不一定能檢測到，但是套式PCR可以克服該問題，進行更加微量的DNA檢測。王漢中等[11]在PPV基因組VP2基因上選擇了2對引物進行巢式PCR體外擴增，產物經凝膠電泳和生物素標記的探針鑒定證實具有特異性，同時其敏感性試驗結果表明巢式PCR能檢測到1 TCID50的病毒量，而一般PCR僅能檢測到100 TCID50的病毒量。這表明套式PCR的靈敏度至少是一般PCR的100倍。引物除選擇在PPV的結構基因區域外，R M Soares 等在NS-1的保守區選擇引物，用于檢測感染細胞系和臨床樣品，實驗結果表明其敏感性比HA高100倍。Belak等[12]為了評價PPV疫苗的免疫力，對3頭PPV疫苗免疫豬和3頭未免疫豬同時進行PPV強毒感染，所生產的胎兒用HA、IF、PCR和巢式PCR檢測。結果發現，免疫豬所產胎兒4種方法檢測均為陰性，而未免疫豬所產胎兒的陽性檢出率為：HA60.8%(14/23)，IF69.5%(16/23)，標 準 PCR60%(12/20)， 巢 式PCR82.6%(19/23)。此4種檢測方法的相關系數十分接近(r<0.83)。雖然巢式PCR靈敏度更高，特異性更強，但是此項技術需要昂貴的試劑及熟練的操作人員，極大地限制了其應用。

4.3 原位雜交

原位雜交（ISHH）屬于分子雜交的一種，其基本原理是在一定的溫度和離子濃度下，利用已知堿基序列并帶有標記物的核酸（如DNA、RNA、cDNA、寡聚核苷酸）作為探針，通過堿基互補規則與組織細胞內待測的核酸復性結合形成雜交體，并通過與探針上標記物相應的檢測系統，對組織細胞中待測核酸進行定位、定性和相對定量。此方法有很高的敏感性和特異性，可進一步從分子水平來探討細胞的功能表達及其調節機制，已成為當今分子生物學研究的重要手段。

4.4 核酸探針

核酸探針技術是一種分子水平的檢測技術，具有快速、敏感、特異性強等特點，特別適用于疾病的早期診斷和類癥鑒別診斷，是近20年來應用較多的一項診斷技術。Krell等率先將核酸探針技術用于PPV的診斷，結果最低可檢出0.1 pg的DNA。A C Forster 等建立了光生物素 N-(4-azido-2-nitrophenyl)-N-(N-d- biotinyl-3-aminopropyl)-N’-methyl-1，3-propanedi-amine標 記DNA和RNA的非放射性探針技術，并與放射性同位素32P標記以及其他非放射性標記方法進行比較，結果表明，利用生物素標記的探針進行雜交，具有快速、可靠、安全和價格低等特點，同時也避免了放射性同位素標記的許多缺點。侯喜林等[13]用地高辛對豬細小病毒標記后制備探針，運用該探針對多株PPV病毒及具有相同臨床癥狀的豬瘟病毒、日本乙型腦炎病毒、偽狂犬病病毒等進行檢測。結果表明，該探針與豬細小病毒DNA雜交呈陽性反應，而與其他病毒反應呈陰性，且探針的最低檢出限量為40 pg DNA。這表明該探針特異性強、敏感性高，適用于豬細小病毒的檢測。Oraveerakul等報道利用非放射性標記探針檢測培養細胞和胎兒組織中 PPV DNA，結果表明其敏感性比IFA高10～100倍。白紅光等克隆了 PPV YK株保守序列NS1基因，將其純化后，制備了NS1基因PCR產物探針，并用地高辛標記，結果表明，該探針對PPV檢測的敏感性可達到l pg/μL。核酸探針技術與HA、SN相比，其特異性和敏感性更高，但該方法的技術含量高，只能在專業實驗室應用，不適合大面積臨床診斷和現場應用。

4.5 實時熒光定量PCR

實時熒光定量PCR是—種在PCR反應體系中加入熒光基團，利用熒光信號的積累實時監測整個PCR進程，最后通過標準曲線對未知模板進行定量分析的方法。該技術與常規的PCR相比，不僅實現了對DNA模板的定量，而且具有靈敏性和特異性高，能實現多重反應、自動化程度高、無污染、實時和準確等特點。目前，已廣泛應用于分子生物學研究領域，特別是近幾年來在動物疫病病原體的定性和定量方面得到了廣泛應用。李明鳳等[14]利用PCR技術擴增出PPV VP2基因保守區194 bp片段，并克隆到pGEMT載體上，以l0倍梯度稀釋純化后的質粒作為標準模板，進行SYBR Green I熒光定量PCR擴增并制作標準曲線，建立了PPV的熒光定量PCR檢測方法。該方法檢測靈敏度可達1.0×102拷貝/μL，并且與PRRSV、PCV2、JEV、PRV、CSFV和豬流感病毒不發生交叉反應，具有良好的特異性和重復性。研究人員將SYBR Green I Real-Time PCR與常規PCR相比，發現其敏感性提高了100倍。

4.6 環介導的等溫擴增反應(LAMP)

LAMP由日本學者于2000年建立。它利用2～3對引物(包括1對外部引物、1對內部引物和1對環引物)和鏈置換DNA聚合酶，在等溫條件下，幾十分鐘就可擴增出靶序列。由于該方法用時短，對設備要求低，且比普通PCR的敏感性高，非常適合于基層和現場操作使用。目前已有學者將該技術運用到PPV的檢測中，根據PPV VP2基因設計4條引物，利用LAMP在62 ℃的恒溫條件下快速鑒別PPV，其敏感度可以達到5拷貝數，并且沒有非特異性擴增。利用該法對125份臨床樣品進行檢測，PPV檢出率為97.6%，比常規PCR靈敏度高。劉業兵等[15]利用LAMP Real Time Turbidimeter LA-320儀 對PPV LAMP過 程 進 行 了實時分析，篩選出可靠、最佳的反應體系，建立了快速、特異的檢測PPV的LAMP方法，其檢出限量為 0.23 TCID50，具有很高的敏感性。同時，他們在LAMP反應結束后，向反應體系中加入SYBR Green I，并將染色后肉眼觀察的結果與LAMP Real Time Turbidimeter LA-320儀的檢測結果進行對比，結果一致。該檢測方法具有操作簡單、設備要求低、快速、特異、靈敏等特點，適合用于臨床上快速檢測PPV。這就為PPV診斷的現場操作和快速診斷奠定了基礎。

4.7 多重PCR鑒別診斷豬流產性疫病

由于豬細小病毒常與豬瘟病毒、豬偽狂犬病病毒等呈混合感染。若采用常規的診斷方法如病毒的分離鑒定及血清學方法對這3種病進行診斷，費時費力。因此已經有研究學者建立了可以同時診斷多種疫病的多重PCR診斷方法。該方法是在同一PCR體系中，同時加入多對引物，實現了對多種目的基因同時擴增。該診斷方法具有快速、敏感、特異、省時省力等優點。余麗蕓等[16]建立了檢測CSFV、PPV、PRV的多重PCR診斷方法，該方法可以檢測 到14.5 ng/L的CSFV，27.1 ng/L的PPV及31.4 ng/L PRV的核酸模板，特異性很高。

綜上所述，用于PPV感染的診斷方法很多，各種方法具有不同的優缺點，相對而言，目前應用較多的是HA和HI試驗，這2種方法基本能滿足常規的病原檢測和血清流行病學調查等需要。要得到病原學的確診，則最好利用病毒分離鑒定方法，其他血清學診斷方法則根據不同的實驗室條件和情況選擇應用。而核酸探針和PCR等分子生物學診斷方法由于其靈敏度高、特異性好，在實驗室的應用越來越廣。隨著PPV的研究不斷深入，分子生物學技術的不斷發展，一定會有更加靈敏、更加準確、操作更加簡便的PPV診斷技術不斷地出現和應用。

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