葛根芩連湯聯合益生菌對潰瘍性結腸炎小鼠腸道菌群及相關炎癥因子的影響

李子伊，李淋雨，張紫園，邱宇，趙飛，戴敏，常艷，4*（.安徽中醫藥大學藥學院，合肥 300；.益諾思生物技術南通有限公司，江蘇 南通 633；3.南通市海門長三角藥物高等研究院，江蘇 南通 633；4.上海益諾思生物技術股份有限公司，上海 003；5.江西中醫藥大學，南昌 330004）

潰瘍性結腸炎（ulcerative colitis，UC）是一種造成結腸損傷的非特異性慢性炎癥性疾病，在我國的發病率逐年升高，受到廣泛的關注。目前，普遍認為其發病機制涉及遺傳[1]、腸道屏障受損[2]、免疫系統失調[3]、腸內微生物等因素[4]。現代臨床用藥主要為氨基水楊酸制劑、糖皮質激素、免疫抑制劑[5]、生物制劑[6]等，但這些藥物均存在不同程度的不良反應，導致患者依從性較差[7]。UC在中醫上屬“泄瀉”的范疇，此外還有“腹痛”“腸病”“久痢”等說法，總體病機可概括為脾虛濕盛，腸腑濕熱蘊結[8-11]。主治協熱下利的經典名方葛根芩連湯（Gegen Qinlian decoction，GQD）越來越多地應用于腸道疾病的臨床治療中。該方由葛根、黃芩、黃連與炙甘草4味中藥相互配伍組成，既清熱化濕，又補氣益脾[12]。現代藥理研究表明，GQD具有抗炎和抑菌作用，其多種活性成分如黃芩苷、甘草黃酮、小檗堿等，能顯著減輕炎癥和氧化應激[13-16]。該方對UC的治療作用主要體現在控制疾病活動度、減輕相關炎癥因子的表達、調節腸道菌群失衡等方面[17-19]。研究發現，腸道菌群的變化也是UC的疾病表現之一，表現為菌群多樣性及豐富度及有益菌水平降低，條件致病菌水平增加，進而導致腸道炎癥反應加劇[20-23]。因此在用藥的基礎上合理地補充腸道有益菌，調節腸道菌群的平衡，也逐漸成為治療UC的新思路。

臨床研究表明，GQD結合益生菌進一步控制UC患者的臨床癥狀，在促進腸道黏膜愈合、逆轉炎癥反應、調節腸道菌群失衡等方面有一定的優勢[24-26]。本文應用GQD聯合益生菌對UC小鼠模型相關炎癥因子的表達以及腸道菌群的變化進行研究，揭示聯合用藥對腸道的保護作用，以期為后續的疾病治療及藥物研究提供參考。

1 材料

1.1 動物

45只6～8周齡SPF級健康雄性C57BL/6小鼠，體重（20±2）g [浙江維通利華實驗動物技術有限公司，實驗動物生產許可證號SCXK（浙）2020-0002]。所有動物均在光暗循環的SPF級動物房中飼養，溫度20～25℃，濕度40%～70%，自由攝食飲水。本研究經益諾思生物技術南通有限公司動物護理和使用委員會（IACUC）批準，批準號為IACUC-2023-m-135a。

1.2 試藥

葛根、黃芩、炙甘草（廣東匯群中藥飲片股份有限公司），黃連（康美藥業股份有限公司），以上中藥飲片由安徽中醫藥大學方清影主任鑒定為正品，符合2022年版《中國藥典》規定。美沙拉嗪腸溶片（德國Losan Pharmma GmbH）；益生菌（上海信誼制藥總廠）；葡聚糖硫酸鈉（美國MP Biomedicals）；蘇木精-伊紅（HE）染色劑（武漢塞維爾生物科技有限公司）；便隱血試劑盒（北京百奧萊博科技有限公司）；白細胞介素（IL）-6、IL-10、腫瘤壞死因子α（TNF-α）ELISA試劑盒（南京建成生物工程研究所）；MagPure Soil DNA LQ試劑盒（廣州美基生物科技有限公司）；Qubit dsDNA Assay試劑盒（美國Life Technologies）；Tks Gflex DNA 聚合酶（日本Takara）。

1.3 儀器

高速冷凍離心機、分光光度計[賽默飛世爾科技（中國）有限公司]；超純水儀（美國默克公司）；正置白光拍照顯微鏡（日本尼康公司）；電子天平（上海天美天平儀器有限公司，精度：0.0001 g）；酶標儀[美谷分子儀器（上海）有限公司]；PCR儀（美國伯樂公司）；電泳儀、凝膠成像儀（上海天能科技有限公司）；生物分析儀（美國安捷倫公司）。

2 方法

2.1 模型建立、分組與給藥

適應期結束后，除正常組外，余小鼠均采用反復周期性自由飲用3%的葡聚糖硫酸鈉（DSS）溶液的方法進行造模[27]。即將3 g DSS以100 mL水溶解完全，得到3% DSS溶液使小鼠自由飲用連續7 d，每隔3日更換新的溶液，再換成正常飲用水飲用7 d，此為一個循環[28]，依次進行4個循環共56 d，見圖1。從給予DSS的前1日開始以及造模期間每周2次測量小鼠體重、觀察糞便情況、參照糞便隱血試劑盒說明書檢測隱血情況并進行疾病活動指數（DAI）評分[29]。

圖1 造模及治療周期Fig 1 Modeling and treatment cycle

造模第35日根據DAI評分，剔除掉造模失敗小鼠，即評分低于1分的小鼠。整個實驗共分為7組，正常組（Normal）、模型組（Model）、美沙拉嗪組（Mes）各5只，益生菌組（Probiotics）、益生菌聯合GQD低劑量組（GQD L＋Probiotics）、益生菌聯合GQD中劑量組（GQD M＋Probiotics）、益生菌聯合GQD高劑量組（GQD H＋Probiotics）各6只，于實驗第36日灌胃給藥。GQD依據原方及相關文獻研究的煎煮方式[30]，以5∶3∶3∶2的比例進行煎煮。所有藥材均加入8倍量雙蒸水浸泡，葛根先浸泡30 min，先武火煮沸后轉小火繼續煎煮20 min，再加入已浸泡30 min的剩余諸藥，煮沸后繼續煎煮30 min，三層紗布過濾后再加水復煎，合并兩次所得濾液，濃縮成2.54、5.08、10.16 g·kg-1的低、中、高劑量的藥液灌胃；益生菌用雙蒸水配制成0.3 g·kg-1藥液灌胃，聯合給藥組于中藥方劑給藥1 h后灌胃益生菌；美沙拉嗪腸溶片用雙蒸水配制成0.6 g·kg-1藥液灌胃。正常組及模型組灌胃等量生理鹽水，各給藥組均給藥21 d。

2.2 結腸長度測量及HE染色

動物采血結束后立即沿腸系膜縱軸剪開腸腔，迅速剖取盲腸至肛門段的腸組織，用冰生理鹽水沖洗污物，記錄長度，收集腸道中的糞便置-80℃冰箱中備測，將腸組織置于10%中性福爾馬林中固定，進行常規HE染色。將固定的結腸組織脫水、包埋、切4 μm厚片，隨后依次放入二甲苯Ⅰ、二甲苯Ⅱ、無水乙醇Ⅰ、無水乙醇Ⅱ、75%酒精中脫蠟水化，經蘇木素染液染3～5 min、分化、返藍、流水沖洗，進行梯度酒精脫水后放入伊紅染液中染色5 min，采用中性樹膠封片，用顯微鏡觀察并采集圖像分析。依據結果進行結腸黏膜損傷指數（CMDI）評分[31]。

2.3 ELISA法檢測血清中炎癥因子IL-6、IL-10、TNF-α的表達情況

動物安樂死后，立刻心臟采血，靜置1 h后4℃、3000 g離心5 min，收集血清。采用ELISA試劑盒說明書的方法配制標準曲線、加樣、加入生物素抗原工作液、孵育、洗板、加入親和素工作液、洗板、加入顯色液及中止液最后采用酶標儀讀取各樣本OD值，檢測各組血清炎癥因子的表達情況。

2.4 腸道菌群16S rRNA測序

末次給藥結束后收集小鼠糞便樣品，對樣本的基因組DNA進行提取。利用分光光度計和瓊脂糖凝膠電泳檢測DNA的濃度，將提取的DNA置于-20℃備測。以提取的基因組DNA為模板，選擇16S rRNA基因的V3-V4區作為擴增和測序的目的區間，正向引物為343F：TACGGRAGGCAGCAG，反向引物為798R：AGGGTATCTAATCCT，進行PCR擴增，取純化過的擴增產物進行Qubit定量，調整濃度進行測序。采用Illumina NovaSeq 6000測序平臺，進行樣本2×250 bp雙端測序與分析，經過引物剪切、質量過濾、降噪、拼接、去嵌合體等質控分析后。使用QIIME2軟件、R軟件、q2-featureclassifier軟件等對測序結果進行alpha多樣性、beta多樣性、菌群結構組成等分析。

2.5 統計學分析

數據均采用SPSS 26.0軟件進行分析，以±s表示，多組間數據比較采用單因素方差分析ANOVA，組間兩兩比較采用LSD值進行檢驗，P＜0.05表明差異有統計學意義。

3 結果

3.1 聯合用藥對UC模型小鼠體重、DAI評分及結腸長度的影響

隨著給藥天數的增加，與Model組相比，Mes組、Probiotics組和3個劑量的聯合給藥組體重均呈恢復趨勢，Mes組及GQD H＋Probiotics組體重恢復趨勢最為顯著；給藥結束后，與Normal組相比，Model組DAI評分升高，結腸長度縮短（P＜0.01）；與Model組相比，各給藥組DAI評分均降低；同時Mes組及聯合給藥各組均恢復了結腸長度（P＜0.01）。Probiotics組有促進結腸長度恢復趨勢，見圖2。

圖2 給藥期間小鼠體重（A）、DAI評分變化（B）及治療后各組結腸長度（C）的比較Fig 2 Changes in body weight（A）and DAI score（B）during the administration and colon length（C）in each group

3.2 聯合用藥恢復UC模型小鼠組織病理學損傷

各組結腸HE染色結果顯示，Normal組小鼠腸組織各層結構清晰，黏膜層上皮細胞形態正常，固有層腸腺數量豐富且排列緊密，肌層肌細胞排列規則、形態正常，未出現明顯的炎性變化。與Normal組相比，Model組小鼠腸組織可見大面積糜爛，黏膜層結構消失，固有層腸腺壞死、結構消失并伴大量炎癥細胞浸潤（黑色箭頭所示），肌層結構較為松散，CMDI評分升高。與Model組相比，Mes組及聯合給藥各組固有層腸腺結構恢復較好，僅有小面積炎性細胞浸潤，偶見上皮細胞壞死脫落，肌層結構規則，GQD M＋Probiotics組和GQD H＋Probiotics組的恢復效果較為顯著，CMDI評分降低；而Probiotics組腸腺結構有所恢復但仍存在中度炎性細胞浸潤的情況，CMDI評分高于聯合給藥組，見圖3。

圖3 各組結腸HE染色（×200）（A）及結腸病理評分（B）Fig 3 Colon HE staining（×200）（A）and CMDI scoring（B）in each groups

3.3 聯合用藥降低UC模型小鼠促炎因子的表達、升高抑炎因子的表達

與Normal組相比，Model組小鼠促炎因子IL-6、TNF-α的表達升高，而抑炎因子IL-10表達水平下降。經治療后，與Model組相比，各給藥組均顯著下調促炎因子IL-6、TNF-α的表達，上調抑炎因子IL-10的表達。GQD M＋Probiotics組對抑炎因子IL-10的上調作用較其他聯合給藥組明顯，此外，各聯合給藥組對其他炎癥因子的表達情況均呈劑量依賴性，且與Probiotics組相比，GQD M＋Probiotics組及GQD H＋Probiotics組對炎癥因子的調節程度更為顯著，說明聯合用藥相較于單獨補充益生菌更能顯著調整炎癥因子的表達情況，對免疫反應進行干預，見表1。

表1 各組IL-6、IL-10、TNF-α的表達情況(±s，ng·mL-1)Tab 1 Expression of IL-6，IL-10，and TNF-α in each group (±s，ng·mL-1)

表1 各組IL-6、IL-10、TNF-α的表達情況(±s，ng·mL-1)Tab 1 Expression of IL-6，IL-10，and TNF-α in each group (±s，ng·mL-1)

注：與Normal組相比，＊＊P＜0.01；與Model組相比，#P＜0.05，##P＜0.01；與Probiotics組相比，△P＜0.05，△△P＜0.01。Note：Compared with the Normal group，＊＊P＜0.01；compared with the Model group，#P＜0.05，##P＜0.01；compared with the Probiotics group，△P＜0.05，△△P＜0.01.

組別IL-6IL-10TNF-α Normal組47.77±1.80365.76±4.60365.36±4.56 Model組99.34±3.12＊＊256.37±10.04＊＊469.06±10.61＊＊Mes組52.61±6.81##358.70±9.21##430.05±15.71#Probiotics組63.14±5.00##352.23±5.39##388.89±9.55##GQD L＋Probiotics組54.95±3.08##375.75±8.54##366.47±9.86##GQD M＋Probiotics組49.34±1.50##△407.07±12.14##△△358.35±9.53##GQD H＋Probiotics組45.71±1.43##△△395.80±22.98##△340.55±15.81##△

3.4 聯合用藥調節UC模型小鼠腸道菌群的平衡

3.4.1 小鼠腸道菌群alpha多樣性分析 alpha多樣性結果基于Simpson指數和Chao1指數進行分析，兩者分別側重于群落多樣性和群落豐富度。經Simpson指數稀釋曲線分析得出，隨著測序深度的增加，曲線逐漸趨于水平，說明測序深度已經基本覆蓋到樣品中絕大部分微生物信息，且Simpson指數越高，表明群落多樣性越高，由此可見，Probiotics組的群落多樣性較高。Chao1指數分析圖反映了群落豐富度在組間的差異性，Chao1指數越大，表明群落的豐富度越高。與Normal組相比，Model組的群落豐富度降低，而與Model組相比，Probiotics組、Mes組和GQD M＋Probiotics組的群落豐富度明顯升高，見圖4。

圖4 各組小鼠腸道菌群Simpson指數稀釋曲線圖（A）及Chao1指數分析圖（B）Fig 4 Simpson index dilution curve（A）and Chao1 index analysis（B）of the intestinal microbiota in each group

3.4.2 小鼠腸道菌群beta多樣性分析 采用主成分分析（PCoA）考察小鼠腸道菌群beta多樣性的差異，即群落組成越相似，反映在圖中的距離越接近。采用unweighted unifrac距離算法進行分析，結果顯示，Normal組和各給藥組分布于完全不同的象限，說明菌群物種組成出現了顯著變化；Probiotics組與Model組重疊度較大說明菌群物種組成有相似性；而其他給藥組與Model組處于完全不同象限，說明群落物種組成已經發生了明顯變化；GQD M＋Probiotics組及GQD H＋Probiotics組的群落結構分布較為接近且有部分重疊，說明群落物種組成有一定的相似性，見圖5。

圖5 各組小鼠腸道菌群主成分分析Fig 5 Principal component analysis of the intestinal microbiota in each group

3.4.3 門水平腸道菌群組成分析 基于門水平的腸道菌群Heatmap圖分析，各組小鼠腸道差異菌群主要由擬桿菌門（Bacteroidota）、厚壁菌門（Firmicutes）、變形菌門（Proteobacteria）、脫硫桿菌門（Desulfobacterota）、放線菌門（Actinobacteriota）、疣微菌門（Verrucomicrobiota）、彎曲桿菌門（Campilobacterota）、脫鐵桿菌門（Deferribacterota）等組成，見圖6。與UC最具有相關性的兩個菌門為Firmicutes和Bacteroidota，兩者的比值（F/B）變化被認為與UC疾病活動度相關[32]，與Normal組比較，Model組的Firmicutes的相對豐度降低，而Bacteroidota的相對豐度升高，Model組F/B下降，表明處于疾病活動期，腸道菌群失衡；與Model組相比，GQD M＋Probiotics組及GQD H＋Probiotics組的Firmicutes的相對豐度升高，而Bacteroidota的相對豐度降低，F/B顯著升高，表明聯合給藥后促進了腸道菌群恢復穩態，以上差異均有統計學意義。

圖6 各組小鼠腸道菌群基于門水平分析Heatmap圖（A）、腸道中Firmicutes相對豐度（B）、Bacteroidota相對豐度（C）及兩者比值（F/B）分析圖（D）Fig 6 Heatmap of gut microbiota based on phylum level（A），analysis of Firmicutes relative abundance（B）and Bacteroidota relative abundance（C），and F/B ratio in the intestines of mice in each group（D）

3.4.4 屬水平腸道菌群組成分析 基于屬水平的腸道菌群Bar圖分析發現，各組菌群所包括的菌屬主要為Muribaculaceae、擬桿菌屬（Bacteroides）、毛螺菌屬NK4A136（Lachnospiraceae_NK4A136_group）、另枝菌屬（Alistipes）、普雷沃氏菌屬UCG-001（Prevotellaceae_UCG-001）、梭狀芽孢桿菌屬UGG-014（Clostridia_UCG-014）、Clostridia_vadinBB60_group、Muribaculum、擬普雷沃氏菌屬（Alloprevotella）、羅氏菌屬（Roseburia）、大腸埃希菌屬（Colidextribacter）、乳酸桿菌屬（Lactobacillus）、Lachnoclostridium、沙門氏菌屬（Parasutterella）、顫螺菌屬（Oscillibacter）等，見圖7。根據群落相對豐度表達量分析，與Normal組相比，Model組下調了Muribaculaceae、Lachnospiraceae_NK4A136_group、Alistipes、Roseburia、Lactobacillus等有益菌屬豐度，上調了Bacteroides、Colidextribacter、Clostridia_UCG-014等條件致病菌屬豐度，說明腸道菌群組成結構發生變化。經給藥治療后，與Model組相比，GQD M＋Probiotics組回調了Lachnospiraceae_NK4A136_group、Alistipes、Roseburia、Lactobacillus等有益菌屬的豐度，而下調條件致病菌屬Bacteroides、Colidextribacter、Clostridia_UCG-014等，促進腸道菌群結構恢復。GQD H＋Probiotics組主要上調Muribaculaceae，兩組均促使腸道菌群恢復穩態，見表2。

表2 各組屬水平腸道菌群的相對豐度(±s，%)Tab 2 Relative abundance of gut microbiota at the genus level in each group (±s，%)

表2 各組屬水平腸道菌群的相對豐度(±s，%)Tab 2 Relative abundance of gut microbiota at the genus level in each group (±s，%)

注：與Normal組相比，＊P＜0.05，＊＊P＜0.01；與Model組相比，#P＜0.05，##P＜0.01；與Probiotics組相比，△P＜0.05，△△P＜0.01。Note：Compared with the Normal group，＊P＜0.05，＊＊P＜0.01；compared with the Model group，#P＜0.05，##P＜0.01；compared with the Probiotics group，△P＜0.05，△△P＜0.01.

NK4A136_groupAlistipesRoseburiaLactobacillusBacteroidesColidextribacterClostridia_UCG-014 Normal53.35±0.8516.14±2.32 6.63±0.280.85±0.060.84±0.03 2.45±0.260.63±0.011.03±0.06 Model組37.79±0.20＊＊ 9.53±1.76＊ 1.98±0.30＊＊0.18±0.03＊＊0.65±0.02＊27.24±3.93＊＊1.37±0.05＊＊1.59±0.09＊＊Mes組34.83±1.9012.69±2.82 3.02±0.330.04±0.030.35±0.03##24.52±2.391.20±0.05##0.40±0.06##Probiotics組35.82±2.22 9.96±0.71 9.42±1.69##0.51±0.010.92±0.08##12.48±0.26##1.28±0.030.93±0.20##GQD L＋Probiotics組41.58±0.81 3.48±0.68# 8.60±0.55##0.03±0.000.61±0.0510.87±0.19##0.75±0.01##△△1.52±0.16 GQD M＋Probiotics組26.74±0.5934.52±2.32##△△13.01±1.40##△1.90±0.33##△△0.84±0.07# 6.89±0.07##0.49±0.05##△△0.61±0.19##GQD H＋Probiotics組48.00±1.28##△△ 9.28±1.56 9.62±1.30##0.50±0.090.81±0.06#10.36±0.53##0.54±0.03##△△1.09±0.06#組別MuribaculaceaeLachnospiraceae_

圖7 各組小鼠屬水平腸道群落組成Bar圖Fig 7 Bar plot of the genus level of intestinal community composition in each group

4 討論

UC作為一種免疫介導的消化系統疾病，該病的發生和發展對患者的身心將都造成一定影響，病情嚴重者最終會進展成結直腸癌。在臨床和動物模型研究中，促炎細胞因子的分泌增加以及腸道菌群的紊亂都會對UC的發生發展造成一定的影響。本研究通過GQD與益生菌聯合，從炎癥因子表達及腸道菌群的平衡兩個方面對UC進行干預。實驗研究結果顯示GQD聯合益生菌可顯著恢復模型小鼠體重，降低DAI評分，減輕結腸病理損傷，減少炎性細胞對腸黏膜的浸潤，恢復結腸長度，調節炎癥因子表達，調節腸道菌群平衡等，治療效果優于單用益生菌及西藥，聯合用藥對于UC的治療更具優勢性，同時為后續疾病研究及臨床用藥提供了思路和參考。

UC患者腸道菌群的失衡與炎癥因子的表達是相互影響的，兩者聯系密切，共同促使UC的病程發展。研究顯示，多數UC患者存在腸道內環境紊亂現象，進而引發的一系列反應表現為：腸道有害菌增加，侵襲腸道黏膜，腸道屏障完整性喪失，細菌抗原易位性增加，破壞腸道黏膜正常功能，刺激腸黏膜發生炎癥反應，使促炎因子的表達增加，引發腸道炎癥，而此時腸道加強免疫反應抵御有害菌侵襲又會加劇腸道菌群的紊亂，給腸道環境造成嚴重負擔[33]。

在UC的發展過程中有眾多炎癥因子參與，其相互作用，介導細胞間的平衡而影響炎癥的發展[34-36]。IL-6能介導炎性反應的發生，可作為UC疾病活動度的決定性影響因素并具有多重免疫調節功能[37]。TNF-α可作用于腸黏膜上皮細胞啟動炎癥反應[38]。IL-10可減弱炎癥反應，并抑制由T細胞參與的有關免疫應答[39]。在本研究中，Model組小鼠血清促炎因子IL-6和TNF-α的表達升高而抑炎因子IL-10表達降低。在腸黏膜病理表現上也出現了大量的炎性細胞浸潤且腸黏膜結構完整性喪失。而聯合給藥后可顯著回調促炎因子的過度表達，提高抑炎因子的表達，同時顯著修復腸黏膜病變，表現為炎性細胞浸潤面積降低，恢復腸黏膜結構完整性。結果表明聯合用藥可通過改善腸黏膜病變以及炎癥因子的表達保護腸道屏障，藥理作用呈劑量相關。

從腸道菌群的變化來看，有研究表明，UC患者與正常人相比腸道菌群豐度降低且Firmicutes相對表達量降低而Bacteroidota相對表達量升高即表現為F/B比值降低，表明疾病處于活動期[40]。在本研究中，各組小鼠腸道差異菌門主要由Bacteroidota、Firmicutes、Proteobacteria、Desulfobacterota、Actinobacteriota等組成，Model組結果顯示F/B比值降低而聯合給藥組F/B比值顯著提高，調整了腸道菌群失衡的情況。通過腸道菌群alpha和beta多樣性分析得出Model組小鼠腸道菌群結構發生顯著變化，群落多樣性降低，而聯合給藥組顯著回調物種豐富度。從屬水平腸道菌群組成來看，在聯合給藥后，Muribaculaceae、Lactobacillus、Lachnospiraceae_NK4A136_group、Alistipes、Roseburia豐度顯著增多，而條件致病菌Bacteroides、Clostridia_UCG-014、Colidextribacter的豐度顯著降低。有研究表明，TNF-α抑制劑治療后能顯著上調腸道菌群豐富度，增加Firmicutes、Lactobacillus和Roseburia的相對表達量，這些優勢菌種能產生短鏈脂肪酸，影響結腸運動，減輕結腸炎癥[41]。此外，也有研究證實，IL-6對于條件致病菌Colidextribacter的表達成正相關，與Lactobacillus的表達成負相關[42]。在本研究中，聯合用藥在下調TNF-α和IL-6的同時促進了上述優勢菌群相對表達量的增加，下調了條件致病菌的表達水平，揭示了腸道菌群與炎癥因子之間的相關性。

綜上，GQD與益生菌聯用可有效緩解DSS誘導的UC模型小鼠炎癥反應及腸道菌群失調狀態，從而修復腸道損傷，恢復腸道正常功能。本文只在炎癥及腸道菌群層面進行研究，后續將繼續對聯合用藥所觸發的炎癥通路及相關蛋白的表達情況進行擴展研究，更好地解釋聯合用藥的藥理機制，為疾病與藥物治療提供依據。