貓傳染性腹膜炎病毒熒光定量RT-PCR 檢測方法的建立

楊 妮，韓佃剛，楊云慶，葉玲玲，李 靜，周思佳，宿 放，艾 軍，信吉閣

（1.云南農業大學動物醫學院，云南昆明 650201；2.昆明海關技術中心，云南昆明 650200）

貓傳染性腹膜炎（feline infectious peritonitis，FIP）是一種由貓傳染性腹膜炎病毒（feline infectious peritonitis virus，FIPV）感染引起的病毒性傳染病，主要臨床癥狀表現為腹膜炎、腹腔積液及各類臟器腫大[1]，是影響養貓業發展的重要疾病之一。FIPV 屬于冠狀病毒科冠狀病毒屬，為不分節段的RNA 病毒，基因組全長29.2 kb，其病毒蛋白包括4種結構蛋白[棘突蛋白（S）、包膜蛋白（E）、膜蛋白（M）、核衣殼蛋白（N）]，5 種輔助蛋白（3a、3b、3c、7a、7b）及2 種非結構蛋白（1a 和1b）[2]。其中，編碼M 蛋白和N 蛋白的基因相對保守，適合作為FIPV 檢測的分子靶標[3]。

FIP 常用的診斷方法有臨床診斷和實驗室診斷。臨床診斷取決于診斷者經驗及患病貓的臨床表現，患病貓初期臨床癥狀不明顯，病程進展有較大差異，常因誤診而貽誤治療，最終導致病貓死亡。實驗室診斷包括病理學檢查、血清學檢測和病原學檢測等[4]。病理學檢測耗時較長，制作復雜；血清學檢測適合于滲出型FIP，對于非滲出型FIP 存在一定的局限性；常規RT-PCR 檢測靈敏度低，容易出現假陰性，熒光定量RT-PCR 方法與常規RT-PCR 檢測方法相比，具有準確性好、靈敏度高和特異性強等優點[5-6]。本研究以FIPVN基因為靶序列，設計合成特異性引物及TaqMan 探針，建立了一種FIPV 實時熒光定量RT-PCR 檢測方法，并對該方法的特異性、靈敏度和重復性進行了試驗，以期為提高FIPV 檢測效率和FIPV 精準防控提供技術支撐。

1 材料與方法

1.1 材料

1.1.1 病毒 狂犬病毒（RV）、貓皰疹病毒（FHV）、貓杯狀病毒（FCV）、貓細小病毒（FPV）、犬流感病毒（CIV）、犬瘟熱病毒（CDV），由昆明海關技術中心動檢實驗室提供。

1.1.2 主要試劑和儀器 病毒RNA/DNA 提取試劑盒，購自寶日醫生物技術有限公司；One step qRT-PCR Probe Kit，購自南京諾唯贊生物科技股份有限公司；StepOne Plus Real-Time PCR System，購自ABI 公司；PUC57-FIPV-N重組質粒，由昆明擎科生物科技有限公司合成；5430R 高速臺式離心機，購自德國Eppendorf 公司；-80 ℃冰箱，購自日本SANYO 公司。

1.1.3 引物和探針設計 下載GenBank 公布的FIPVN基因序列，利用DNAMAN 生物學信息軟件分析其保守區域，用Primer 5 軟件設計特異性引物和TaqMan 探針（表1），送至昆明擎科生物科技有限公司合成。

1.2 方法

1.2.1 病毒核酸提取 按照RNA/DNA 提取試劑盒操作說明書分別提取FIPV、RV、FCV、CIV、CDV 的RNA 和FHV、FPV 的DNA，置于-20 ℃保存備用。

1.2.2 反應體系優化及擴增條件 以陽性重組質粒為模板，最低檢測Ct 值為標準，優化熒光定量RT-PCR 反應條件。反應體系20.0 μL：上下游引物各0.4 μL，TaqMan 探針0.2 μL，2×RT-PCR Buffer 10.0 μL、25×RT-PCR Enzyme Mix 1.0 μL、50×Rox 0.4 μL、模板1.0 μL，用ddH2O 補充總體積至20.0 μL。參照酶的說明書設置引物濃度為10 pmol/μL，調整探針濃度分別為2、5、10 μmol/L。擴增條件：55 ℃ 15 min；95 ℃ 30 s；95 ℃ 10 s，60 ℃ 30 s（此步驟收集熒光信號），45 個循環。

1.2.3 特異性試驗 采用建立的熒光定量RT-PCR 檢測方法，分別對FIPV、RV、FCV、CIV、CDV、FHV、FPV 核酸進行檢測，評價方法的特異性。

1.2.4 標準曲線建立和靈敏度試驗 使用微量核酸蛋白分析儀測定標準陽性重組質粒濃度，根據公式計算拷貝數（拷貝數=6.02×1023×DNA濃度/質量MW，MW=DNA 堿基數×330），得到拷貝數濃度為3.4×1011copies/μL。對陽性重組質粒進行10 倍梯度稀釋，使濃度范圍為3.4×108～3.4×101copies/μL。采用建立的熒光定量RT-PCR 檢測方法，對上述系列稀釋樣品進行測定，繪制標準曲線并評價方法的靈敏度。

1.2.5 重復性試驗 選取拷貝數濃度為3.4×108、3.4×106、3.4×104、3.4×102copies/μL的陽性質粒，采用同批次配制的熒光定量RT-PCR反應體系進行檢測，每個模板設置3 個重復，計算批內變異系數；采用不同批次配制的熒光定量RT-PCR 反應體系進行檢測，每個模板設置3 個重復，計算批間變異系數，評價方法的穩定性。變異系數計算公式為CV=（標準偏差SD/平均值Mean）×100%。

2 結果與分析

2.1 反應體系優化

結果（圖1）顯示，最終確定探針濃度為10 μmol/L。優化后的反應體系：2×RT-PCR Buffer 10.0 μL，25×RT-PCR Enzyme Mix 1.0 μL，上 下游引物（10 pmol/μL）各0.4 μL，TaqMan 探針0.2 μL，50×Rox 0.4 μL，模板1.0 μL，用ddH2O補充總體積至20.0 μL。

圖1 探針濃度優化結果

2.2 特異性試驗 利用建立的熒光定量PCR 檢測方法分別對FIPV、RV、FCV、CIV、CDV、FPV、FHV 核酸進行檢測。結果（圖2）顯示，該方法僅對FIPV 有特異性擴增，而對上述其他病毒均無擴增，表明該方法具有較強的特異性。

圖2 特異性試驗結果

2.3 標準曲線建立和靈敏度試驗 采用熒光定量RT-PCR 方法檢測系列稀釋的陽性重組質粒，以標準品拷貝數的對數值為橫坐標，以測得的Ct 值為縱坐標，繪制標準曲線。得到標準曲線方程為y=38.445 0 -3.308 3x，可信度（R2）為0.998 9，擴增效率（E）為100.5%（圖3）。對陽性重組質粒進行10 倍梯度稀釋，評價方法的靈敏度，結果（圖4）顯示，當陽性質粒拷貝數濃度為3.4 copies/μL 時，仍可見明顯擴增曲線，表明本檢測方法對FIPV 的檢測靈敏度為3.4 copies/μL。

圖3 標準曲線

圖4 靈敏度試驗結果

2.4 重復性試驗 選取3.4×108、3.4×106、3.4×104、3.4×102copies/μL 的陽性質粒模板，用本試驗建立的熒光定量RT-PCR 方法進行批內、批間重復性測試。結果（表2）顯示，該方法的批內變異系數為0.99%～4.13%，批間變異系數為1.29%～4.64%，表明該方法重復性較好。

表2 重復性試驗結果

3 討論

FIPV 于1963 年被首次報道，目前其檢測方法仍在不斷發展中，特別是在貓沒有出現體腔積液的情況下[7]。FIP 常用的診斷方法包括病理學檢測、血清學檢測、免疫組織學檢測和RT-PCR 檢測等[8]。RT-PCR 方法是擴增和檢測核酸的技術，但其靈敏度低，當腹腔積液中FIPV 含量較少時，容易造成漏檢，導致假陰性結果。實時熒光定量RT-PCR 技術具有高效、快速、定量檢測病原核酸等優勢[9]，已廣泛應用于多種病原的檢測工作。熒光定量RT-PCR 分為染料法和探針法，熒光染料如SYBR Green I 能直接與DNA 雙鏈結合，結合后產生的熒光信號可被儀器監測，熒光強度與DNA 含量成正比，但由于熒光染料能夠結合反應體系里所有的dsDNA 雙螺旋小溝區域，因此特異性不如探針法強，且對引物的特異性要求很高[10]。探針法是在上下游引物之間插入一條熒光標記探針，熒光探針與目的模板特異性結合，可大幅提高檢測特異性和靈敏度。

目前已有相關學者建立了FIPV 熒光定量RT-PCR 檢測方法。如：王元紅等[11]針對FIPVN基因設計1 對特異性引物，通過條件優化，建立了一種FIPV 的SYBR Green I 實時熒光定量RT-PCR方法，其最低檢出量為102copies/μL，靈敏度低于本研究建立的探針法；Dunbar 等[12]建立了一種從腸系膜淋巴結、細針抽吸物中檢測非滲出性FIPV的熒光定量RT-PCR 檢測方法，敏感性為90.0%，特異性為96.1%，使非滲出性FIPV 檢測成為可能；Fish 等[3]用雙標記寡核苷酸TaqMan 探針熒光定量RT-PCR 方法對205 只貓樣本進行檢測，結果發現了1 例陽性病例；Doenges 等[5]評估了熒光定量RT-PCR 方法檢測貓外周血單個核細胞、血清和無細胞體腔積液的靈敏性和特異性，結果顯示該方法特異性為100%。

本研究建立的TaqMan 熒光定量PCR 方法靈敏度高，最低檢測限為3.4 copies/μL；特異性強，與RV、FHV、FCV、FPV、CIV、CDV等均無交叉反應；重復性好，批內變異系數為0.99%～4.13%，批間變異系數為1.29%～4.64%，可成為FIPV 快速有效的檢測手段。