轉(zhuǎn)錄組學(xué)和代謝組學(xué)在植物非生物脅迫中的研究進(jìn)展

摘要：隨著全球現(xiàn)代工業(yè)的快速發(fā)展和氣候的變化，植物在生長(zhǎng)發(fā)育的過(guò)程中遭受非生脅迫越來(lái)越頻繁，導(dǎo)致其產(chǎn)量降低、品質(zhì)受損，甚至植株死亡。植物在應(yīng)答非生物脅迫的過(guò)程中，會(huì)通過(guò)一系列的生理生化、分子細(xì)胞水平的變化來(lái)維持生命和持續(xù)生長(zhǎng)。當(dāng)前，代謝組學(xué)常用于分析植物響應(yīng)非生物脅迫時(shí)代謝產(chǎn)物的種類(lèi)及其變化規(guī)律，而轉(zhuǎn)錄組學(xué)能夠幫助挖掘代謝產(chǎn)物合成的關(guān)鍵基因和轉(zhuǎn)錄調(diào)控因子。因此，本文就近年來(lái)利用代謝組和轉(zhuǎn)錄組分析植物應(yīng)答高溫脅迫、低溫脅迫、干旱脅迫、淹水脅迫、金屬脅迫、鹽脅迫、光脅迫等方面的研究進(jìn)展進(jìn)行了綜述，展望了將來(lái)轉(zhuǎn)錄組和代謝組在植物抗逆研究中的應(yīng)用，有助于加快解析植物響應(yīng)非生物脅迫的機(jī)理，并為今后植物抗逆機(jī)制的研究提供參考。

關(guān)鍵詞：植物；轉(zhuǎn)錄組學(xué)；代謝組學(xué)；非生物脅迫；研究進(jìn)展

中圖分類(lèi)號(hào)：S184 文獻(xiàn)標(biāo)志碼：A

文章編號(hào)：1002-1302（2023）22-0001-07

轉(zhuǎn)錄組學(xué)（transcriptomics）是研究細(xì)胞在特定功能狀態(tài)下轉(zhuǎn)錄出的所有RNA的總和，是一門(mén)研究細(xì)胞中基因轉(zhuǎn)錄情況及調(diào)控規(guī)律的學(xué)科［1］。轉(zhuǎn)錄組指在某一特定狀態(tài)下的基因表達(dá)情況，體現(xiàn)了時(shí)間與空間的關(guān)系，與基因組所代表的靜態(tài)的、穩(wěn)定的狀態(tài)不同，它代表了一種動(dòng)態(tài)的、變化的狀態(tài)。在環(huán)境情況變化下，同一基因在不同發(fā)育時(shí)期和組織器官內(nèi)的表達(dá)千差萬(wàn)別，這種時(shí)空特異性使轉(zhuǎn)錄組能夠把靜態(tài)的基因組與動(dòng)態(tài)的外部環(huán)境連接起來(lái)［2］。轉(zhuǎn)錄組分析對(duì)于挖掘基因組功能、差異表達(dá)是必需的，對(duì)研究植物生長(zhǎng)發(fā)育、植物抗逆性具有重要作用。

代謝組學(xué)是系統(tǒng)生物學(xué)又一重要分支，是基因組學(xué)、轉(zhuǎn)錄組學(xué)和蛋白質(zhì)組學(xué)的繼承和發(fā)展，它通過(guò)整體研究基因組下游的代謝產(chǎn)物，進(jìn)而推測(cè)相關(guān)代謝途徑和代謝網(wǎng)絡(luò)，是一種可以直觀反映生物體代謝水平變化差異的分析技術(shù)［3］。代謝組分析能檢測(cè)相對(duì)分子質(zhì)量小于1 000的初級(jí)代謝物和次級(jí)代謝物，為植物中活性代謝物的鑒定、代謝通路的解析以及植物抗逆性的研究提供了新方法與新思路［4］。目前，植物代謝組學(xué)研究已經(jīng)在大豆、水稻和大麥等作物抗逆性研究中取得了重要進(jìn)展［5-7］。

當(dāng)植物面臨不利的生長(zhǎng)條件時(shí)，非生物脅迫會(huì)阻礙植物的生長(zhǎng)和發(fā)育。植物會(huì)根據(jù)當(dāng)前的壓力狀況重新配置代謝網(wǎng)絡(luò)，以維持必需的代謝并通過(guò)采用新的穩(wěn)態(tài)來(lái)適應(yīng)環(huán)境［8］。在田間條件下，作物往往會(huì)受到多種脅迫，這些脅迫會(huì)引起植物的各種反應(yīng)，可能是相加、協(xié)同或拮抗［9］。植物在響應(yīng)非生物脅迫時(shí)分子、細(xì)胞、生理和生化水平上對(duì)應(yīng)過(guò)程做出一系列反應(yīng)。植物通過(guò)改變基因表達(dá)、蛋白質(zhì)豐度和代謝產(chǎn)物積累來(lái)響應(yīng)脅迫，多組學(xué)分析被廣泛用于揭示這些生物學(xué)過(guò)程［10］。

1 植物在不同非生物脅迫下轉(zhuǎn)錄組學(xué)和代謝組學(xué)研究

非生物脅迫被認(rèn)為是擾亂植被、影響作物生長(zhǎng)和產(chǎn)量的主要限制因子。植物已經(jīng)進(jìn)化出感知這些逆境的機(jī)制，在細(xì)胞內(nèi)以及細(xì)胞和組織之間傳遞壓力信號(hào)，并在生長(zhǎng)和發(fā)育中做出適當(dāng)?shù)恼{(diào)整，得以生存和繁殖［11］。近年來(lái)，對(duì)脅迫信號(hào)的研究在許多方面取得了重要進(jìn)展，特別是植物高溫脅迫、低溫脅迫、干旱脅迫、淹水脅迫、金屬脅迫、鹽脅迫和光脅迫（表1）。植物對(duì)非生物脅迫的應(yīng)答，涉及多基因、多信號(hào)途徑和代謝過(guò)程的復(fù)雜反應(yīng)機(jī)制。因此，運(yùn)用轉(zhuǎn)錄組學(xué)和代謝組學(xué)研究方法，對(duì)差異基因和代謝物進(jìn)行共表達(dá)分析，找出植物響應(yīng)非生物脅迫的關(guān)鍵基因和關(guān)鍵代謝物，有利于加快解析植物響應(yīng)非生物脅迫機(jī)制。

1.1 植物在高溫脅迫下的轉(zhuǎn)錄組學(xué)和代謝組學(xué)研究

由于全球氣候變化，高溫脅迫成為主要的非生物脅迫，影響植物的生長(zhǎng)發(fā)育，導(dǎo)致其產(chǎn)量降低和品質(zhì)受損甚至死亡。植物遭受高溫脅迫會(huì)通過(guò)細(xì)胞內(nèi)一系列代謝反應(yīng)如減少淀粉、氨基酸和蛋白質(zhì)的合成以及脫落酸（abscisic acid，ABA）、抗氧化物質(zhì)和其他保護(hù)性分子等的產(chǎn)生來(lái)響應(yīng)，并且應(yīng)答高溫脅迫相關(guān)的基因如熱休克蛋白、轉(zhuǎn)錄因子也會(huì)相應(yīng)發(fā)生變化，從而提高植物耐高溫脅迫［12-13］。Yang等利用代謝組和轉(zhuǎn)錄組技術(shù)研究高溫處理下的玉米，發(fā)現(xiàn)蔗糖磷酸合酶、二磷酸腺苷-葡萄糖焦磷酸化酶、可溶性淀粉合酶和淀粉支化酶基因表達(dá)下調(diào)與淀粉含量減少密切相關(guān)，而谷氨酸合酶等基因表達(dá)上調(diào)會(huì)引起蛋白質(zhì)含量增加［14］。而利用 RNA-seq 技術(shù)探究玉米籽粒響應(yīng)高溫脅迫的作用機(jī)理時(shí)也證實(shí)在這一過(guò)程中淀粉和蛋白質(zhì)的含量均發(fā)生變化，且控制其相關(guān)代謝通路的關(guān)鍵基因如蔗糖合酶、ADP-葡萄糖焦磷酸化酶、可溶性淀粉合成酶、淀粉分支酶和淀粉去分支酶基因表達(dá)水平也相應(yīng)變化，后續(xù)研究進(jìn)一步證實(shí)生長(zhǎng)素、ABA和水楊酸（salicylic acid，SA）的信號(hào)通路也參與對(duì)高溫脅迫的響應(yīng)［15］。而對(duì)高溫處理后的火龍果幼苗進(jìn)行轉(zhuǎn)錄組和代謝組分析，篩選到包括氨基酸、有機(jī)酸和糖類(lèi)等64種差異代謝物和198個(gè)差異表達(dá)基因，并證實(shí)HuPR-1基因的過(guò)度表達(dá)，在火龍果響應(yīng)高溫脅迫中起著重要作用［16］。同時(shí)高溫脅迫還會(huì)通過(guò)影響抗氧化物和氨基酸在植物體內(nèi)的積累從而緩解高溫對(duì)植株的傷害。李澳旋等在有關(guān)藥用蒲公英抗高溫脅迫的研究中，采用高通量測(cè)序技術(shù)對(duì)藥用蒲公英進(jìn)行差異鑒定，發(fā)現(xiàn)超氧化物歧化酶（superoxide dismutase，SOD）活性降低，過(guò)氧化氫酶（catalase，CAT）和過(guò)氧化物酶（peroxidase，POD）活性先升后降，表明在高溫脅迫下，藥用蒲公英生物膜系統(tǒng)受到損傷，光合能力下降，但可以通過(guò)增加抗氧化酶活性來(lái)緩解高溫對(duì)植株的傷害［17］。同樣為了響應(yīng)高溫脅迫，番茄體內(nèi)苯丙氨酸解氨酶活性增加，過(guò)氧化酶和多酚氧化酶的活性降低［18］。此外，植物響應(yīng)高溫脅迫時(shí)，許多候選基因包括熱休克蛋白（heat shock proteins，HSPs）、WRKY轉(zhuǎn)錄因子、抗壞血酸過(guò)氧化物酶（ascorbate peroxidase，APX）、谷胱甘肽硫轉(zhuǎn)運(yùn)蛋白、谷胱甘肽過(guò)氧化物酶、單脫氫抗壞血酸還原酶表達(dá)量也發(fā)生了顯著變化。

1.2 植物在低溫脅迫下的轉(zhuǎn)錄組學(xué)和代謝組學(xué)研究

低溫是限制作物地理分布的主要環(huán)境因素，影響了全球多數(shù)作物的生產(chǎn)。植物為了適應(yīng)寒冷環(huán)境，在感知到脅迫后會(huì)引起相關(guān)基因的表達(dá)變化，同時(shí)通過(guò)細(xì)胞內(nèi)激素（ABA、乙烯）、滲透調(diào)節(jié)物質(zhì)（腐胺、脯氨酸、甜菜堿、可溶性糖等）和活性氧清除系統(tǒng)（超氧化物歧化酶、過(guò)氧化物酶、過(guò)氧化氫酶、類(lèi)胡蘿卜素、維生素E等）來(lái)響應(yīng)低溫脅迫［19］。對(duì)低溫脅迫下檀香葉的生理生化和轉(zhuǎn)錄組測(cè)序分析顯示植物體內(nèi)丙二醛 （malondialdehyde，MDA）、脯氨酸和可溶性糖的含量積累，且超氧化物歧化酶和過(guò)氧化物酶活性會(huì)增加［20］。Long等用非靶向代謝組學(xué)檢測(cè)技術(shù)和RNA-seq技術(shù)研究馬尼拉草對(duì)低溫脅迫的響應(yīng)，證實(shí)苯丙氨酸解氨酶（phenylalanine ammonia-lyase，PAL）、脯氨酸脫氫酶（proline dehydrogenase，ProDH）、吡咯啉-5-羧酸脫氫酶（pyrroline-5-carboxylate dehydrogenase，P5CD）、吡咯啉-5-羧酸合酶 （pyrroline-5-carboxylate synthase，P5CS）和吡咯啉-5-羧酸還原酶（pyrroline-5-carboxylate reductase，P5CR）基因表達(dá)上調(diào)引起脯氨酸含量增加，而淀粉含量減少和可溶性糖含量增加則與α-淀粉酶、β-淀粉酶、己糖激酶、果糖激酶、蔗糖合酶基因表達(dá)上調(diào)有關(guān)［21］。類(lèi)似的，番茄響應(yīng)低溫脅迫，發(fā)現(xiàn)檸檬酸、順式烏頭酸和琥珀酸表現(xiàn)出與其相對(duì)應(yīng)的ATP-檸檬酸合成酶（ATP-citrate synthase，ACS）和異檸檬酸脫氫酶（isocitrate dehydrogenase，IDH）基因表達(dá)一致的累積模式，且丙氨酸和亮氨酸含量增加與丙氨酸轉(zhuǎn)氨酶（alanine aminotransferase，ALT）和支鏈氨基酸轉(zhuǎn)氨酶（branched-chain amino acid aminotransferase，BcAT）的基因高表達(dá)也密切相關(guān)［22］。這些結(jié)果表明，腐胺、脯氨酸、甜菜堿、可溶性糖、激素、超氧化物歧化酶、過(guò)氧化物酶、過(guò)氧化氫酶均參與植物響應(yīng)低溫脅迫。此外，袁景麗通過(guò)對(duì)低溫脅迫下陸地棉生理生化指標(biāo)和相關(guān)基因的表達(dá)模式進(jìn)行分析，發(fā)現(xiàn)低溫會(huì)調(diào)控花青素相關(guān)合成代謝通路的關(guān)鍵基因如GhMYB113、GhANS、GhGST、GhUFGT的表達(dá)，促使花青素含量積累，從而證實(shí)花青素可以緩解低溫對(duì)植物的傷害［23］。在代謝途徑和利用轉(zhuǎn)錄組學(xué)和代謝組學(xué)分析方法，可以篩選到差異基因和代謝物，加快解析植物響應(yīng)低溫脅迫的耐受機(jī)制，有助于開(kāi)發(fā)和推廣耐熱植物品種，以最大限度地減少低溫脅迫的影響。

1.3 植物在干旱脅迫下的轉(zhuǎn)錄組學(xué)和代謝組學(xué)研究

干旱脅迫是一種重要的非生物脅迫，它能抑制種子萌發(fā)和植物生長(zhǎng)速度，并且可以導(dǎo)致植物萎蔫、早衰和死亡。在干旱脅迫下，細(xì)胞內(nèi)的糖、氨基酸等小分子物質(zhì)可以維持細(xì)胞內(nèi)外滲透壓平衡［24-25］。Zi等研究干旱處理下玉米幼苗，通過(guò)代謝圖譜分析，證實(shí)黃酮類(lèi)、苯丙素類(lèi)、谷胱甘肽和嘌呤代謝參與對(duì)干旱脅迫的響應(yīng)［26］。Hong等指出干旱脅迫下，大麥籽粒內(nèi)β-葡聚糖含量降低和麥芽糖含量增加，同時(shí)植物次生代謝物黃酮類(lèi)化合物如山奈酚、兒茶素、薯蕷皂苷等含量普遍增加［27］。研究干旱處理下茶樹(shù)葉片，證實(shí)抑制參與TCA循環(huán)、糖酵解和氨基酸代謝相關(guān)基因的表達(dá)，增加酮戊二酸、琥珀酸和檸檬酸的含量減緩茶葉對(duì)干旱的傷害，以上結(jié)果說(shuō)明植物響應(yīng)干旱脅迫具有物種相似性［28］。植物還可以在體內(nèi)積累大量ABA，誘導(dǎo)一系列脅迫響應(yīng)基因的表達(dá)，從而幫助植物耐受干旱。如：在脅迫條件下，雙加氧酶（dioxygenase，NCED）基因?qū)τ贏BA的合成起著關(guān)鍵的作用［29］。Acevedo等發(fā)現(xiàn)過(guò)表達(dá)NCED基因的巴拉圭冬青葉片，其內(nèi)源ABA的水平提高且對(duì)干旱脅迫的耐受能力增強(qiáng)［30］。運(yùn)用氣質(zhì)聯(lián)用儀法和毛細(xì)管電泳法研究野生型擬南芥和NCED3基因敲除突變體，發(fā)現(xiàn)NCED3基因受到破壞時(shí)則會(huì)造成干旱脅迫下ABA積累的缺陷進(jìn)而減弱植物對(duì)干旱脅迫下的耐受能力［31］。此外，植物可以通過(guò)體內(nèi)活性氧清除來(lái)減輕活性氧對(duì)細(xì)胞的傷害提高對(duì)干旱的耐受力［32］。衛(wèi)凱等利用高通量Illumina Hiseq測(cè)序技術(shù)研究偏關(guān)苜蓿對(duì)干旱脅迫的響應(yīng)，發(fā)現(xiàn)與對(duì)照組相比，干旱組SOD、POD、CAT及APX活性隨著干旱程度的增加而增強(qiáng)，通過(guò)對(duì)差異基因KEGG分析和GO分析結(jié)果表明，與這些酶相關(guān)基因的bHLH轉(zhuǎn)錄因子，使SOD、POD、CAT及APX活性上升，緩解干旱脅迫造成的損傷。以上研究成果表明眾多代謝物分子與其合成相關(guān)的基因均參與植物響應(yīng)干旱脅迫，且在緩解干旱脅迫造成的損傷中發(fā)揮著重要的作用［33］。

1.4 植物在淹水脅迫下的轉(zhuǎn)錄組學(xué)和代謝組學(xué)研究

洪水是地球上最具破壞性的自然災(zāi)害之一，嚴(yán)重影響陸生植物的生長(zhǎng)、發(fā)育和抗病能力。淹水脅迫對(duì)植物最直接的影響是低氧脅迫以及由此引起的能量供應(yīng)不足，為緩解氧氣匱乏，植物會(huì)通過(guò)形態(tài)變化和生理變化以獲得維持生長(zhǎng)的氧氣和能量［34］。在淹水脅迫下，植物會(huì)通過(guò)調(diào)節(jié)糖類(lèi)、脂類(lèi)、氨基酸等物質(zhì)的含量響應(yīng)淹水脅迫。運(yùn)用代謝組數(shù)據(jù)研究大豆響應(yīng)淹水脅迫植物體內(nèi)代謝產(chǎn)物的變化，證實(shí)三羧酸循環(huán)、丙氨酸合成途徑和γ-氨基丁酸合成途徑均參與植物響應(yīng)淹水脅迫［35］。植物還會(huì)通過(guò)增加抗氧化酶活性來(lái)緩解淹水脅迫下活性氧含量增加對(duì)植株的傷害。閆臻等研究淹水脅迫下的苗期火龍果發(fā)現(xiàn)，淹水脅迫引起幼苗期火龍果根系過(guò)氧化氫和MDA含量、脯氨酸、可溶性糖和可溶性蛋白含量顯著提高，SOD、POD和CAT活性顯著提高。進(jìn)一步進(jìn)行轉(zhuǎn)錄組測(cè)序分析，篩選出來(lái)的與淹水脅迫相關(guān)的差異表達(dá)基因大多集中于糖代謝、氮代謝、乙醇代謝等方面，結(jié)果表明淹水脅迫引起火龍果根系過(guò)氧化氫積累和膜脂過(guò)氧化加劇，誘導(dǎo)保護(hù)酶活性及滲透調(diào)節(jié)物質(zhì)含量增加以抵御脅迫［36］。此外，植物激素在植物響應(yīng)淹水脅迫也發(fā)揮重要作用。Zhang等通過(guò)靶向代謝組學(xué)檢測(cè)技術(shù)和 RNA-seq技術(shù)研究柳樹(shù)對(duì)淹水脅迫的響應(yīng)，結(jié)果證實(shí)淹水脅迫使植物體內(nèi)棉子糖、茉莉酸、氨基酸（L-脯氨酸和D-脯氨酸）和脂肪酸（α-亞麻酸、9-順棕櫚烯酸和二十碳五烯酸）積累量增加，且脂肪酸合成相關(guān)基因（如長(zhǎng)鏈酰基輔酶a合成酶6 （long chain acyl-CoA synthetase 6，LACS6）和乙酰輔酶a羧化酶1 （acetyl-CoA carboxylase 1，ACC1）及ABA信號(hào)轉(zhuǎn)導(dǎo)家族PYL4基因表達(dá)上調(diào)［37］。

1.5 植物在鹽脅迫下的轉(zhuǎn)錄組學(xué)和代謝組學(xué)研究

土壤鹽堿化日益嚴(yán)重，鹽脅迫是植物面臨的主要非生物脅迫之一。鹽脅迫會(huì)使植物發(fā)生滲透脅迫、陰陽(yáng)離子失衡、活性氧（reactive oxygen species，ROS）過(guò)度積累，導(dǎo)致植物缺水、營(yíng)養(yǎng)失調(diào)、能量耗竭，最終導(dǎo)致植物死亡［38］。植物對(duì)鹽脅迫響應(yīng)包括滲透調(diào)節(jié)（如植物體內(nèi)積累脯氨酸、甘氨酸、甜菜堿、糖和多胺等生物分子，提高細(xì)胞滲透勢(shì)）、活性氧的清除（如植物體內(nèi)酶促反應(yīng)降低活性氧對(duì)細(xì)胞的損害，如CAT、SOD、POD等）、代謝調(diào)整（如植物體內(nèi)激素和類(lèi)黃酮等代謝物含量變化）、離子平衡等［39-41］。Long等研究油菜對(duì)鹽脅迫的響應(yīng)，發(fā)現(xiàn)油菜根中P5CS基因表達(dá)上調(diào)和ProDH基因表達(dá)下調(diào)，促進(jìn)脯氨酸合成，說(shuō)明植物可以通過(guò)調(diào)節(jié)油菜根內(nèi)脯氨酸的含量穩(wěn)定滲透壓［42］。Zhang等研究鹽脅迫的鐵皮石斛發(fā)現(xiàn)，參與類(lèi)黃酮合成途徑的基因表達(dá)顯著上調(diào)，且茉莉酸（JA）生物合成途徑中DoAOC、DoAOS、DoLOX2S、DoMFP和DoOPR的基因也呈現(xiàn)上調(diào)表達(dá)［43］。代謝組學(xué)分析也證實(shí)鹽脅迫誘導(dǎo)了鐵皮石斛葉片中黃酮、糖和生物堿等的積累，參與鐵皮石斛葉片組織對(duì)鹽脅迫的應(yīng)答。同時(shí)，鹽脅迫還可以通過(guò)影響植物激素的穩(wěn)態(tài)來(lái)誘導(dǎo)植物的防御信號(hào)網(wǎng)絡(luò)的建立或者通過(guò)激活抗氧化酶來(lái)觸發(fā)植物對(duì)鹽脅迫的應(yīng)答。如Shu等研究歐洲油菜響應(yīng)鹽脅迫，發(fā)現(xiàn)ABA和JA在響應(yīng)鹽脅迫過(guò)程中起著關(guān)鍵的作用，且代謝物N-乙酰基-5-羥色胺、L-半胱氨酸和 L-（+）-精氨酸在維持植物體內(nèi)ROS動(dòng)態(tài)平衡方面起關(guān)鍵作用［44］。鹽脅迫黃瓜中CsMAPK3、CsMAPK4和CsMAPK6基因表達(dá)和新疆小擬南芥ApMAPK6-1、ApMAPK6-2、ApMAPK7-1和ApMAPK7-2基因表達(dá)顯著上調(diào)，從而調(diào)控抗氧化酶系統(tǒng)來(lái)增強(qiáng)植物對(duì)鹽脅迫的耐受性［45-47］。利用轉(zhuǎn)錄組學(xué)和代謝組學(xué)，探索植物響應(yīng)鹽脅迫中表現(xiàn)出顯著性差異的基因（如二羥丙酮激酶，硫氧還原蛋白基因，金屬硫蛋白基因，MYB、AP2 /EREBP、bHLH、WRKY轉(zhuǎn)錄因子，膜轉(zhuǎn)運(yùn)蛋白HAL1，LEA蛋白，SOD，APX，谷胱甘肽硫轉(zhuǎn)運(yùn)蛋白，谷胱甘肽過(guò)氧化物酶，單脫氫抗壞血酸還原酶）和代謝物（如：海藻糖、甜菜堿、組氨酸、脂質(zhì)、甘油、葡萄糖、果糖、麥芽糖、蔗糖、矮牽牛素-3-O-蕓香糖苷、花色苷），發(fā)掘調(diào)控生物進(jìn)程的關(guān)鍵基因和關(guān)鍵代謝物，以更好地理解植物響應(yīng)鹽脅迫的過(guò)程。

1.6 植物在金屬脅迫下的轉(zhuǎn)錄組學(xué)和代謝組學(xué)研究

植物的正常生長(zhǎng)和發(fā)育需要礦物質(zhì)營(yíng)養(yǎng)，一些金屬或金屬類(lèi)物質(zhì)如銅（Cu）、鋅（Zn）、鎳（Ni）、鐵（Fe）等需要微量，過(guò)量則導(dǎo)致植物中毒［48］。其他非必需金屬或準(zhǔn)金屬元素，如鎘（Cd）、鉛（Pb）、汞（Hg），即使含量很少，也可能導(dǎo)致植物生長(zhǎng)抑制、產(chǎn)量減少、萎黃癥、水分和養(yǎng)分失衡、必需酶和蛋白質(zhì)變性、ROS的產(chǎn)生、電子傳遞鏈?zhǔn)艿礁蓴_、脂質(zhì)過(guò)氧化，甚至導(dǎo)致植物死亡［49-50］。因此，金屬污染不僅擾亂了植物的供需平衡，也使作物的產(chǎn)量減少。通過(guò)轉(zhuǎn)錄組學(xué)和代謝組學(xué)研究植物對(duì)有毒金屬及有毒金屬化合物的響應(yīng)，是探究其應(yīng)答機(jī)制的主要手段。Chen等研究低銅脅迫對(duì)葡萄的影響發(fā)現(xiàn)，當(dāng)Cu2+/Cu+被吸收并轉(zhuǎn)運(yùn)到需要的組織后，多余的Cu2+/Cu+形成螯合物儲(chǔ)存在液泡內(nèi)或被排出細(xì)胞外，抑制葉綠素的合成和PSⅡ的活性，從而影響光合作用［51］。同時(shí)在細(xì)胞內(nèi)會(huì)發(fā)生一系列氧化應(yīng)激反應(yīng)，如抗壞血酸（ascorbic acid，AsA）、Pro和生育酚含量的增加以及脫氫抗壞血酸還原酶（dehydroascorbate reductase，DHAR）、單脫氫抗壞血酸還原酶（monodehydroasorbate reductase，MDHAR）和硫氧還蛋白（Thioredoxin，Trx）活性的增加，各種激素積累量也發(fā)生變化，如ABA、CTK和油菜素內(nèi)酯（brassinolide，BR）［52］。袁俊等運(yùn)用代謝組學(xué)技術(shù)檢測(cè)鎘脅迫下的丹參，篩選到51個(gè)差異代謝物（主要是氨基酸和有機(jī)酸），且證實(shí)丹參主要通過(guò)調(diào)節(jié)氨基酸和有機(jī)酸代謝，如上調(diào)L-脯氨酸、L-組氨酸、3，4，5-三甲氧基苯甲酸和迷迭香酸增強(qiáng)對(duì)Cd的耐受性［53］。通常Cr（Ⅵ）進(jìn)入植物體中，不能通過(guò)形成重金屬植物螯合肽（phytochelatins，PC），隔離在液泡中［54］。Dubey等研究水稻根響應(yīng)Cr（Ⅵ）脅迫，轉(zhuǎn)錄組數(shù)據(jù)分析證實(shí)植物螯合素合成酶基因表達(dá)未上調(diào)，這表明PC不參與植物對(duì)Cr（Ⅵ）脅迫的響應(yīng)。但研究卻發(fā)現(xiàn)根中1 138個(gè)基因表達(dá)上調(diào)，1 610 個(gè)基因表達(dá)下調(diào)，這些差異表達(dá)的基因參與了谷胱甘肽代謝、轉(zhuǎn)運(yùn)和信號(hào)轉(zhuǎn)導(dǎo)，GC-MS和NMR數(shù)據(jù)分析結(jié)果表明，脯氨酸、乳酸、果糖、尿嘧啶和丙氨酸含量增加［55］。以上結(jié)果表明，植物激素、活性氧清除物質(zhì)、糖類(lèi)、氨基酸、脂質(zhì)既在植物響應(yīng)高溫脅迫、低溫脅迫、干旱脅迫、淹水脅迫、鹽脅迫中起著重要作用，又在植物響應(yīng)金屬脅迫中發(fā)揮著重要的作用。

1.7 植物在光脅迫下的轉(zhuǎn)錄組學(xué)和代謝組學(xué)研究

光照是植物最基本的生存條件之一，它能通過(guò)光受體調(diào)控植物的形態(tài)建成、生長(zhǎng)發(fā)育、逆境抗性、品質(zhì)形成等多個(gè)重要生理過(guò)程，決定作物產(chǎn)量和品質(zhì)。但當(dāng)光照強(qiáng)度低于或超出植物的承受范圍，其也會(huì)轉(zhuǎn)變?yōu)橹参锏囊环N非生物脅迫，從而影響植物的生長(zhǎng)發(fā)育，最終導(dǎo)致產(chǎn)量或品質(zhì)的降低［56-57］。羅正宏等在有關(guān)桑葉抗高光脅迫的研究中，采用轉(zhuǎn)錄組測(cè)序技術(shù)對(duì)桑葉進(jìn)行差異鑒定，發(fā)現(xiàn)桑樹(shù)中的3個(gè)代謝通路（水楊酸信號(hào)轉(zhuǎn)導(dǎo)途徑、苯丙素生物合成途徑、類(lèi)黃酮生物合成途徑）參與應(yīng)答紫外線脅迫，證實(shí)水楊酸通過(guò)調(diào)節(jié)葉綠素和類(lèi)黃酮含量及保護(hù)酶活性，提高桑樹(shù)的生長(zhǎng)速率和增加可溶性多糖的含量，從而使植物應(yīng)答紫外線脅迫［58］。研究藍(lán)光（blue light，BL）和綠光（green light，GL）對(duì)茶花的影響，發(fā)現(xiàn)BL可誘導(dǎo)CRY2、CRY3、SPA、HY5和R2R3-MYBs的基因表達(dá)，促進(jìn)茶樹(shù)花青素和兒茶素的積累，而GL可以誘導(dǎo)多種功能性物質(zhì)（如原花青素B2、B3和L-抗壞血酸）的積累，并抑制CRY2、CRY3和PHOT2基因表達(dá)，從而導(dǎo)致茶樹(shù)花青素積累降低［59］。而對(duì)藍(lán)光（470 nm）和紅光（660 nm）處理后的茶葉進(jìn)行揮發(fā)性物質(zhì)含量變化測(cè)定發(fā)現(xiàn)，與自然光或暗處理相比，藍(lán)光（470 nm）和紅光（660 nm）使植物體內(nèi)揮發(fā)性物質(zhì)增加，包括揮發(fā)性脂肪酸衍生物（volatile fatty acid derivatives，VFADs）、揮發(fā)性苯丙烷類(lèi)化合物（volatile phenylpropanoids benzenoids，VPBs）、揮發(fā)性萜烯（volatile terpene，VTs），且脂氧合酶、苯丙氨酸解氨酶、萜烯合酶基因表達(dá)上調(diào)，表明光波長(zhǎng)影響茶葉采摘前后葉片中揮發(fā)性物質(zhì)含量變化［60］。此外，Liu等研究紫丁香對(duì)光脅迫的響應(yīng)，發(fā)現(xiàn)光可以調(diào)節(jié)蕓香苷相關(guān)合成代謝通路的關(guān)鍵基因如4CL1、CYP73A和CYP75B1表達(dá)變化促使蕓香苷含量積累［61］。陳天池等運(yùn)用轉(zhuǎn)錄組分析弱光脅迫對(duì)葡萄幼苗的影響，結(jié)果表明低強(qiáng)度弱光脅迫對(duì)葡萄光合作用以及生理生化的影響并不顯著；隨著光強(qiáng)度的增大，過(guò)氧化氫酶活性、過(guò)氧化物酶活性和超氧化物歧化酶活性逐漸下降，同時(shí)可溶性蛋白含量下降，游離脯氨酸含量上升。結(jié)果證實(shí)在弱光脅迫下，葡萄可能通過(guò)調(diào)整活性氧清除劑的表達(dá)水平，以維持體內(nèi)活性氧的平衡狀態(tài)，同時(shí)通過(guò)調(diào)整光合色素和光反應(yīng)結(jié)構(gòu)蛋白的表達(dá)水平，以維持體內(nèi)光合作用的平衡與正常運(yùn)作［62］。這些結(jié)果表明，為響應(yīng)光脅迫，植物體內(nèi)初生代謝物和次生代謝物含量發(fā)生改變，與其相對(duì)的調(diào)控轉(zhuǎn)錄因子表達(dá)量也發(fā)生改變。通過(guò)轉(zhuǎn)錄組學(xué)和代謝組學(xué)分析植物響應(yīng)光脅迫的過(guò)程，從分子角度解釋植物響應(yīng)光脅迫時(shí)不同組織形成過(guò)程和形態(tài)變化，挖掘新的關(guān)鍵基因和轉(zhuǎn)錄調(diào)控因子，及其相對(duì)應(yīng)的代謝物，從基因和代謝物2個(gè)方面闡釋植物響應(yīng)光脅迫的整個(gè)生物學(xué)過(guò)程，為以后相關(guān)方面研究提供理論依據(jù)。

2 展望

植物對(duì)非生物脅迫的響應(yīng)是一個(gè)復(fù)雜的分子機(jī)制，不同的植物對(duì)同一非生物脅迫可能具有不同響應(yīng)機(jī)制。植物是如何同時(shí)響應(yīng)多種非生物脅迫，以及不同組織細(xì)胞間如何進(jìn)行信號(hào)轉(zhuǎn)導(dǎo)的分子機(jī)制，目前尚未清楚。利用代謝組學(xué)技術(shù)分析植物響應(yīng)非生物脅迫時(shí)代謝產(chǎn)物的種類(lèi)及其變化規(guī)律，利用轉(zhuǎn)錄組學(xué)技術(shù)挖掘代謝產(chǎn)物合成的關(guān)鍵基因和轉(zhuǎn)錄調(diào)控因子，同時(shí)結(jié)合蛋白質(zhì)組學(xué)、遺傳學(xué)、基因組學(xué)等多技術(shù)手段，加快植物抗逆性基因和轉(zhuǎn)錄調(diào)控因子的功能研究，有助于從整體水平上解析植物非生物脅迫應(yīng)答機(jī)制，為植物抗逆育種提供理論基礎(chǔ)。

參考文獻(xiàn)：

［1］許秋健，李 麗，王松標(biāo)，等. 代謝組和轉(zhuǎn)錄組聯(lián)合分析果樹(shù)生理機(jī)制的研究進(jìn)展［J］. 果樹(shù)學(xué)報(bào)，2020，37（9）：1413-1424.

［2］陳春宇. 基于轉(zhuǎn)錄組和代謝組解析五味子木脂素和黃酮生物合成途徑［D］. 長(zhǎng)春：吉林農(nóng)業(yè)大學(xué)，2020.

［3］田嘉樹(shù)，丁光榮，王曉麗，等. 基于文獻(xiàn)計(jì)量學(xué)的煙草代謝組知識(shí)圖譜分析［J］. 煙草科技，2022，55（3）：31-38.

［4］Wishart D S. Current progress in computational metabolomics［J］. Briefings in Bioinformatics，2007，8（5）：279-293.

［5］Jiao Y，Bai Z，Xu J，et al. Metabolomics and its physiological regulation process reveal the salt-tolerant mechanism in Glycine soja seedling roots［J］. Plant Physiology and Biochemistry，2018，126：187-196.

［6］Deng M，Zhang X H，Luo J Y，et al. Metabolomics analysis reveals differences in evolution between maize and rice［J］. Plant Journal，2020，103（5）：1710-1722.

［7］Barros K A，Esteves-Ferreira A A，Inaba M，et al. Diurnal patterns of growth and transient reserves of sink and source tissues are affected by cold nights in barley［J］. Plant，Cell and Environment，2020，43（6）：1404-1420.

［8］Negi P，Rai A N，Suprasanna P. Moving through the stressed genome：emerging regulatory roles for transposons in plant stress response［J］. Frontiers in Plant Science，2016，7：1448.

［9］Zhang A H，Sun H，Wang P，et al. Modern analytical techniques in metabolomics analysis［J］. Analyst，2012，137（2）：293-300.

［10］Singh S，Parihar P，Singh R，et al. Heavy metal tolerance in plants：role of transcriptomics，proteomics，metabolomics，and ionomics［J］. Frontiers in Plant Science，2016，6：1143.

［11］Gong Z Z，Xiong L M，Shi H Z，et al. Plant abiotic stress response and nutrient use efficiency［J］. Science China（Life Sciences），2020，63（5）：635-674.

［12］Maestri E，Klueva N，Perrotta C，et al. Molecular genetics of heat tolerance and heat shock proteins in cereals［J］. Plant Molecular Biology，2002，48（5/6）：667-681.

［13］Scharf K D，Berberich T，Ebersberger I，et al. The plant heat stress transcription factor （Hsf） family：structure，function and evolution［J］. Biochimica et Biophysica Acta-Gene Regulatory Mechanisms，2012，1819（2）：104-119.

［14］Yang H，Gu X T，Ding M Q，et al. Heat stress during grain filling affects activities of enzymes involved in grain protein and starch synthesis in waxy maize［J］. Scientific Reports，2018，8（1）：15665.

［15］Guo J，Gu X T，Lu W P，et al. Multiomics analysis of kernel development in response to short-term heat stress at the grain formation stage in waxy maize［J］. Journal of Experimental Botany，2021，72（18）：6291-6304.

［16］Jiao Z L，Xu W J，Nong Q D，et al. An integrative transcriptomic and metabolomic analysis of red pitaya （Hylocereus polyrhizus） seedlings in response to heat stress［J］. Genes，2021，12（11）：1714.

［17］李澳旋，呂振濤，林奕翰，等. 藥用蒲公英幼苗對(duì)高溫脅迫的響應(yīng)［J］. 山西農(nóng)業(yè)科學(xué)，2022，50（4）：510-516.

［18］Rivero R M，Ruiz J M，Garcia P C，et al. Resistance to cold and heat stress：accumulation of phenolic compounds in tomato and watermelon plants［J］. Plant Science，2001，160（2）：315-321.

［19］Li Y Y，Wang X W，Ban Q Y，et al. Comparative transcriptomic analysis reveals gene expression associated with cold adaptation in the tea plant Camellia sinensis［J］. BMC Genomics，2019，20（1）：624.

［20］Zhang X H，Teixeira da Silva J A，Niu M Y，et al. Physiological and transcriptomic analyses reveal a response mechanism to cold stress in Santalum album L. leaves［J］. Scientific Reports，2017，7：42165.

［21］Long S X，Yan F Y，Yang L，et al. Responses of Manila Grass （Zoysia matrella） to chilling stress：from transcriptomics to physiology［J］. PLoS One，2020，15（7）：e0235972.

［22］Zhang W F，Gong Z H，Wu M B，et al. Integrative comparative analyses of metabolite and transcript profiles uncovers complex regulatory network in tomato （Solanum lycopersicum L.） fruit undergoing chilling injury［J］. Scientific Reports，2019，9（1）：4470.

［23］袁景麗. 陸地棉紫化突變體HS2應(yīng)答低溫脅迫的生理生化與分子機(jī)理的初步研究［D］. 杭州：浙江理工大學(xué)，2021.

［24］Hou J F，Huang X，Sun W，et al. Accumulation of water-soluble carbohydrates and gene expression in wheat stems correlates with drought resistance［J］. Journal of Plant Physiology，2018，231：182-191.

［25］Michaletti A，Naghavi M R，Toorchi M，et al. Metabolomics and proteomics reveal drought-stress responses of leaf tissues from spring-wheat［J］. Scientific Reports，2018，8（1）：5710.

［26］Zi X J，Zhou S Y，Wu B Z. Alpha-linolenic acid mediates diverse drought responses in maize （Zea mays L.） at seedling and flowering stages［J］. Molecules，2022，27（3）：771.

［27］Hong Y，Ni S J，Zhang G P. Transcriptome and metabolome analysis reveals regulatory networks and key genes controlling barley malting quality in responses to drought stress［J］. Plant Physiology and Biochemistry，2020，152：1-11.

［28］Gai Z S，Wang Y，Ding Y Q，et al. Exogenous abscisic acid induces the lipid and flavonoid metabolism of tea plants under drought stress［J］. Scientific Reports，2020，10（1）：12275.

［29］Wang C T，Ru J N，Liu Y W，et al. Maize WRKY transcription factor ZmWRKY106 confers drought and heat tolerance in transgenic plants［J］. International Journal of Molecular Sciences，2018，19（10）：3046.

［30］Acevedo R M，Avico E H，Gonzalez S，et al. Transcript and metabolic adjustments triggered by drought in Ilex paraguariensis leaves［J］. Planta，2019，250（2）：445-462.

［31］Urano K，Maruyama K，Ogata Y，et al. Characterization of the ABA-regulated global responses to dehydration in Arabidopsis by metabolomics［J］. Plant Journal，2009，57（6）：1065-1078.

［32］Cruz de Carvalho M H. Drought stress and reactive oxygen species：production，scavenging and signaling［J］. Plant Signal Behav，2008，3（3）：156-165.

［33］衛(wèi) 凱，朱慧森，岑慧芳，等. 干旱脅迫下偏關(guān)苜蓿保護(hù)酶及轉(zhuǎn)錄組差異性分析［J］. 山西農(nóng)業(yè)科學(xué)，2022，50（3）：303-313.

［34］沈家濤，金雅芳，李金靈，等. 植物激素調(diào)控植物耐澇響應(yīng)機(jī)理研究進(jìn)展［J］. 植物生理學(xué)報(bào)，2022，58（4）：643-653.

［35］Nakamura T，Yamamoto R，Hiraga S，et al. Evaluation of metabolite alteration under flooding stress in soybeans［J］. Japan Agricultural Research Quarterly，2012，46（3）：237-248.

［36］閆 臻，齊 釗，熊 睿，等. 火龍果根系在淹水脅迫下的基因差異表達(dá)［J］. 熱帶生物學(xué)報(bào)，2018，9（3）：312-319.

［37］Zhang Q，Tang S，Li J，et al. Integrative transcriptomic and metabolomic analyses provide insight into the long-term submergence response mechanisms of young Salix variegata stems［J］. Planta，2021，253（5）：88.

［38］Ding W W，F(xiàn)ang W B，Shi S Y，et al. Wheat WRKY type transcription factor gene TaWRKY1 is essential in mediating drought tolerance associated with an ABA-dependent pathway［J］. Plant Molecular Biology Reporter，2016，34（6）：1111-1126.

［39］Verslues P E，Agarwal M，Katiyar-Agarwal S，et al. Methods and concepts in quantifying resistance to drought，salt and freezing，abiotic stresses that affect plant water status［J］. Plant Journal，2006，45（4）：523-539.

［40］Miller G，Suzuki N，Ciftci-Yilmaz S，et al. Reactive oxygen species homeostasis and signalling during drought and salinity stresses［J］. Plant，Cell and Environment，2010，33（4）：453-467.

［41］Fricke W，Akhiyarova G，Veselov D，et al. Rapid and tissue-specific changes in ABA and in growth rate in response to salinity in barley leaves［J］. Journal of Experimental Botany，2004，55（399）：1115-1123.

［42］Long W H，Zou X L，Zhang X K. Transcriptome analysis of canola （Brassica napus） under salt stress at the germination stage［J］. PLoS One，2015，10（2）：e0116217.

［43］Zhang M Z，Yu Z M，Zeng D Q，et al. Transcriptome and metabolome reveal salt-stress responses of leaf tissues from Dendrobium officinale［J］. Biomolecules，2021，11（5）：736.

［44］Shu J B，Ma X，Ma H，et al. Transcriptomic，proteomic，metabolomic，and functional genomic approaches of Brassica napus L. during salt stress［J］. PLoS One，2022，17（3）：e0262587.

［45］Xing Y，Jia W S，Zhang J H. AtMKK1 mediates ABA-induced CAT1 expression and H2O2 production via AtMPK6-coupled s[JP3]ignaling in Arabidopsis［J］. Plant Journal，2008，54（3）：440-451.

［46］張小花.外源獨(dú)腳金內(nèi)酯對(duì)黃瓜鹽脅迫耐受性的影響［D］. 蘭州：西北師范大學(xué)，2021.

［47］李曉翠. 新疆小擬南芥MAPK和MKK基因家族的鑒定及表達(dá)特征分析［D］. 石河子：石河子大學(xué)，2020.

［48］Raza A，Tabassum J，Zahid Z，et al. Advances in “Omics” approaches for improving toxic metals/metalloids tolerance in plants［J］. Frontiers in Plant Science，2022，12：794373.

［49］Raza A，Habib M，Charagh S，et al. Genetic engineering of plants to tolerate toxic metals and metalloids［M］//Handbook of bioremediation. Cambridge，MA：Academic Press，2020：411-436.

［50］Salehi H，Chehregani R A，Raza A，et al. Foliar application of CeO2 nanoparticles alters generative components fitness and seed productivity in bean crop （Phaseolus vulgaris L.） ［J］. Nanomaterials，2021，11（4）：862.

［51］Chen M，F(xiàn)ang X，Wang Z，et al. Multi-omics analyses on the response mechanisms of ‘Shine Muscat’ grapevine to low degree of excess copper stress （Low-ECS） ［J］. Environmental Pollution，2021，286：117278.

［52］Hou W H，Chen X，Song G L，et al. Effects of copper and cadmium on heavy metal polluted waterbody restoration by duckweed （Lemna minor） ［J］. Plant Physiology and Biochemistry，2007，45（1）：62-69.

［53］袁 俊，盛莎莎，劉榮鵬，等. 鎘脅迫對(duì)丹參生理特性和代謝特征的影響［J］. 植物科學(xué)學(xué)報(bào)，2022，40（3）：408-417.

［54］Panda S K，Choudhury S. Chromium stress in plants［J］. Brazilian Journal of Plant Physiology，2005，17（1）：95-102.

［55］Dubey S，Misra P，Dwivedi S，et al. Transcriptomic and metabolomic shifts in rice roots in response to Cr（Ⅵ） stress［J］. BMC Genomics，2010，11：648.

［56］姜小春. 轉(zhuǎn)錄因子HY5系統(tǒng)調(diào)控番茄高光脅迫抗性的作用及其機(jī)制研究［D］. 杭州：浙江大學(xué)，2021.

［57］張子昆，林碧英，楊永森，等. 加富CO2環(huán)境下不同紅藍(lán)光配比對(duì)蕹菜生長(zhǎng)、品質(zhì)和固碳量的影響［J］. 江蘇農(nóng)業(yè)科學(xué)，2023，51（1）：136-142.

［58］羅正宏，周 璇，趙宜婷，等. 外源水楊酸誘導(dǎo)桑葉響應(yīng)紫外線脅迫的轉(zhuǎn)錄組變化分析［J］. 蠶業(yè)科學(xué)，2019，45（6）：781-789.

［59］Zheng C，Ma J Q，Ma C L，et al. Regulation of growth and flavonoid formation of tea plants （Camellia sinensis） by blue and green light［J］. Journal of Agricultural and Food Chemistry，2019，67（8）：2408-2419.

［60］Fu X M，Chen Y Y，Mei X，et al. Regulation of formation of volatile compounds of tea （Camellia sinensis） leaves by single light wavelength［J］. Scientific Reports，2015，5：16858.

［61］Liu Y Y，Chen X R，Wang J P，et al. Transcriptomic analysis reveals flavonoid biosynthesis of Syringa oblata Lindl. in response to different light intensity［J］. BMC Plant Biology，2019，19（1）：487.

［62］陳天池，徐 濤，李學(xué)孚，等. 基于轉(zhuǎn)錄組分析弱光脅迫對(duì)葡萄幼苗的影響［J］. 生物工程學(xué)報(bào)，2022，38（10）：3859-3877.

收稿日期：2023-03-30

基金項(xiàng)目：貴州省科學(xué)技術(shù)基金（編號(hào)：黔科合基礎(chǔ)［2020］1Y115）；六盤(pán)水市科技計(jì)劃（編號(hào)：52020-2022-PT-03）；2022年度六盤(pán)水師范學(xué)院科學(xué)研究計(jì)劃（編號(hào)：LPSSYLPY202234）；貴州省大學(xué)生創(chuàng)新訓(xùn)練項(xiàng)目（編號(hào)：S202210977055、S202210977126）。

作者簡(jiǎn)介：黃亞成（1987—），男，湖南武岡人，博士，副教授，主要從事植物生物化學(xué)與分子生物學(xué)研究。E-mail：yachenghuang1314@126.com。

通信作者：劉林婭，博士，副教授，主要從事作物分子遺傳育種研究。E-mail：liulinya913@126.com。