部分水解瓜爾豆膠對高脂高糖飲食誘導小鼠代謝紊亂的調節作用

吳塵萱， 豐 碩， 劉 軍， 李延嘯， 閆巧娟， 江正強,*

(1.中國輕工業食品生物工程重點實驗室/中國農業大學 食品科學與營養工程學院， 北京 100083；2.中國農業大學 工學院， 北京 100083)

世界范圍內2型糖尿病的發病率正在逐年上升，目前全球有3.74億人存在空腹血糖受損或糖耐量減低等癥狀；此外，全球有19億成年人存在超重現象，肥胖已超過6億人[1]。高脂高糖飲食是慢性代謝疾病(肥胖、2型糖尿病)的重要風險因素之一。流行病學調查表明，飲食調節有助于改善高血糖、高血脂或胰島素抵抗，是延遲或預防肥胖及2型糖尿病的有效干預措施[2]，因此，開發具有輔助改善糖脂代謝紊亂功能的食品已迫在眉睫。

膳食纖維無毒副作用，具有極低的血糖指數，能降低血糖血脂、提高免疫力和改善腸道環境，已被用于糖尿病患者的血糖控制以及成人膳食中的能量控制[2]。膳食纖維菊粉和β-葡聚糖已在肥胖、糖尿病等代謝疾病的防治中廣泛應用[3]。部分水解瓜爾豆膠(partially hydrolyzed guar gum, PHGG)是一種水溶性膳食纖維，平均分子質量為25 kDa，含有總膳食纖維的質量分數為90.6%，且其黏度低，耐高溫、耐酸、耐鹽并且抗消化酶，在食品工業中常作為增稠劑或乳液穩定劑[4-5]。許多研究發現，PHGG具有降膽固醇、降血脂和降血糖等利于機體代謝平衡的生理功效[6-7]。在人體臨床實驗中也證實，PHGG可被結腸內腸道菌群利用，促進擬桿菌門益生菌增殖，增加短鏈脂肪酸(short chain fatty acid，SCFAs)的含量，從而改善腸道功能[7]；在2型糖尿病模型db/db小鼠中，PHGG可顯著調節小腸黏膜上有關免疫防御和膽固醇吸收的基因表達[8]；在自發性糖尿病模型OLETF大鼠中，PHGG具有控制體質量、降低血脂、緩解組織炎癥以及改善胰島素抵抗的功效[9]。在2型糖尿病或代謝綜合征患者中，日常飲食添加PHGG可降低患者的糖化血紅蛋白(glycosylated hemoglobin，HbA1c)、游離脂肪酸(free fatty acids，FFA)以及尿蛋白排泄率，并改善心血管和體內代謝情況[10]；在健康受試者中，PHGG可調節體內血脂水平及餐后2 h血糖，提升受試者的葡萄糖耐量[11]。關于PHGG調節血糖，減少FFA已有較多實驗結論，然而在高脂高糖飲食條件下，PHGG調控糖脂代謝的保護功效及其作用機制尚不清楚。本研究擬利用高脂高糖飼料喂養誘導小鼠16周，并從誘導喂養的第8周開始加入PHGG干預，觀察小鼠血糖血脂的變化情況并探討PHGG對糖脂代謝的調控機制，希望為具有防治慢性代謝疾病潛力的PHGG功能性食品開發提供理論支持。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

ICR(CD- 1)小鼠(雄性，3周齡)，北京維通利華實驗動物技術有限公司，實驗動物生產許可證號：SCXK(京)2016- 0006。

PHGG，北京瓜爾潤科技有限公司，生產控制參照GB 1886.301—2018《食品安全國家標準 食品添加劑 半乳甘露聚糖》；小鼠低脂對照飼料和高脂高糖飼料，北京科澳協力飼料有限公司。低脂對照飼料中脂肪、碳水化合物和蛋白質的供能比分別為10%、70%和20%；高脂高糖飼料中脂肪、碳水化合物和蛋白質的供能比分別為42%、42.7%和15.2%。

二甲雙胍，華中海威(北京)基因科技有限公司；葡萄糖(glucose，GLU)、甘油三酯(triacylglyceride，TG)、膽固醇(totalcholesterol，TC)、低密度脂蛋白膽固醇(low-density lipoprotein cholesterol，LDL- C)、游離脂肪酸，南京建成生物科技有限公司；胰島素(insulin，INS)、糖化血紅蛋白、脂聯素(adiponectin)、胰高血糖素樣肽-1(glucagon-like peptide-1，GLP- 1)和葡萄糖依賴性促胰島素多肽(glucose-dependent insulinotropic polypeptide，GIP)，上海鑫樂生物科技有限公司；Trizol 試劑，美國賽默飛公司； GoScriptTMreverse transcription system 反轉錄試劑盒，美國Promega公司；TB Green?Premix Ex TaqTMⅡ (Tli RNaseH Plus) qPCR試劑，寶日醫生物技術(北京)有限公司；一抗GPR43和GAPDH，北京博奧森生物技術有限公司；辣根過氧化物酶標記的兔二抗，美國Cell Signaling Technology公司。

1.2 儀器與設備

易準GA- 3型血糖儀及試紙，三諾生物傳感股份有限公司；BS- 330型全自動生化分析儀，深圳麥瑞有限公司；CK40型光學顯微鏡，日本Olympus公司；1260型高效液相色譜儀，美國Agilent公司；Multiskan FC型酶標儀，賽默飛世爾科技(中國)有限公司；CFX ConnectTM型實時定量PCR儀、ChemiDoc XRS型顯影系統，美國BIO- RAD公司。

1.3 實驗方法

1.3.1模型建立與飼養

小鼠飼養溫度為(23 ± 2) ℃，相對濕度50%～60%，12 h光照循環，自由攝食飲水。動物實驗符合國家《實驗動物管理條例》。飼喂3周齡雄性ICR小鼠，適應性喂養1周后，隨機抽取8只小鼠作為正常組，飼喂低脂對照飼料，其余小鼠以高脂高糖小鼠飼料喂養8周構建模型，與正常組相比體質量超重40%的小鼠視為高脂高糖飼料誘導成功的模型。將模型小鼠隨機分為5組，每組8只，分別為模型組、二甲雙胍組、PHGG低劑量組(PHGG- L)、PHGG中劑量組(PHGG- M)和PHGG高劑量組(PHGG- H)。灌胃劑量按照小鼠單位體質量計算，根據團隊前期預實驗結果，設定PHGG- L、PHGG- M和PHGG- H組灌胃PHGG的劑量分別為750、1 500、3 000 mg/(kg·d)，陽性對照組灌胃二甲雙胍，劑量為150 mg/(kg·d)；正常組和模型組給予等體積的生理鹽水，連續灌胃給藥8周。灌胃期間，正常組飼喂低脂對照飼料，其余各組小鼠繼續飼喂高脂高糖飼料，每周測定小鼠體質量。

1.3.2口服葡萄糖耐受實驗及胰島素耐受實驗

口服葡萄糖耐受實驗(oral glucose tolerance test，OGTT)在灌胃給藥開始前和灌胃第6周進行。參照Jun等[12]實驗方法，小鼠禁食12 h后，葡萄糖按照2 g/kg劑量灌胃，尾尖采血，測定小鼠在灌胃葡萄糖后0、30、60、90、120 min的血糖水平。胰島素耐受實驗(insulin tolerance test，ITT)在灌胃第7周進行，小鼠禁食4 h后，胰島素按照1 IU/kg劑量腹腔注射，尾尖采血，測定小鼠在腹腔注射胰島素后0、15、30、45、60、90 min的血糖水平。梯形法計算曲線下面積。

1.3.3組織采集處理

給藥期結束后，將小鼠隔夜禁食，眼眶取血后處死，取100 μL血液，收集血紅細胞，其余室溫靜置1 h，3 500 r/min離心10 min，留取上層血清。取小鼠小腸、盲腸、附睪脂肪。分離的血清和臟器均于-80 ℃保存備檢。

1.3.4生化指標測定

血清樣本用于測定TC、TG、LDL、FFA、脂聯素、GIP和GLP- 1含量，血紅細胞樣本用于測定HbA1c含量，采用酶標儀檢測，并按照試劑盒的相關說明操作。

1.3.5脂肪組織蘇木精-伊紅染色

參照Jun等[12]的方法進行蘇木精- 伊紅染色(H&E染色)。取小鼠腹部脂肪組織，大小約2 mm×15 mm×10 mm，用質量分數為4%的多聚甲醛固定；將組織按照從低到高的酒精濃度浸泡脫水，并在二甲苯中透明處理，浸入已溶化的石蠟中包埋并按照5 μm厚度切片；利用二甲苯脫蠟，并由高濃度到低濃度的酒精浸泡漂洗；蘇木精水溶液中染色30 min，酸水及氨水中分色，流水沖洗1 h再浸入體積分數為70%和90%的乙醇中脫水，置于酒精伊紅染色液染色2～3 min，無水乙醇脫水，二甲苯透明，樹膠封片。

1.3.6短鏈脂肪酸質量濃度的測定

參考Dostal[13]的方法提取盲腸內容物中的SCFAs并利用高效液相色譜分析。稱取一定的樣品，按照4 g/mL質量濃度加入超純水勻漿，12 000 r/min離心10 min，收集上清液100 μL。依次加入50 μL濃鹽酸，2.5 mL乙醚，室溫靜止20 min。收集上層有機相，加入1 mol/L的NaOH 500 μL，室溫靜止20 min，收集下層水相，0.22 μm濾膜過濾，進行高效液相色譜分析。高效液相色譜分析條件：高效液相色譜儀和Hi- Plex H型色譜柱(300 mm×6.5 mm，80 um)；流動相A為純水，流動相B為5 mmol/L硫酸，混合體積比為流動相A∶B=2∶3，流速為0.5 mL/min，柱溫55 ℃；進樣量10 μL；VWD型紫外檢測器，檢測波長210 nm。

1.3.7小鼠脂肪組織中炎性細胞標記基因mRNA轉錄水平的測定

利用Trizol試劑提取小鼠組織中的總RNA，按照反轉錄試劑盒說明書方法合成cDNA，cDNA合成反應體系中包含100 ng總mRNA。cDNA合成PCR參數設置為25 ℃,10 min；45 ℃,90 min；85 ℃, 10 min。實時定量PCR反應體系20 μL，包含1×TB Green?Premix Ex TaqTMⅡ (Tli RNaseH Plus)染料、0.4 μmol/L上下游引物、100 ng cDNA。95 ℃預變性30 s，熱循環條件為95 ℃反應5 s，60 ℃反應30 s，72 ℃反應30 s，交替進行40個循環，每個循環結束后測定熒光強度。引物設計參考Pinheiro等[14]的方法，F4/80上游引物5′-CCTGAACATGCAACCTGCCAC-3′、下游引物5′-GGGCATGAGCAGCTGTAGGATC-3′，CD11：上游引物5′-AGCAGGTGGCATTGTGGGAC-3′、下游引物5′-ACCTCTGTTCTCCTCCTCTCCG-3′，β-actin：上游引物5′-GACTCCTATGTGGGTGACGA-3′、下游引物5′-ACGGTTGGCCTTAGGGTTCA-3′。β-actin作為內參基因，mRNA相對表達量用2-ΔΔCt法計算。

1.3.8小鼠小腸中短鏈脂肪酸受體GPR43的蛋白表達測定

利用含蛋白酶抑制劑的RAPI(中等強度)裂解液冰上裂解100 mg小腸組織30 min，4 ℃離心(12 000 r/min，15 min)，收集上清液。按照BCA蛋白定量試劑盒使用說明書測定蛋白含量。以50 μg的上樣量，在質量分數為10%的聚丙烯酰胺凝膠中進行十二烷基硫酸鈉- 聚丙烯酰胺(SDS- PAGE)電泳。400 mA濕轉90 min轉到硝化纖維膜，使用含有質量分數為5%的脫脂奶粉的TBS- T溶液(Tris 10 mmol/L，NaCl 150 mmol/L，質量分數為0.1%的Tween20，pH值8.0)封閉1 h；按照1∶1 000比例稀釋一抗GPR43和GAPDH，4 ℃孵育過夜后洗膜3次；將辣根過氧化物酶標記的兔二抗，按1∶5 000的比例稀釋，室溫孵育2 h；TBST 洗滌； ECL化學發光顯影、定影，ChemiDoc XRS系統進行顯影處理，并用ImageJ軟件對結果進行定量分析。

1.4 數據處理

采用Graphpad prism 7軟件對結果進行統計分析，數據采用平均值±標準偏差表示；采用One-Way ANOVA的Tukey’s多重檢驗對數據進行分析，P<0.05表示顯著差異。

2 結果與分析

2.1 PHGG對高脂高糖飲食小鼠體質量變化的影響

PHGG對小鼠體質量及增長率的影響，實驗結果見表1。表1顯示，高脂高糖飼料喂養8周后小鼠體質量顯著升高。開始灌胃后，各組的飲食條件不變。與正常組相比，模型組小鼠在高脂高糖飼料喂養下體質量及增長率持續升高。灌胃二甲雙胍后小鼠的體質量比初始下降4.34%。灌胃8周不同劑量PHGG后，小鼠的體質量均顯著低于模型組，體質量增長率降低，表明PHGG可控制高脂高糖飲食下的小鼠體質量增長。

表1 PHGG對小鼠體質量及增長率的影響Tab.1 Effect of PHGG on mice bodyweight

2.2 PHGG對高脂高糖飲食小鼠葡萄糖及胰島素耐量的影響

PHGG對高脂高糖飲食小鼠葡萄糖及胰島素耐量的影響，實驗結果見圖1。由圖1(a)、(b)可見，灌胃初始時，高脂高糖飲食誘導的小鼠空腹血糖升高且糖耐量受損。由圖1(c)可見，在灌胃6周后，模型組小鼠的空腹血糖為8.63 mmol/L，高于正常組94.51%，OGTT曲線下面積(area under curve，AUC)顯著升高。與模型組相比，PHGG和二甲雙胍均降低了高脂高糖飲食誘導小鼠的空腹血糖。由圖1(d)可見，PHGG- L、PHGG- M、PHGG- H和二甲雙胍組小鼠的OGTT曲線下面積分別比模型組降低20.6%、35.49%、28.62%和41.80%，說明PHGG可以改善高脂高糖飲食誘發的空腹血糖受損及糖耐量減低，有助于延緩2型糖尿病的發生。

ITT曲線反映小鼠的胰島素耐量。由圖1(e)和圖1(f)可見，正常組小鼠在注射胰島素后血糖值最大下降至初始血糖值的49.98%。與模型組小鼠相比，PHGG- L、PHGG- M、PHGG- H和二甲雙胍組的ITT曲線各時間點的血糖更低，曲線下面積分別下降了8.2%、29.51%、17.32%和42.10%，顯著改善小鼠的胰島素耐量和敏感性。

2.3 PHGG對高脂高糖飲食小鼠血糖穩態的影響

PHGG對小鼠血糖穩態的影響，實驗結果見表2。由表2可知，模型組小鼠在攝入高脂高糖飲食16周后，空腹血清葡萄糖和胰島素水平顯著高于正常組小鼠，胰島素抵抗指數(4.70 mol/IU)比正常組(0.92 mol/IU)增加了5.1倍， 糖化血紅蛋白(HbAlc)含量(998.97 μg/mL)是正常組小鼠的(299.21 μg/mL)3.3倍。二甲雙胍及PHGG干預后各組小鼠體內HbAlc含量顯著降低。PHGG- L組的血清葡萄糖含量和胰島素抵抗指數顯著下降，但血清胰島素含量未出現明顯變化。二甲雙胍、PHGG- M及PHGG- H組小鼠的血清葡萄糖含量分別下降至4.48、5.24、5.37 mmol/L，胰島素含量分別下降至10.58、11.94、12.17 pmol/L，胰島素抵抗指數比模型組分別下降了61.36%、49.68%、48.11%。研究結果表明，PHGG可維持小鼠基礎狀態胰島素分泌的穩定以及葡萄糖穩態。

2.4 PHGG對高脂高糖飲食小鼠脂質代謝的影響

PHGG干預對高脂高糖飲食小鼠的血脂代謝影響情況見表3。不同劑量PHGG干預后，小鼠血清中的TG含量下降效果與二甲雙胍組(1.54 mmol/L)一致。與模型組相比，PHGG- M和PHGG- H組的TC、LDL- C和FFA水平均顯著下降，其中，PHGG- M組的TG、TC、LDL- C和FFA水平比模型組分別降低了21.56%、32.67%、25.66%和22.91%；此外，高脂高糖誘導后小鼠體內脂聯素的質量濃度(8.44 mg/L)比正常組的(11.76 mg/L)下降28.23%，而二甲雙胍、PHGG- M及PHGG- H組小鼠的脂聯素水平與正常組無顯著性差異。該結果提示，PHGG可改善小鼠體內脂代謝紊亂，并且PHGG血糖調節作用與脂肪組織相關。

PHGG對小鼠脂肪組織及體脂率的影響見圖2。圖2表明，模型組小鼠腹部脂肪及皮下脂肪質量顯著高于正常組；與模型相比，PHGG- L組小鼠的腹部脂肪和皮下脂肪質量未出現顯著性差異(P>0.05)，但PHGG- M組腹部脂肪降低35.56%，皮下脂肪降低41.20%，效果接近二甲雙胍組。該結果與血清脂代謝數據變化規律一致，表明PHGG對小鼠體質量的調控可能與控制小鼠脂肪含量相關，但不存在劑量依賴關系，其中1 500 mg/(kg·d)的PHGG(PHGG- M組)效果較佳。

##表示模型組與正常組相比差異極顯著(p<0.01)；*表示與模型組相比差異顯著(P<0.05)；**表示與模型組相比差異極顯著(p<0.01)。AUC表示曲線下面積。圖1 PHGG對小鼠葡萄糖耐量和胰島素耐量的影響Fig.1 Effect of PHGG on OGTT and ITT of mice

選定PHGG- M組劑量開展研究。利用H&E染色觀察PHGG對小鼠腹部脂肪組織形態的影響，實驗結果見圖3。由圖3(a)、圖3(b)可知，正常組小鼠腹部脂肪組織的細胞大小排列整齊，有完整的脂肪小葉結構；模型組脂肪細胞明顯增生肥大，細胞平均直徑比正常組增大88.70%，脂肪細胞成團狀分布，邊緣模糊。與模型組相比，二甲雙胍組和PHGG中劑量組的脂肪細胞平均直徑分別減少27.10%和17.00%，脂肪積累明顯被抑制。脂肪組織mRNA表達情況見圖3(c)，模型組的腹部脂肪組織中巨噬細胞的標記基因F4/80和CD11表達顯著上升，而二甲雙胍與PHGG- M處理后F4/80和CD11的表達分別下降42.30%和63.80%，推測PHGG減輕了小鼠腹部脂肪組織的炎性細胞。

表2 PHGG對小鼠血糖穩態的影響Tab.2 Effect of PHGG on glucose homeostasis in mice

表3 PHGG對小鼠脂質代謝的影響Tab.3 Effect of PHGG on lipid metabolism in mice

#表示模型組與正常組相比差異顯著(P<0.05)，*表示與模型組相比差異顯著(P<0.05)，**表示與模型組相比差異極顯著(P<0.01)。圖2 PHGG對小鼠脂肪組織及體脂率的影響Fig.2 Effects of PHGG on adipose tissue and body fat percentage in mice

2.5 PHGG對小鼠GIP及GLP- 1分泌的影響

GIP和GLP- 1是具有降糖降脂功能的腸源性激素，對胰島素及脂聯素的分泌有促進作用。PHGG對小鼠GIP及GLP- 1分泌的影響，實驗結果見表4。表4顯示：模型組小鼠的GLP- 1濃度(33.26 pmol/L)比正常組(80.32 pmol/L)減少58.59%(P>0.05)；二甲雙胍、PHGG- M和PHGG- H組小鼠的GLP- 1濃度分別上升到75.86、67.76、63.82 pmol/L，與正常組之間無顯著性差異，表明PHGG可促進GLP- 1分泌。各組之間GIP含量無顯著性差異。

2.6 PHGG對小鼠體內的短鏈脂肪酸及其受體表達的影響

SCFAs由腸道菌群代謝產生，被腸內分泌細胞上的SCFAs受體識別后可誘導GLP- 1等腸道激素分泌。由表3可知，PHGG- M組調控代謝的效果較佳，故選定該劑量開展以下研究。PHGG對小鼠體內SCFAs含量的影響，實驗結果見表5。由表5可見，模型組小鼠盲腸內容物中的乙酸、丙酸和丁酸含量均低于正常組小鼠。灌胃PHGG后，小鼠盲腸中丙酸含量(0.47 mg/g)比模型組(0.13 mg/g)提升2.61倍，丁酸含量(1.79 mg/g)比模型組(0.22 mg/g)提升7.14倍。

圖(a)中：A.正常組；B.模型組；C. 二甲雙胍組；D. PHGG- M組。##表示模型組與正常組相比差異極顯著(P<0.01)；**表示與模型組相比差異極顯著(P<0.01)。圖3 PHGG對小鼠脂肪細胞的影響Fig.3 Effect of PHGG on adipose tissue in mice

表4 PHGG對小鼠GLP- 1及GIP分泌的影響Tab.4 Effect of PHGG on secretion of GLP- 1 and GIP in mice

蛋白免疫印跡檢測小腸中SCFAs受體的表達水平，實驗結果見圖4。由圖4可見，模型組小鼠小腸的SCFAs受體GPR43的表達水平低于正常組。灌胃8周PHGG后，小鼠腸道內GPR43的蛋白表達上升63.30%。由此說明，PHGG提升了高脂高糖飲食小鼠的腸道中SCFAs的含量，同時上調了SCFAs受體的表達。

表5 PHGG對小鼠盲腸內短鏈脂肪酸含量的影響Tab.5 Effect of PHGG on several SCFAs concentrations in cecal of mice mg/g

#表示模型組與正常組相比差異顯著(P<0.05)；*表示與模型組相比差異顯著(P<0.05)；##表示模型組與正常組相比差異極顯著(p<0.01)；**.與模型組相比差異極顯著(p<0.01)。圖4 PHGG對小鼠腸道中短鏈脂肪酸受體表達的影響Fig.4 Effect of PHGG on expression of SCFAs receptors in mice

3 討 論

攝入適量的膳食纖維能降低糖尿病的患病風險，其臨床試驗效果可與目前的藥物媲美[15-16]。PHGG被視為一種安全、天然的可溶性膳食纖維，具有降糖、降脂和改善腸道健康的生理作用[6,17]；此外，當PHGG以36 g/d的劑量對成年男性給藥4周時，沒有出現副作用[18]。結合前期預實驗，本實驗設定PHGG的劑量為750、1 500、3 000 mg/(kg·d)，發現PHGG可以發揮穩定有效的代謝調節作用。在實驗過程中用高脂高糖飼料喂養小鼠16周，誘導小鼠出現體質量及體脂率增加，空腹血糖受損和糖耐量減低等癥狀。每天灌胃1 500 mg/(kg·d)的PHGG后，模型小鼠的糖耐量及胰島素耐量提升，空腹血糖、空腹胰島素、HbA1c以及胰島素抵抗指數下調，生理狀態接近二甲雙胍干預組(圖1和表2)，表明PHGG可增強胰島素敏感性，降低高脂高糖飲食引發的胰島素代償性上升，改善高脂高糖飲食小鼠的血糖穩態。相同的是，有研究表明，給非胰島素依賴的糖尿病OLETF大鼠補充PHGG后，大鼠的空腹血糖、OGTT的2 h血糖和血漿葡萄糖有顯著改善[9]。

高脂高糖飲食誘發的脂代謝紊亂是加重胰島素抵抗的危險因素之一。一方面，肥大增生的脂肪細胞會釋放過量FFA[19]；另一方面，脂肪組織可產生慢性炎癥，抑制脂聯素的分泌[20]，從而降低靶組織的胰島素敏感性[21-22]。增加膳食纖維的攝入量可改善機體的脂代謝，如Wistar大鼠連續47 d食用含有質量分數為15%的發酵藜麥的飼料后，血糖、血脂水平以及附睪脂肪組織的積累均有所降低[23]；由117名超重或肥胖年輕人的一周飲食調查記錄中發現，膳食纖維攝入量與TG含量呈負相關[24]；12名健康志愿者每餐補充6 g PHGG后，體內的TC、TG和LDL水平降低，同時糖耐量提升[11]。此外，在一項關于2型糖尿病和代謝綜合征患者的臨床研究中表明，患者的日常飲食中添加PHGG對TC和LDL- C無效，但能減輕患者體質量，降低HbA1c和反式FA。與其他膳食纖維相比，本實驗中PHGG不僅能維持高脂高糖飲食小鼠的脂肪組織的正常形態，降低血清中的游離FA(圖2，圖3和表3)，更值得注意的是，高脂高糖飲食小鼠補充PHGG后脂肪細胞中的脂聯素可以恢復到正常分泌水平(表3)，有助于提高胰島素敏感性，從而緩解胰島素抵抗，對改善體質量及胰島素抵抗具有積極意義。

此外，腸道激素促進胰島素和脂聯素的分泌，PHGG的代謝調節作用與之密切相關[11]。研究表明，PHGG影響GIP及GLP- 1等傳遞飽腹感信號的腸肽激素分泌，進而減慢健康受試者的胃排空速度，增加受試者的飽腹感[25]。補充GLP- 1受體激動劑被確認為是2型糖尿病和肥胖的有效治療策略[26]，例如飼喂正常大鼠含有質量分數為20%的瓜爾豆膠的飼料后，血清中GLP- 1含量隨喂養時間延長而升高[27]；抗性淀粉可通過刺激GLP- 1和PYY的分泌減少脂肪[28-29]。此外，膳食纖維的黏度及水溶性影響GLP- 1的分泌，而甘露聚糖類的水溶性膳食纖維對GLP- 1的刺激效果顯著優于纖維素和菊粉等膳食纖維[30]。PHGG是含有β-半乳糖苷取代側鏈的甘露聚糖類水溶性膳食纖維，額外補充1 500 mg/(kg·d)的PHGG的小鼠比高脂高糖飲食小鼠血清中的GLP- 1提升1倍，使其恢復到正常水平(表4)，表明PHGG的干預刺激了小鼠GLP- 1的分泌。

內源性GLP- 1的分泌與腸道菌群代謝產物密不可分[26]。腸道菌群可利用膳食纖維代謝生成SCFAs，激活腸道內分泌細胞上相應的G蛋白偶聯受體GPR43，刺激腸內分泌細胞，提升腸道激素分泌，緩解胰島素抵抗[31]。在體外結腸培養模型中，SCFAs對分泌GLP- 1的腸L細胞有持續的刺激效果[32]。給大鼠結腸灌注SCFAs可刺激GLP- 1急性釋放[33]；在小鼠體內，SCFAs刺激GPR43使分泌GLP- 1的細胞數量增加2倍[34]；給無菌豬補充外源性SCFAs，可有效增加豬血清中的脂聯素水平，同時增加GPR43蛋白的表達[35]。目前關于GPR43在代謝調節中的作用存在著相互矛盾的研究文獻，有研究表明，高脂飼養的GPR43基因敲除小鼠與野生型小鼠相比，具有較高的葡萄糖耐量和較輕的體質量[36]。本實驗發現，可溶性膳食纖維PHGG將胰島素抵抗小鼠盲腸中的丁酸含量提高7.14倍(表5)，大幅提升了腸道組織中短鏈脂肪酸受體GPR43的表達(圖4)，推測該作用對腸道激素的分泌可產生有利影響。類似的是，青錢柳多糖處理大鼠后SCFA受體GPR41和GPR43表達明顯增多，同時上調GLP- 1和PYY的表達[37]。糖尿病、腎病大鼠在飼喂含有抗性淀粉或纖維素的飼料后，腸道菌群明顯改善，SCFAs產量增多，并且膳食纖維通過GPR43介導對大鼠的保護作用[38]。不僅如此，有研究表明PPHGG提升db/db雄性小鼠結腸黏膜的宿主防御功能，該功能可以影響小鼠的脂質代謝[8]，但也有研究發現，菊粉改善糖脂代謝紊亂的作用不依賴于SCFAs或GPR43介導[12]。鑒于不同膳食纖維的結構復雜多變，誘導糖脂代謝紊亂的因素眾多，在未來需要更多有關膳食纖維精準化利用的研究支撐。

4 結 論

本研究利用PHGG對高脂高糖飲食誘導小鼠的糖脂代謝穩態及腸道環境進行調節。研究結果表明：PHGG可控制體質量增加、降低空腹血糖、提升糖耐量、改善血脂異常并保護脂肪組織形態，具有良好的降糖降脂功效；同時，PHGG可增加腸道中短鏈脂肪酸的含量，將腸道中短鏈脂肪酸受體GPR43的蛋白表達提升了63.30%，促進了GLP- 1的分泌，有效改善腸道環境。本研究表明，PHGG可改善高脂高糖飲食誘發小鼠的代謝紊亂，降低糖尿病、肥胖等發生的風險。將PHGG作為防治糖尿病及肥胖的功能性食品具有廣闊的應用前景。