Anammox 生物膜富集培養過程中硝化菌的增殖特性

李 韌 ,于莉芳 ,劉 甜 ,劉 然 ,余 濤 ,彭黨聰 (.西安建筑科技大學環境與市政工程學院,陜西 西安 70055；2.西安建筑科技大學,西北水資源與環境生態教育部重點實驗室,陜西 西安 70055；3.西安建筑科技大學,陜西省環境工程重點實驗室,陜西 西安 70055)

短程硝化-厭氧氨氧化(PN/Anammox)工藝具有O2需求量低、不需要外源有機電子供體等優點,在污水處理廠TN 總量控制和節能降耗方面具有巨大應用前景.然而,PN/Anammox 工藝實現穩定生物脫氮的關鍵問題之一在于亞硝酸鹽氧化菌(NOB)的抑制.NOB 會與厭氧氨氧化菌(AnAOB)共同競爭氨氧化菌(AOB)產生的NO2--N,從而減緩AnAOB 的生長速率和代謝活性,影響PN/Anammox 工藝的處理效率和穩定性.

現有研究表明,采用Anammox 生物膜可以有效提高Anammox 生物持留率[1],但在Anammox 生物膜的培養過程中,開放式污水處理廠中O2不可避免地會以多種方式進入缺氧池,如:初沉池溢流堰處的渠道混合充氧;回流污泥進入缺氧池的跌水充氧[2];缺氧池的機械攪拌充氧[3];含有高濃度溶解氧(DO)的好氧池硝化液內回流進入缺氧池充氧等[2].為避免缺氧過程中的DO 對反硝化和Anammox 過程的抑制,進入缺氧池的DO 會被其中的兼性厭氧反硝化細菌和好氧硝化細菌消耗,進而引起NOB 增殖[4].現有研究大多集中于對Anammox 生物膜的啟動特性的調查[5],但對Anammox 生物膜培養過程中硝化細菌的增殖情況關注較少.

為此,本文采用上流式厭氧固定床生物膜(UAFB)反應器,通過梯度增加表面氨氮負荷率(SALR)培養Anammox 生物膜,考察了反應器長期運行期間的脫氮性能及硝化菌活性變化,通過氮平衡計算分析UAFB 反應器中的氮轉化途徑,并通過熒光原位雜交(FISH)和Illumina MiSeq 測序進一步驗證硝化細菌的共存和相對豐度變化特征,探討了Anammox 培養過程中NOB 增殖的潛在影 響.

1 材料與方法

1.1 試驗裝置及運行

UAFB 反應器如圖1 所示,考慮到已有研究證明缺氧池中的污泥及填料有利于AnAOB 接種[1,6],為了快速富集Anammox 生物膜,接種所用的K3 填料(AnoxkaldnesTM,瑞典)取自西安市某污水處理廠的缺氧池,比表面積為500m2/m3.反應器有效容積為5.0L,其中填料區容積為3.5L,填充率為70%.利用恒溫水浴設備將反應器內溫度維持在(33±2)℃,pH 控制在7.5～8.2.

圖1 UAFB 反應器示意Fig.1 Schematic diagram of UAFB reactor

進水采用人工配制,使用NH4Cl 和NaNO2配制AnAOB 富集所需的NH4+-N 和NO2--N,具體進水氮濃度見表 1.其余成分包括:KHCO30.5g/L,MgSO4·7H2O 0.14g/L,CaCl2·2H2O 0.14g/L,KH2PO40.03g/L 以及1mL/L 微量元素1 和2.其中微量元素濃縮液根據文獻[7]配制.UAFB 反應器以序批模式運行,根據不同培養階段SALR 的變化,運行過程共分為5 個階段,具體運行周期及水力停留時間(HRT)見表1,每個周期中進水5min,出水5min,閑置5min,其余時間反應器通過外循環泵使內部水流充分混合,換水比為50%.為了模擬污水處理廠中露天培養狀態,反應器的液面可以自由復氧,運行周期結束時出水DO 濃度低于0.2mg/L.

表1 UAFB 反應器運行條件Table 1 Operational conditions of the UAFB reactor

1.2 分析項目及測定方法

本試驗中NH4+-N、NO2--N 和NO3--N 等常規水質指標根據標準方法[8]進行測定; DO 和pH 值分別采用Seven2Go S9 型溶氧儀(Mettler Toledo,瑞士)及雷磁PHS-3C pH 計進行測定.Anammox 最大活性(rAMX,以NH4+-N 的減少量計)和硝化活性均采用直接取樣法進行異位測定,以氮素濃度變化來確定Anammox 活性,具體方法參照文獻[9],測定溫度為33 ℃.

硝化活性具體方法如下:從反應器中取出適量填料后,用去離子水(預熱至30℃)清洗3 次并放置于600mL 廣口瓶中,分別加入NH4Cl 和NaNO2使初始NH4+-N 和 NO2--N 濃度為 40mg/L,通過添加NaHCO3控制pH 值在7.0～8.0 之間,在30℃恒溫水浴中充分曝氣并定時取樣,分析NH4+-N 和NO2--N濃度降低速率以確定最大硝化活性.

收集接種填料及UAFB 反應器中第200d 和第492d 的生物膜樣品進行熒光原位雜交(FISH),然后采用冷凍切片機(Leica CM1950,德國)進行切片,切片厚度為20μm.詳細的預處理及雜交步驟見先前研究[10],所用的FISH 探針見表2[11].雜交后風干載玻片,包埋于Vectashield 中.采用共聚焦激光顯微鏡(TCSSP8X,德國)記錄熒光信號,每次分析10 張圖片.

表2 熒光原位雜交過程使用的探針序列[11]Table 2 List of probes used in this study

1.3 氮平衡分析計算公式

考慮到進水中沒有COD,因此氮平衡分析過程中假定不存在反硝化過程,而Anammox、氨氧化以及亞硝酸氧化過程可以根據式(1)～式(3)描述[12].

根據上述反應式(1)～式(3),通過式(4)～式(6)分別計算R1、R2和R3.

式中:R1是AnAOB 氧化的NH4+-N 濃度,mg/L;R2是AOB 氧化的NH4+-N 濃度,mg/L;R3是NOB 氧化的NO2--N 濃度,mg/L.

1.4 高通量測序

分別收集2g(濕重)的接種填料以及UAFB 反應器中第137、357 及492d 的生物膜樣品進行DNA的提取.使用引物 515F(5’-GTGCCAGCMGCCGCGGTAA-3’)/806R(5’-GGACTACHVGGGTWT CTAAT-3’)擴增細菌16S rRNA 基因的V4 區域.純化的擴增子在Illumina MiSeq PE300 平臺(美國)上進行測序.樣品提取DNA 檢測后構建文庫并上機測序進行質控分析(北京奧維森有限公司).

2 結果與討論

2.1 反應器性能

UAFB 反應器在5 個不同SALRs[0.10、0.15、0.56、0.74 和1.11g/(m2·d)]下共運行了509d,各個階段的脫氮性能如圖2 所示.

圖2 UAFB 反應器不同階段的氮濃度及Anammox 活性歷時變化Fig.2 Profiles of nitrogen concentration and Anammox activities under different stages in the UAFB reactor

2.1.1 脫氮性能及厭氧氨氧化活性變化 考慮到較高的基質濃度對AnAOB 的活性有明顯抑制作用[13],且較短的HRT 不利于啟動期的Anammox 持留,因此在培養初期的階段I(第1～91d)中,系統以較低的SALR 運行[0.1g/(m2·d)].

在階段I 中,前16d 系統出水水質波動較大(圖2a),TN 去除率僅有(37.61±18.84)%,同時出水NO3--N 濃度僅為(6.76±3.63)mg/L,這可能是由于培養初期系統出現了反硝化現象.有研究表明,微生物在缺乏底物的新環境下趨向于發生細胞裂解,釋放出有機物和氨氮,從而形成有利于反硝化的底物環境[14],系統第1d 出水NH4+-N 濃度(34.51mg/L)甚至高于進水濃度也證實了這一點.隨著培養的進行,出水NH4+-N 和NO2--N 濃度逐漸下降并趨于穩定,第29d 后二者均低于5mg/L 且去除率分別達到96.53%和98.88%,TN去除率逐漸增加至76.22%,這表明系統出現了Anammox 現象.到了第30～59d,系統運行逐漸穩定,出水基本不含 NH4+-N 和NO2--N,系統NO3--N 濃度為(20.68±3.26)mg/L,同時,rAMX從接種填料的0.11g/(m2·d)逐漸增加至第48d 的0.15 g/(m2·d).而第60～91d,系統NO3--N 濃度逐漸升高至(28.45±5.34)mg/L,系統TN 去除率也從(77.60±4.76)%相應降低至(62.84±9.67)%,這表明隨著培養的進行系統中NOB 逐漸開始增殖.階段 II 通過縮短 HRT 的方式使 SALR 升高至0.15g/(m2·d),從第92～189d,系統始終運行穩定,基質被完全消耗的同時系統出水NO3--N 濃度保持在(25.53±3.67)mg/L.此時,rAMX快速從第101d 的0.16g/(m2·d)增加至第185d 的0.38g/(m2·d),增加了138.11%.

考慮到長期處于饑餓狀態會導致AnAOB 活性的損失[15],從階段III 開始增加進水NH4+-N 濃度和NO2--N 濃度分別至 65mg/L 和 85.8mg/L,在第190～298d 內,由于基質濃度的增加,出水NO3--N 濃度相對于階段II略有上升且始終保持穩定[(32.80±2.24)mg/L].階段IV 進一步縮短HRT 至6h,相對于階段III,出水NO3--N 濃度在初期(第299～395d)略微降低并維持在(26.43±3.30)mg/L,這可能是由于AnAOB 的大量增殖,導致AnAOB 在和NOB 競爭NO2--N 的過程中占據絕對優勢,rAMX也相應地從第304d 的0.87g/(m2·d)大幅增加至第371d 的1.70g/(m2·d);而到了階段 IV 末期(第 396～452d),出水NO3--N 小幅增加至(28.66±1.15)mg/L,這是由于rAMX已達到此負荷下的最大生物活性且不再繼續增加,甚至由于典型周期內的AnAOB 長期處于內源呼吸期,rAMX逐漸降低至 1.64g/(m2·d),此時競爭NO2--N 的NOB 得以增殖并使出水NO3--N 濃度小幅上升.

階段V 進一步通過縮短HRT 使SALR 維持在1.11g/(m2·d),階段初期(第454～482d)系統NH4+-N 和NO2--N 濃度均小于0.5mg/L,TN 去除率維持在(79.47±1.86)%,而第483d 后,系統逐漸惡化,出水NH4+-N 濃度升高至(3.06±1.76)mg/L,TN 去除率也跌至第509d 的73.87%.同時,系統的rAMX從第468d的2.2g/(m2·d)降低至第492d 的2.1g/(m2·d).此時,系統內生物膜厚度明顯增加,部分填料甚至出現堵塞現象,嚴重影響傳質能力,因此導致出水水質逐漸惡 化.

2.1.2 硝化菌活性變化 為了直觀地證實硝化菌的存在及活性變化情況,對不同SALR 階段穩定期下的Anammox 生物膜最大硝化活性進行了異位批次實驗.如圖3 所示,相比于接種填料的生物膜硝化活性,第137d 的AUR 和NUR 有顯著的增加,說明缺氧池中填料上的硝化細菌豐度有限.隨著Anammox生物膜的培養,AUR 和NUR 逐漸升高并趨于穩定,第357d(階段IV)和第492d(階段V)的AUR 分別為(0.73±0.01)和(0.76±0.02)g/(m2·d),略高于第137d(階段II)的(0.62±0.01)g/(m2·d);第357d 和第492d 的NUR 分別為(2.41±0.19)和(2.36±0.31)g/(m2·d),略大于第 137d 的(2.15±0.18)g/(m2·d).因此可知,在AnAOB 富集過程中,雖然SALR 在持續增加,且Anammox 活性始終呈上升趨勢(圖2b),但受限制于系統中較低的DO 濃度,AUR 和NUR 不會一直增加,而是逐漸趨于穩定,這一現象與 PN/Anammox-IFAS(活性污泥-生物膜復合系統)的硝化菌生物量濃度模擬結果相似[16].

圖3 不同階段下的最大硝化活性變化趨勢Fig.3 Batch tests of ex-situ nitrifying activity of AOB and NOB

2.2 化學計量數之比及氮平衡分析

通常認為ΔNO2-/ΔNH4+和ΔNO3-/ΔNH4+的化學計量比是Anammox 反應的關鍵指標[17](圖4a).在啟動階段(I 期),由于異養菌在第1d 發生細胞裂解,出水NH4+-N 濃度甚至高于進水NH4+-N 濃度,導致系統的ΔNO2-/ΔNH4+和ΔNO3-/ΔNH4+的比值均為負值.第2～7d 時,由于系統中出現反硝化現象,因而導致二者比值(5.58±2.58 和2.07±0.61)均高于理論值(1.32 和0.26)[12].隨著培養初期反硝化過程結束以及 Anammox 現象的出現,系統 ΔNO2-/ΔNH4+比值從第11d的0.88 逐漸上升到理論值1.32,并保持穩定直至試驗結束.而第 17～24d,系統ΔNO3-/ΔNH4+比值(0.27±0.07)也接近理論值0.26,這表明此階段系統中主要進行的是Anammox 過程,而隨后該比值逐漸升高,這可能與系統中NOB 的增殖有關.而系統中用于NOB 增殖的DO 可能來自于UAFB 反應器液面的自然復氧和進水的攜帶[18],雖然系統出水DO 濃度始終維持在0.14mg/L 以下,但在進水完成后的前5～20min,系統內DO 范圍為(0.4～2.41)mg/L,這導致了少量硝化細菌得以在缺氧環境下增殖.Persson 等[19]在探究低溫下移動床生物膜反應器(MBBR)-PN/Anammox 系統的脫氮性能時發現,盡管生物膜上僅存有較小豐度的NOB,但仍會引起ΔNO3-/ΔNH4+比值高于理論值近11%,且當溫度低至10℃時這一現象更加明顯.在負荷強化階段(階段II～V),系統平均ΔNO2-/ΔNH4+比值為 1.34±0.11,接近于理論值 1.32,但ΔNO3-/ΔNH4+(0.49±0.17)則明顯高于理論比值0.26,這一現象在階段I 末期和階段II 中尤其突出.由圖4a 可知,第78～189d內的平均ΔNO3-/ΔNH4+比值高達0.76±0.11,而階段III～V 的比值則相對較低(0.42±0.10).雖然 NOB 的亞硝氮半飽和常數通常為AnAOB 的100 倍左右[20],理論上NOB 更適合在高基質濃度下生長,但本研究中,周期結束時的出水DO 濃度均低于0.2mg/L,不利于NOB 發揮最大活性,由此導致系統氮負荷較高時NOB 在與AnAOB 競爭NO2--N 時處于劣勢地位.

圖4 不同階段化學計量數之比和氮平衡分析Fig.4 Stoichiometric ratios and mass balance analysis in UAFB reactor

為進一步了解UAFB反應器中的氮素轉化途徑,對整個運行期間的3 個生化反應過程進行了氮質量平衡分析(圖4b).由于階段I 初期系統內存在細胞裂解導致的有機物和氨氮釋放以及反硝化現象,因此第0～15d 內的R2和R3存在負值,此階段并不適用于假定沒有反硝化參與的氮平衡分析.如圖4b 所示,由于階段 III 進水基質濃度的增加,AnAOB 氧化NH4+-N 的濃度(R1)從(24.95±2.26)mg/L(階段II)增加到(55.44±4.00)mg/L(階段III～V);而第78～189d 內(階段I 末期至階段II)NOB 氧化NO2--N 的濃度[R3,(23.09±4.77)mg/L] 明顯大于階段 III～V 的(16.13±3.5)mg/L,且始終大于AOB 氧化NH4+-N 的濃度[R2,(7.08±3.72)mg/L],這與階段III～V 更低的ΔNO3-/ΔNH4+比值結果相一致.由此說明,UAFB 反應器中的NOB 可能比AOB 具有更高的群落豐度或微生物活性,同時,高負荷下Anammox 生物膜的培養過程更加不利于NOB 競爭NO2--N.

2.3 微生物多樣性

2.3.1 熒光原位雜交(FISH) 為了定性檢測生物膜中硝化菌和AnAOB 的增殖和分布狀況,分別對接種填料、第200d 和第498d 富集后的厭氧氨氧化生物膜進行FISH 分析.由圖5 可知,取自西安市某污水處理廠缺氧池中的接種填料存在一定豐度的AnAOB,而隨著培養進行AnAOB 豐度明顯增加.值得注意的是,與探針Nso1225 雜交的AOB 屬在生物膜中始終未檢測到雜交信號,且NOBmix在接種填料和培養200d 后的生物膜中也未被檢出.圖5d 顯示了生物膜在培養498d 后的硝化種群(AOB+NOB)和AnAOB 的原位空間構成,不難發現,與探針Amx820雜交的AnAOB 在生物膜中具有絕對優勢,而NOB主要在生物膜外部被檢出,Kindaichi 等[18]也得出了相似的結果.這些結果證實了AnAOB 在UAFB 反應器中可以成功富集,且NOB的確存在,這與階段V高于理論值的ΔNO3-/ΔNH4+比值結果相一致(圖4a).

圖5 Anammox 生物膜的熒光原位雜交(FISH)圖片Fig.5 FISH images showing the in-situ spatial organization of AnAOB and nitrifying bacteria in Anammox biofilm

2.3.2 高通量測序 由圖 6 可知,隨著培養進行,AnAOB 富集成功,CandidatusBrocadia豐度明顯從接種填料的0.88%逐漸增加至階段II 的26.22%、階段IV 的30.14%和階段V 的33.38%.值得注意的是,接種填料中還檢出了另一種 AnAOB——CandidatusJettenia,其培養后的相對豐度為3.02%.上述兩種 AnAOB 的成功富集(35.06%)是導致UAFB 系統實現Anammox 脫氮效率提升的關鍵(圖2a)[21].

圖6 接種填料及第137、357 和492d 生物膜屬水平群落結構組成Fig.6 Microbial classification of bacterial 16S rRNA gene reads at genus level on day 0, day 137, day 357, and day 492

另外,在接種填料上共檢測到2 個屬的AOB(即Nitrosomonas和Nitrosospira)和 2 個屬的 NOB(Nitrospira和Nitrolancea),但相對豐度均小于0.04%.對于AOB,Nitrosospira的豐度從0.017%下降到0.001%,而Nitrosomonas的相對豐度從0.005%逐漸上升到階段 V 的 0.78%.而培養至階段 V 的Nitrolancea已無法被檢出,但Nitrospira始終是UAFB 反應器中主要的NOB 菌屬,其相對豐度從接種填料的0.01%增至階段V 的2.32%.有研究同樣發現,在NH4+-N 受限的培養系統內,Anammox 顆粒污泥中Nitrospira富集后的豐度約為2.1%,且Illumina MiSeq 測序結果同樣未檢出AOB[22].對于AOB 來說,Nitrosomonas是典型的r-策略菌,有著相對較高的基質半飽和常數以及較弱的基質親和力,同時其擁有較高的氧親和力,導致其相較于Nitrosospira更適宜在高基質濃度和低DO 濃度下生存,但由于UAFB 反應器實際運行周期內的基質濃度較低且缺氧條件下DO 濃度有限,因此Nitrosomonas更容易成為系統優勢AOB;而Nitrospira作為一種常見的K-策略菌,有著較強的基質親和力和較低的基質半飽和常數,同時有著較強的DO 親和力[10,23],因此對低NO2-濃度和DO 都有著較強的適應性的Nitrospira在 Anammox 生物膜培養條件下相較于Nitrosomonas得以迅速增殖.

綜上所述,由于進水中存在少量DO 且培養過程UAFB 反應器頂部液面可以自由復氧,即使反應器出水DO 濃度始終低于0.2mg/L,但硝化菌不可避免地會在Anammox 生物膜培養過程中出現部分增殖現象,且NOB 的增殖程度明顯大于AOB.

2.4 Anammox 生物膜中硝化菌增殖的影響

事實上,AOB、NOB 以及反硝化菌可以與AnAOB 在生物膜中共存,生物膜中的硝化細菌可以消耗系統中微量的DO,異養菌可以利用AnAOB 的有機副產物,從而減輕DO 對AnAOB 的抑制以及有機廢棄物在生物膜中的積累[18,24].然而,PN/Anammox 工藝實現穩定生物脫氮的關鍵在于NOB的穩定抑制.NOB 的存在一方面會與AnAOB 共同競爭AOB 產生的NO2--N,從而減緩AnAOB 的生長和代謝速率,影響Anammox 生物膜的脫氮效率[25];另一方面,長期低DO 條件下運行的短程硝化系統中,NOB 對低DO 的適應性和競爭力會逐漸強于AOB,從而導致NO2-無法正常積累,最終使長期穩定運行的PN/Anammox 系統出現不穩定性[20,26].

本文中Anammox生物膜培養后的AOB總豐度由0.02%增加至0.78%,NOB 總豐度由0.03%明顯升至2.32%.值得一提的是,目前尚無研究表明系統AOB/NOB 的相對豐度比例達到多少時會導致短程硝化失敗,然而,在通過游離亞硝酸(FNA)抑制實現短程硝化的研究中,無論是含有相對豐度為0.87%的AOB-Nitrosomonas和2.53%的NOB-Nitrospira的接種污泥,還是經FNA 處理后并長期運行至短程硝化崩潰的活性污泥(Nitrosomonas:2.53% 和Nitrotoga: 4.62%),兩種不同相對豐度組合下的活性污泥均無明顯NO2-積累,甚至進水NH4+-N 會被完全轉化為NO3--N[27];同樣,在PN/Anammox 系統中即使AUR>NUR,AUR/NUR=1.61 時,短程硝化過程最終也會失敗[28].根據上述研究中的AOB/NOB 豐度比值以及AUR/NUR 活性比例,本研究中NOB 的優勢增殖會對耦合系統的NO2--N 積累帶來負面效果,高于理論值的出水NO3--N 濃度以及TN 去除率的明顯下降也印證了這一點(圖2).

另外,有研究還發現污水處理廠進水中攜帶的NOB 會不斷地為主流處理系統接種NOB 群落,從而破壞NOB 的抑制并導致短程硝化失敗[10,29];通過低DO(0.17mg/L)和高Anammox活性維持的NOB抑制在系統DO 升高后(1.4～1.6mg/L),Anammox 生物膜上的NOB 豐度會大幅上升(1.3%～2.1%),甚至超過了活性污泥相(0.05%～0.17%),相應的出水NO3--N濃度也持續增加[16].考慮到在生物膜上固著生長的NOB 無法通過調節污泥齡(SRT)的方式被淘汰出系統,因此在耦合運行過程中如何防止接種Anammox生物膜中攜帶過多的NOB 以及后續抑制IFAS-PN/Anammox 系統中Anammox 生物膜上的NOB 增殖變得尤為重要.

3 結論

3.1 通過逐步提升氮負荷可以快速實現AnAOB 的高效富集和Anammox 生物膜的培養,其中包括33.38%的Ca.Brocadia和3.02%的Ca.Jettenia.

3.2 高基質濃度下培養的Anammox 生物膜中的ΔNO3-/ΔNH4+比值較低,NOB 利用的NO2--N 更少,因此更有利于Anammox 生物膜的培養和AnAOB與NOB 競爭NO2--N.

3.3 Anammox生物膜培養過程中硝化菌的增殖是不可避免的,但受限制于較低的DO 濃度,隨著培養進行,NOB 豐度雖然會逐漸增加,但Anammox 生物膜上的AUR 和NUR 最終會趨于穩定.

3.4 由于 NOB 對低 DO 具有較強的適應性,Anammox 生物膜中的優勢AOB 為Nitrosomonas且豐度僅有0.78%,而NOB-Nitrospira(2.32%)則出現了明顯的增殖,這對基于短程硝化的PN/Anammox工藝的啟動和長期運行具有重要影響.