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摘要: 本研究通過改性沸石介孔性能的方法制備新型吸附材料磁性介孔沸石,利用磁性分散固相萃取結合高效液相色譜法,建立了花生中黃曲霉毒素B1 (AFB1)的提取方法。通過場發射掃描電子顯微鏡、傅立葉變換紅外光譜、比表面積和磁性分析技術分析材料理化性質。結果顯示,磁性介孔沸石復合材料Fe3O4/zeolite-b雜質更少、孔洞更多、內徑更大且孔道結構更加明顯,并且孔徑大小集中、平均孔徑較大,具有超強磁性;將磁性介孔沸石材料作為吸附劑,通過優化萃取條件,結合高效液相色譜-熒光檢測器檢測花生樣品中的AFB1。結果表明,當磁性介孔沸石的添加量為25 mg,pH為7,樣品體積為1.0 mL,吸附時間為1 min,洗脫劑為乙腈,洗脫劑體積為3 mL,洗脫時間為3 min時,AFB1質量濃度為2.00~20.00 μg/L,目標物色譜峰面積與質量濃度有良好的線性關系,決定系數(R2)為0.976 8,方法檢測限0.05 μg/L,定量限0.16 μg/L。3種不同加標質量濃度(2.00 μg/L、10.00 μg/L、20.00 μg/L)下,AFB1加標回收率范圍為81.3%~92.6%,相對標準偏差為2.2%~3.4%。
關鍵詞: 磁性固相萃取;介孔沸石;黃曲霉毒素;花生
中圖分類號: TQ424
文獻標識碼: A
文章編號: 1000-4440(2024)11-2177-10
Rapid enrichment of magnetic mesoporous zeolite composites on aflatoxin B1 in peanut samples
HUANG Jing1, WANG Wenting1, ZHANG Chushu2, ZHOU Haixiang2, WANG Mian2, TANG Yueyi2, ZHU Lifei2, ZHANG Jiancheng2
(1.Liaoning Technical University, Fuxin 123000, China;2.Shandong Peanut Research Institute, Qingdao 266000, China)
Abstract: In this study, a new adsorption material magnetic mesoporous zeolite was prepared by modifying the mesoporous properties of zeolite. The extraction method of aflatoxin B1 (AFB1) from peanut was established by magnetic dispersion solid phase extraction combined with high performance liquid chromatography. The physical and chemical properties of the materials were analyzed by field emission scanning electron microscopy (FE-SEM), Fourier transform infrared spectroscopy (FT-IR), Brunauer-Emmett-Teller (BET) and hysteresis loop (VSM). The results showed that Fe3O4/zeolite-b composite materials had less impurities, more holes, larger inner diameter and more obvious pore structure, and the pore size was concentrated, the average pore size was larger, which had super magnetic properties. The magnetic mesoporous zeolite material was used as adsorbent to detect AFB1 in peanut samples by optimizing extraction conditions and combining with high performance liquid chromatography-fluorescence detector (FD). The results showed that the mass concentration of AFB1 was 2.00-20.00 μg/L when the addition amount of magnetic mesoporous zeolite was 25 mg, the pH was seven, the sample volume was 1.0 mL, the extraction time was 1 min, the elution agent was acetonitrile, the elution volume was 3 mL, the adsorption time was 3 min, and the chromatographic peak area of the target object had a good linear relationship with the mass concentration. The coefficient of determination (R2) was 0.976 8, the detection limit was 0.05 μg/L, and the quantitation limit was 0.16 μg/L. Under three different mass concentrations (2.00 μg/L, 10.00 μg/L, 20.00 μg/L), the recoveries of AFB1 were 81.3%-92.6%, and the relative standard deviations were 2.2%-3.4%.
Key words: magnetic solid phase extraction;mesoporous zeolite;aflatoxin;peanut
黃曲霉毒素(AFs)主要是由黃曲霉和寄生曲霉等曲霉菌產生的真菌毒素,是一類具有較強毒性和致癌性的雙呋喃環類毒素[1-3]。通常情況下,AFs會污染儲存中的飼料和糧食,對人和動物的健康以及食品安全構成威脅[4-5]。目前已發現約有 20 種不同種類的黃曲霉毒素,其中黃曲霉毒素B1(AFB1)分布最廣、含量最高、毒性最強[6]。至今超過75個國家立法規定了AFB1的限量標準,中國食品中AFB1的限量標準為0.5~20.0 μg/kg,嬰兒配方食品中為0.5 μg/kg,花生中為20.0 μg/kg。由于AFB1會對人類健康產生極大的危害,因此檢測花生、大米等食品中的黃曲霉毒素含量非常重要[6]。
花生因含有豐富的營養物質而極易受黃曲霉的侵染,造成黃曲霉毒素的污染,因此,快速靈敏地檢測花生及其制品中的AFB1對保障消費者健康、促進花生產業綠色健康發展至關重要。
許多分析技術可以測定食品樣品中的AFB1,如液相色譜-串聯質譜(LC-MS/MS)、高效液相色譜-熒光檢測(HPLC-FLD)、酶聯免疫吸附試驗(ELISA)[6-8]。HPLC-FLD法靈敏度高,選擇性好,分析結果可靠,是最常用的方法之一。
然而為了靈敏地檢測復雜食物基質中痕量的AFB1,在儀器分析前需要進行樣品預處理,即將AFB1從樣品基質中分離和富集。目前,已報道的分析AFB1樣品的前處理技術有分散液體微萃取(DLLME)、磁性固相分散萃取(MSPDE)、固相萃取(SPE)[6-7]等技術。磁性固相分散萃取技術是一種基于磁性吸附劑的萃取技術,其中磁性固體吸附劑均勻地分散在樣品溶液中,經萃取、固相分離、洗脫后,目標分析物在樣品溶液中被富集、分離,然后被送入儀器中進行分析。磁性固相分散萃取借助磁鐵從樣品溶液中磁性分離吸附劑,其操作簡單、萃取時間短、有機溶劑用量少,特別適用于大體積的樣品萃取,已經成為一種極具吸引力的樣品前處理技術,被廣泛應用于食品安全檢測領域[9]。其中磁性吸附劑是磁性固相萃取技術中的關鍵,直接影響萃取效率和萃取時間。
功能化多孔材料[如多孔碳、金屬有機框架(MOFs)、多孔聚合物、沸石等]因其較大的比表面積/孔徑和大量的吸附位點[10],具有良好的吸附性能。選擇合適的功能化多孔材料是固相萃取研究的重點[11]。在這些材料中,沸石(Zeolite)由于其相對較低的成本和較高的水熱穩定性、易再生優勢而成為一種很有吸引力的吸附劑,被廣泛用于水污染處理和食品中有機污染物處理[12];沸石是天然的礦物,也可以通過工業生產合成,價格非常便宜;沸石是晶態硅酸鋁的多孔材料,它們中的AlO4和SiO4按四面體的三維網絡結構排列,這些四面體通過氧原子連接在一起,形成有序的相互連接的籠子和隧道。天然沸石吸附容量不大,由于其表面帶負電荷及硅氧結構具有極強的親水性,但是其對陰離子和有機物的吸附性能較差;天然沸石的孔徑小,去除黃曲霉毒素的效果不理想。
通過使用酸或堿從沸石框架中去除鋁(脫鋁)或硅(脫硅)可進一步細化沸石的拓撲結構、孔隙度和組成,改變材料的多孔骨架和和改善材料的性能(如擴散) [13]。
本研究擬通過對一種市場上相對便宜的天然沸石進行改性,制備新型固相萃取吸附劑,然后用溶劑熱法對其進行磁改性,首次獲得磁性介孔沸石復合材料;以磁性介孔沸石為吸附劑萃取花生中的AFB1,優化磁性固相萃取條件,建立磁性固相萃取-高效液相色譜-熒光法,測定花生樣品中的AFB1[14-16]。本研究首次將磁性介孔沸石復合材料作為吸附劑應用于AFB1測定的樣品前處理,操作簡單、吸附效率高,且價格低廉,為食品中AFB1的富集和檢測開辟了新的途徑。
1 材料與方法
1.1 材料及試劑
沸石購自青島華泰潤滑密封科技有限責任公司,黃曲霉毒素B1標準品購自北京華安邁科生物科技有限公司,六水氯化鐵(FeCl3·6H2O)、七水硫酸亞鐵(FeSO4·7H2O)、氨水(NH4OH)、氫氧化鈉(NaOH)、丙酮(C3H6O)、三氯甲烷(CHCl3)、乙醇(CH3CH2OH)均為分析純;甲醇(CH3OH)和乙腈(CH3CN)均為色譜純。
1.2 試驗儀器
HR30-IIA2型生物安全柜(青島海爾特種電器有限公司產品)、MQL-61R型全溫振蕩搖床(美國精騏公司產品)、KQ-2200E型超聲波清洗機(青島海爾特種電器有限公司產品)。
1.3 介孔沸石的制備
將40 g天然沸石緩慢加入200 mL 2 mol/L的NaOH溶液中,將混合物在115 ℃下封口攪拌5 h,冷卻至室溫、離心(12 000 r/min, 10 min),用去離子水反復洗滌,洗掉多余的堿至中性,120 ℃下干燥12 h,得到介孔沸石材料,記作zeolite-b。同時以不加NaOH溶液的天然沸石進行相同操作,記作zeolite-a。
1.4 磁性沸石復合材料的合成
分別將1 g 不同沸石材料(zeolite-a和zeolite-b)在10 mL超純水中超聲分散10 min,制備沸石溶液;將3 g FeCl3·6H2O和2 g FeSO4·7H2O溶于100 mL超純水中,溫度為80 ℃,然后緩慢加入25% NH4OH溶液。當反應物顏色由黃色變為黑色(pH=11左右),形成磁性顆粒時,分別在混合物中加入上述2種沸石溶液,攪拌20 min后反應完成。用磁鐵進行固液分離,沉淀用超純去離子水洗滌,直到呈中性,在75 ℃下干燥3 h,制得磁性介孔沸石復合材料,分別記作Fe3O4/zeolite-a(未用NaOH溶液改性的)、Fe3O4/zeolite-b(用NaOH溶液改性的)。
1.5 樣品制備
取 4 g花生顆粒進行粉碎,在花生粉末中添加 80 ng黃曲霉毒素B1標準品,待樣品穩定后添加10 mL提取液(甲醇∶水=7∶3,體積比),在室溫下超聲20 min,將混合物于12 000 r/min離心10 min,吸取上清液用純凈水定容至50 mL,備用。
1.6 磁性固相萃取過程
將25 mg磁性介孔沸石復合材料加入到1 mL的花生提取液中,加入鹽酸調節pH為7,渦旋振蕩1 min,12 000 r/min離心10 min,倒出上清液,然后加入5 min乙腈溶液進行洗脫,渦旋振蕩5 min, 12 000 r/min離心10 min,吸取0.2 mL上清液,加0.8 mL蒸餾水,進行高效液相色譜(HPLC)測定,分析AFB1的含量。
1.7 黃曲霉毒素B1的測定
色譜柱型號為Venusil MPC18(直徑為5 μm,寬度×長度為4.6 mm×150.0 mm),柱溫為40 ℃,流動相為甲醇-水(45∶55,體積比),流速為1.3 mL/min。采用柱后光化學衍生法檢測黃曲霉毒素B1,該檢測方法的基本原理是在紫外線輻射下,熒光染料和有機化合物發生光化學反應,形成新的化合物;通過進樣和色譜技術,可將反應物從產品中分離出來,經過檢測器檢測后可以得到化合物的結構和含量信息。為了更好地檢測黃曲霉毒素B1,將光化學衍生器的直徑設置為254 nm;用熒光檢測器檢測,激發波長為360 nm,發射波長為450 nm,進樣量為20 μL。
1.8 免疫親和柱 (IAC)清理
將5 mL甲醇與水(體積比為7∶3)加入35 mL磷酸鹽緩沖溶液中,并將混合物以1 s 1滴的流速通過免疫親和柱。之后,用15 mL磷酸鹽緩沖鹽水洗滌柱,風干。將AFB1用1.5 mL乙腈洗脫到干凈的小瓶中。用1 mL 液相色譜級超純水進一步稀釋乙腈洗脫液,最后進樣50 μL,測定液相中AFB1的殘留量[1]。
2 結果與分析
2.1 Fe3O4/zeolite-a和Fe3O4/zeolite-b的表征
2.1.1 Fe3O4/zeolite-a和Fe3O4/zeolite-b的傅里葉紅外光譜表征 采用傅立葉紅外光譜(FTIR)表征Fe3O4/zeolite-a和Fe3O4/zeolite-b沸石的官能團。圖1為Fe3O4/zeolite-a和Fe3O4/zeolite-b的傅立葉紅外圖譜。由圖1可以看出,在3 427.37 cm-1處有明顯的特征峰,這是羥基的伸縮振動引起的,此處的峰形是大而寬的,這說明沸石表面存在大量羥基,在1 631.00 cm-1處的特征峰是由于羥基的彎曲振動引起的,同時3 427.37 cm-1處和1 631.00 cm-1處的特征峰屬于沸石結合水的特征峰,在1 033.66 cm-1處的特征峰是由于Fe3O4/zeolite-a內部不對稱的伸縮振動引起的,在828.76 cm-1處的特征峰是由于沸石四面體結構中的Si-O的彎曲振動引起的。Fe3O4/zeolite-a和Fe3O4/zeolite-b的光譜圖趨勢基本保持一致,說明其表面官能團并沒有發生實質性的變化,根據圖譜可以看出,NaOH溶液改性后的沸石吸收峰由3 427.37 cm-1處和1 631.00 cm-1處分別移至3 429.78 cm-1處和1 632.45 cm-1處,并且吸收峰峰值變弱,這是因為NaOH溶液改性后的磁性沸石內原本附著的水被破壞,在828.76 cm-1處的特征峰移至810.92 cm-1處,NaOH溶液改性后沸石的特征峰相比于改性前峰形由尖銳變得平滑且雜峰消失,這說明經過改性后去除了雜質。
2.1.2 Fe3O4/zeolite-a和Fe3O4/zeolite-b的掃描電鏡表征 由圖2可知,Fe3O4/zeolite-a表面粗糙,有許多小團聚體附著,沒有十分明顯的孔隙,雜質較多而且形狀不規則。經過NaOH改性后的Fe3O4/zeolite-b出現很多凹陷,具有更多的孔洞,樣品表面變得光滑,雜質被清除,表面的團聚體明顯減少,這可能是因為表面的團聚體最先受到NaOH溶液的溶解,隨著溫度和反應時間的增加,NaOH溶液逐漸溶解掉天然沸石的非骨架成分,其中的OH-逐漸進入孔道中,向沸石內部擴散,清除了沸石孔道結構中的雜質,使其內徑增大并加深,孔道結構更加明顯。
2.1.3 Fe3O4/zeolite-a和Fe3O4/zeolite-b的比表面積測試表征 Fe3O4/zeolite-a和Fe3O4/zeolite-b的比表面積、總孔體積和平均孔徑見表1。圖3是Fe3O4/zeolite-a和Fe3O4/zeolite-b的氮氣吸附解吸等溫曲線和孔徑分布圖。由氮氣吸附解吸等溫曲線(圖3a、圖3c)可以看出,Fe3O4/zeolite-b和Fe3O4/zeolite-a均屬于Ⅳ型等溫線,有明顯的H3型滯后環,在相對壓力達到0.43之后,出現毛細冷凝,氮氣吸附解吸曲線不重合,出現滯后環,說明Fe3O4/zeolite-b和Fe3O4/zeolite-a存在介孔結構。根據孔徑分布圖(圖3d)可以看出,Fe3O4/zeolite-b的孔隙分布均勻且孔徑大小集中,平均孔徑為9.783 1 nm;由表1可以看出,與Fe3O4/zeolite-a沸石相比,Fe3O4/zeolite-b的比表面積和總孔體積略有升高,但平均孔徑增加,由9.385 5 nm增加到9.783 1 nm,其原因是在改性過程中經過在115 ℃ NaOH溶液中磁力攪拌5.5 h后孔隙增加且增大,同時原有的雜質和附著的水被清除,從而使孔徑變大。
2.1.4 Fe3O4/zeolite-a和Fe3O4/zeolite-b 磁強計分析的表征 圖4顯示,Fe3O4/zeolite-a沸石和Fe3O4/zeolite-b沸石材料都具有超強磁性,Fe3O4/zeolite-a的飽和磁化強度為1.03 emu/g;Fe3O4/zeolite-b的飽和磁化強度為0.90 emu/g。結果表明,Fe3O4/zeolite-a和Fe3O4/zeolite-b均具有磁性。因此,吸附劑可以很容易地通過外加磁場從反應混合物中分離出來。
2.2 磁性固相萃取條件的優化
2.2.1 磁性介孔沸石復合材料用量對花生中黃曲霉毒素B1的吸附效果的影響 為了確定吸附劑的最佳用量,將進行改性的磁性介孔沸石復合材料(Fe3O4/zeolite-b)添加到1 mL花生樣品提取液中,磁性介孔沸石復合材料的用量分別為10 mg、25 mg、50 mg、75 mg、100 mg、125 mg,未進行pH的調節,渦旋振蕩1 min,12 000 r/min離心10 min,取上清液,測定不同用量吸附劑的吸附效果,同時以未進行改性的磁性沸石(Fe3O4/zeolite-a)作對照,結果見圖5。由圖5可以看出,進行改性的磁性介孔沸石復合材料(Fe3O4/zeolite-b)對AFB1的吸附率明顯高于未進行改性的磁性沸石(Fe3O4/zeolite-a),改性能提高磁性沸石對AFB1的吸附能力,其原因為改性增加了沸石的孔徑大小(表1),使AFB1更容易進入沸石孔徑,從而增加了沸石對AFB1的吸附位點。Fe3O4/zeolite-b對AFB1的吸附率隨著磁性介孔沸石復合材料用量的增加而升高,在25 mg處吸附率達到97.07%,之后隨著吸附劑用量增加,吸附率變化不大,故Fe3O4/zeolite-b的適宜用量為25 mg。
2.2.2 渦旋時間對吸附劑吸附黃曲霉毒素B1效果的影響 為了確定吸附試驗最佳的渦旋時間,將25 mg進行改性的磁性介孔沸石復合材料(Fe3O4/zeolite-b)添加到1 mL花生樣品提取液中,渦旋時間分別為0.5 min、1.0 min、2.0 min、3.0 min、5.0 min、7.0 min,未進行pH的調節,渦旋振蕩1 min,12 000 r/min離心10 min,取上清液,測定不同渦旋時間磁性介孔沸石的吸附效果,同時以未進行改性的磁性沸石(Fe3O4/zeolite-a)作對照,結果見圖6。由圖6可以看出,渦旋時間為0.5~7.0 min時,進行改性的磁性介孔沸石復合材料(Fe3O4/zeolite-b)對AFB1的吸附率都明顯高于未進行改性的磁性沸石(Fe3O4/zeolite-a)。Fe3O4/zeolite-b復合材料對AFB1的吸附率隨著渦旋時間的提高而提高,在1.0 min處吸附率達到99.25%,之后隨著渦旋時間的延長,吸附率變化不大,故適宜的渦旋時間為1.0 min,而未進行改性的磁性沸石(Fe3O4/zeolite-a)在3.0 min處吸附率達到最高值,且吸附率明顯低于改性磁性介孔沸石材料,說明改性能顯著提高磁性沸石的吸附性。
2.2.3 pH對吸附劑吸附黃曲霉毒素B1效果的影響 為了確定吸附試驗最佳pH,將25 mg進行改性的磁性介孔沸石復合材料(Fe3O4/zeolite-b)添加到1 mL花生樣品提取液中,加鹽酸調節pH為2、3、4、5、6、7、渦旋振蕩1 min,12 000 r/min離心10 min,取上清液,測定不同pH對吸附劑吸附黃曲霉毒素B1的效果,同時以未進行改性的磁性沸石(Fe3O4/zeolite-a)作對照,結果見圖7。由圖7可以看出,調節pH后的進行改性的磁性介孔沸石復合材料(Fe3O4/zeolite-b)對AFB1的吸附率明顯高于未進行改性的磁性沸石(Fe3O4/zeolite-a),改性能提高磁性沸石對AFB1的吸附能力,其原因為改性增加了沸石的孔徑大小和比表面積(表1),從而增加了對AFB1的吸附位點。Fe3O4/zeolite-b對AFB1的吸附能力隨著pH的增大而增大,在pH為7時,吸附率最大,達到97.27%,故吸附效果最佳pH值為7。
2.2.4 離子含量和樣品體積對吸附劑吸附黃曲霉毒素B1效果的影響 為了確定吸附試驗最佳離子濃度和樣品體積,將25 mg進行改性的磁性介孔沸石復合材料(Fe3O4/zeolite-b)添加到1 mL花生樣品提取液中,調節溶液pH為7,并用不同含量(0、2%、4%、6%、8%、10%)的NaOH溶液進行Na+離子濃度的調控,渦旋振蕩1 min,12 000 r/min離心10 min,取上清液,測定不同離子含量和樣品體積Fe3O4/zeolite-b的吸附效果,同時以未進行改性的磁性沸石(Fe3O4/zeolite-a)作對照,結果見圖8、圖9。由圖8、圖9可以看出,進行改性的磁性介孔沸石復合材料(Fe3O4/zeolite-b)對AFB1的吸附率明顯高于未進行改性的磁性沸石(Fe3O4/zeolite-a),改性能提高磁性沸石對AFB1的吸附能力。由圖8可以看出,隨著離子含量的增加,改性磁性介孔沸石(Fe3O4/zeolite-b)對AFB1的吸附率變化不大,而未進行改性的磁性沸石(Fe3O4/zeolite-a)對AFB1的吸附率隨離子含量的增加急劇下降,說明改性能夠減少材料受離子溶液的影響,提高其穩定性。由于離子含量對Fe3O4/zeolite-b吸附性能影響小,故選擇不添加離子溶液。
如圖9所示,隨著樣品體積的增加,Fe3O4/zeolite-b對AFB1的吸附效果呈現下降趨勢,樣品體積在1.0 mL時,萃取性能最高。為了減少分析物的消耗,后續所有試驗溶液樣品體積均使用1.0 mL。
2.2.5 脫附條件對吸附劑吸附黃曲霉毒素B1效果的影響 固相萃取過程中將吸附有AFB1的沸石中的AFB1脫附下來是整個試驗至關重要的一部分。選擇合適的脫附劑也是很關鍵的一步。合適的脫附劑既要能溶解黃曲霉毒素,又不能破壞吸附劑的性質。因此基于要求,選擇了甲醇、乙腈、丙酮、三氯甲烷和乙醇作為脫附劑。由圖10可以看出乙腈的脫附效果最佳;為了優化洗脫液的體積,在保持其他參數不變的條件下,采用體積為2 mL、3 mL、4 mL、5 mL、6 mL、7 mL的乙腈進行一系列的試驗。結果(圖11)表明,洗脫液體積為3 mL時,洗脫效果最好。為了進一步優化脫附性能,試驗又采用渦旋時間為1 min、2 min、3 min、4 min、5 min、6 min的3 mL乙腈溶液進行驗證,結果(圖12)表明,在渦旋時間3 min時,脫附效果最好。以上結果說明,渦旋時間3 min、乙腈溶液體積3 mL為最佳脫附條件。
2.3 方法驗證
配制梯度質量濃度(2.00 μg/L、10.00 μg/L、20.00 μg/L)的黃曲霉毒素B1,進行磁性固相萃取-HPLC-FID分析,以加標質量濃度為橫坐標(x),峰面積為縱坐標(Y),繪制標準曲線。如表2所示,AFB1質量濃度為2.00~20.00 μg/L,均有良好的線性關系[17-20]。AFB1的線性回歸方程決定系數(R2)=0.976 8,方法檢出限為0.05 μg/L,定量限為0.16 μg/L。為評估本方法的精密度,對添加一定質量濃度AFB1的花生樣品在1 d內連續測定6次,測定日內的相對標準偏差(RSDs)為3.4%。
2.4 實際樣品的測定
在花生試驗基地采摘了3種不同品種的花生,通過本試驗所建立的方法進行測定。圖13是空白和添加AFB1花生樣品的液相色譜圖。花生樣品中均未檢出AFB1,通過添加3種不同質量濃度(2.00 μg/L、10.00 μg/L和20.00 μg/L)的AFB1,進行加標回收試驗。結果(表3)顯示,AFB1加標回收率為81.3%~92.6%,RSDs(n=3)為2.2%~3.4%。
為了驗證所提出的方法的適用性,在3個空白花生樣品中添加了2.00~20.00 μg/L的AFB1標準物。考慮稀釋因子,所有加標樣品均在校準曲線范圍內。在優化條件下,采用磁性固相萃取法和標準免疫親和柱(IAC)方法提取樣品。對結果進行統計分析,調查2種方法獲得的數據在統計學上的差異顯著性。結果(表4)表明,磁性固相萃取方法與標準的IAC方法的測定結果無顯著差異。這表明花生基質不影響所建立的方法的效率。此外,為了進一步證實,從市場上收集了3個花生樣品,并采用2種方法提取。結果表明,其中1個花生樣品中,磁性固相萃取和IAC的AFB1質量濃度分別為0.49 μg/L和0.63 μg/L。結果之間的一致性良好,證明所開發的磁性固相萃取方法性能好。由圖13可以看出,加入磁性沸石復合材料的花生樣品發光強度在減弱,證明磁性沸石復合材料對AFB1有吸附作用。
3 討論
3.1 磁性沸石用于固相分散萃取
磁性固相分散萃取方法(MSPDE)不同于固相萃取方法(SPE),因為SPE將固相(沸石基分子篩)裝在筒、柱和板中,而MSPDE將固相直接應用于液體樣品,可以將含有目標分析物的液體樣品引入磁性固相分散萃取裝置中,目標分析物被固相吸附,然后使用合適的溶劑對分析物進行洗脫,這樣有幾個優點,例如:(1) 減少了目標分析物在轉移過程中的損失,從而獲得高回收率;(2) 減少了離子交換過程中基質的影響,以及溶劑的消耗[21]。值得注意的是,沸石作為MSPDE分子篩的研究很少。因此,需要在這一領域進行更多的研究[22-23]。盡管如此,最近有研究者使用催化劑從傳統藥用茶[24]中分離出馬兜風酸I(有毒化合物),并通過高效液相色譜(HPLC)進行定量,標準質量濃度為5~350 mg/L時,檢出限和定量限值分別為24.1 μg/L和90.1 μg/L,回收率為97.67%~106.98%,精密度 (相對標準偏差lt;6.3%)好,吸附量 (34.25 mg/g) 高。本研究首次建立了基于介孔沸石的磁性固相分散萃取花生中AFB1的方法,該方法檢出限是0.05 μg/L,能夠用于復雜基質如花生中AFB1的HPLC測定的前處理。
3.2 本研究提出的方法與其他方法的比較
將本研究所提出的高效液相色譜方法與文獻中其他方法進行比較,結果表明,本研究所建立的方法可以獲得更好的定量限和檢出限(表5)。此外,易于從樣品基質中分離富集的吸附劑是所提出方法的重要優點之一。說明,該方法可用于花生樣品的常規AFB1分析。
3.3 吸附機制
AFB1是含氧的芳香雜環化合物。由于亞胺、胺、兒茶酚和芳香基團等多官能團的存在,可以引起不同的相互作用(例如,范德華力、螯合、靜電、π-π堆積和氫鍵),在本研究中,制備的磁性介孔沸石材料吸附劑有望通過氫鍵、疏水和π-π鍵相互作用的組合有效吸附AFB1。
4 結論
本研究采用簡單高效的方法合成了一種新型吸附材料——磁性介孔沸石復合材料,傅立葉變換紅外光譜、場發射電子掃描顯微鏡、振動樣品磁力計和比表面積表征分析結果表明,磁性介孔沸石材料具有強磁性和較大的比表面積。本研究建立了一種磁性固相萃取與高效液相色譜相結合測定花生樣品中AFB1的方法。該方法具有較好的線性范圍和較低的檢出限,具有吸附劑的合成環保、AFB1的快速提取高效、吸附劑的磁性易于分離,并且不需要使用昂貴的設備等優點。綜上所述,本研究所提出的方法在花生樣品AFB1的分析中具有很大的應用潛力。
參考文獻:
[1] KARAMI-OSBOO R, MAHAM M, MIRI R, et al. Pre-concentration and extraction of aflatoxins from rice using air-assisted dispersive liquid-liquid microextraction[J]. Food Analytical Methods,2018,11:2816-2821.
[2] áGNES M, ZSUZSANNA F, KLARA H,et al. Overpressured layer chromatographic determination of aflatoxin B1, B2, G1 and G2 in red paprika[J]. Microchemical Journal,2007,85:140-144.
[3] KARAMI-OSBOO R, MIRABOLFATHY M, KAMRAN R, et al. Aflatoxin B1 in maize harvested over 3 years in Iran[J]. Food Control, 2012,23:271-274.
[4] HE J, ZHANG B, ZHANG H, et al. Monitoring of 49 pesticides and 17 mycotoxins in wine by QuEChERS and UHPLC-MS/MS analysis[J]. Journal of Food Science,2019,84:2688-2697.
[5] ESHAGHI Z H, SORAYAEI F, SAMAD, et al. Fabrication of a novel nanocomposite based on sol-gel process for hollow fiber-solid phase micro-extraction of aflatoxins: B1 and B2, in cereals combined with high performance liquid chromatography-diode array detection[J]. Journal of Chromatographic Science,2011,879:3034-3040.
[6] YUAN J, CHEN Z, GUO Z Q, et al. PbsB regulates morphogenesis, aflatoxin B1 biosynthesis, and patho-genicity of Aspergillus flavus[J]. Frontiers in Cellular and Infection Microbiology,2018,8:203-213.
[7] 黃 靜,劉霄悅,張建成,等. 不同碳素納米材料對黃曲霉毒素B1的吸附[J].江蘇農業學報,2022,38(2):539-548.
[8] DENG H L, SU X G, WANG H B. Simultaneous determination of aflatoxin B1, bi-sphenol A, and 4-nonylphenol in peanut oils by liquid-liquid extraction combinedwith solid-phase and ultra-high performance liquid chromatography-tandem mass spectrometry[J]. Food Analytical Methods,2018,11:1303-1311.
[9] JI C,FAN Y, ZHAO L H. Review wonbioligical degradation of my cotoxins[J]. Animal Nutrition,2016,2:127-133.
[10]PIROUZA A, KARJBANR A, BANKAR F, et al. Anovelad-sorbentmagnetic grapheneoxide modified withchitosan for the simultaneous reduction of mycotoxins[J]. Toxins,2018,10:361.
[11]BAILE P, VIDAL L, AGUIRRE M á, et al. A modified ZSM-5 zeolite/Fe2O3 com-posite as a sorbent for magnetic dispersive solid-phase microextraction of cadmium,mercury and lead from urine samples prior to inductively coupled plasma optical emission spectrometry[J]. Journal of Analytical Atomic Spectrometry,2018,33:856-866.
[12]FERNáNDEZ E, VIDAL L, CANALS A. Zeolite/iron oxide composite as sorbent for magnetic solid-phase extraction of benzene, toluene, ethylbenzene and xylenes from water samples prior to gas chromatography mass spectrometry[J]. Journal of Chromatography,2016,1458:18-24.
[13]BAILE P, VIDAL L, CANALS A. A modified zeolite/iron oxide composite as a sorbent for magnetic dispersive solid-phase extraction for the preconcentration of non-steroidal anti-inflammatory drugs in water and urine samples[J]. Journal of Chromatography,2019,1603:33-43.
[14]GUGUSHE A S, MPUPA A, NOMNGONGO P N. Ultrasound-assisted magnetic solid phase extraction of lead and thallium in complex environmental samples using magnetic multi-walled carbon nanotubes/zeolite nanocomposite[J]. Microchemical Journal,2019,149:103960.
[15]FERNáNDEZ E, VIDAL L, SILVESTRE-ALBERO J, et al. Magnetic dispersive solid-phase extraction using a zeolite-based composite for direct electrochemical de-termination of lead(Ⅱ) in urine using screen-printed electrodes[J]. Microchimica Acta,2020,187:87.
[16]BAILE P, FERNáNDEZ E, VIDAL L, et al. Zeolites and zeolite-based materials in extraction and microextraction techniques[J]. Analyst,2019,144:366-387.
[17]TAO Y, JIANG Y H, LI W D, et al. Zeolite based solid-phase extraction coupled with UPLC-Q-TOF-MS for rapid analysis of acetylcholinesterase binders from crude extract of Corydalis yanhusuo[J]. Royal Society of Chemistry Advances,2016,6:98476-98486.
[18]NASROLLAHZADEH M, SAJADI S M, MAHAM M, et al. In situ green synthesis of Cu nanoparticles supported on natural Natrolite zeolite for the reduction of 4-ni-trophenol, congo red and methylene blue[J]. IET Nanobiotechnol,2016,11:538-545.
[19]EROGLU N, EMEKCI M, ATHANASSIOU C G. Applications of natural zeolites on agri-culture and food production[J]. Journal of the Science of Food and Agriculture,2017,97:3487-3499.
[20]SUBRAMANIAM M D, KIM I H. Clays as dietary supplements for swine:a review[J]. Journal of Animal Science and Biotechnology,2015,6:38.
[21]NASROLLAHZADEH M, SAJADI S M, MAHAM M, et al. In situ green synthesis of Cu nanoparticles supported on natural Natrolite zeolite for the reduction of 4-ni-trophenol, congo red and methylene blue[J]. IET Nanobiotechnol,2016,11:538-545.
[22]EROGLU N, EMEKCI M, ATHANASSIOU C G. Applications of natural zeolites on agri-culture and food production[J]. Journal of the Science of Food and Agriculture,2017,97:3487-3499.
[23]SUBRAMANIAM M D, KIM I H. Clays as dietary supplements for swine:a review[J]. Journal of Animal Science and Biotechnology,2015,6:38.
[24]NOURI N, SERESHTI H. Electrospun polymer composite nanofiber-based in syringes olid phase extraction in tandem with dispersive liquid-liquid microextraction coupled with HPLC-FD for determination of aflatoxins in soybean[J]. Food Chemistry,2019,289:33-39.
[25]YU L, MA F, DING X X, et al. Silica/graphene oxide nanocomposites:potential adsorbents for solid phase extraction of trace aflatoxins in cereal crops coupled with high performance liquid chromatography[J]. Food Chemistry,2019,245:1018-1024.
[26]ARROYO-MANZANARES N, HUERTAS-PEREZ J F, et al. A new approach in sample treatment combined with UHPLC-MS/MS for thedetermination of multiclass mycotoxins in edible nuts and seeds[J]. Talanta,2020,115:61-67.
[27]MALEKPOUR A, BAYATI S. Simultaneous determination of aflatoxins in pistachio using ultrasonically stabilized chloroform/water emulsion and HPLC[J]. Food Analytical Methods,2021,9(3):805-811.
(責任編輯:陳海霞)