全自動免疫親和固相萃取超高效液相色譜法測定糧油中黃曲霉毒素

李 麗 吳 宇 王海波 葉 金 軒志宏劉洪美 王松雪 張 峰 何建洪

(國家糧食和物資儲備局科學研究院1，北京 100037) (廣西-東盟食品檢驗檢測中心2， 南寧 530021) (睿科儀器(廈門)有限公司3，廈門 361006)

黃曲霉毒素(Aflatoxins，AFT) 是黃曲霉、寄生曲霉等代謝產生的一類結構相似的化合物，常見的有黃曲霉毒素B1、B2、G1、G2四種，其中以黃曲霉毒素B1的毒性最大，被世界衛生組織列為I類致癌物。黃曲霉毒素廣泛存在于玉米、稻谷、花生、棉籽及一些堅果類食品和飼料中。對人畜有強烈的致病性、致癌性，是危害最嚴重的真菌毒素之一，受到世界各國的廣泛關注[1-3]。鑒于黃曲霉毒素對人類的的危害，我國在2016年頒布的《食品中真菌毒素限量》分別規定了糧油中黃曲霉素B1的限量值[4]。

黃曲霉毒素的檢測方法有很多種，其中薄層色譜法[5]由于溶劑消耗量大、重現性差等原因使用較少，酶聯免疫吸附法[6]和膠體金試紙條法[7]多用于黃曲霉毒素的快速篩查，液相色譜質譜聯用法[8-11]主要用于多種真菌毒素同時監測，但由于儀器昂貴，使用成本較高。免疫親和柱具有有機溶劑消耗少、基質干擾少、特異性強、靈敏度高和適用于各種復雜基質的樣品等特點[12,13]，因此免疫親和層析凈化高效液相色譜法是目前國際上普遍采用的黃曲霉毒素精確定量和確認的方法[14-16]。大部分實驗室對樣品中黃曲霉毒素檢測前處理時采用手動凈化。而手動凈化由于過程繁瑣、耗時長等因素制約，導致每天處理樣本量少。當樣品量較大時，存在時效性差、人為因素影響大等問題。S. Jinap等[17,18]建立了免疫親和柱在線凈化高效液相色譜法檢測花生、無花果干、紅辣椒粉等樣品中的黃曲霉毒素，但該方法干擾較多，樣本量大時，容易堵塞色譜柱,且處理結果時需要扣除空白才能定量，處理數據方法較為復雜。

基于上述問題，本研究采用全自動固相萃取技術，結合免疫親和柱建立了全自動免疫親和柱固相萃取超高效液相色譜法高通量檢測糧油中黃曲霉毒素的方法。本方法簡化了前處理過程，提高檢測的自動化水平和檢測效率，可以滿足大規模樣品準確定量的需求。

1 材料與方法

1.1 儀器與試劑

Fotector Plus全自動固相萃取儀，Waters I-Class超高效液相色譜儀，AutoEVA-60全自動濃縮氮吹儀，固相萃取儀同，Evergreen TREA黃曲霉毒素免疫親和柱。

甲醇、乙腈：HPLC級；PBS鹽包、曲拉通-100：分析純；國家有證標準物質GBW(E)100302甲醇中黃曲霉毒素B1；黃曲霉毒素B2、G1、G2標準品(純度≥99%)；自然污染黃曲霉毒素有證標準物質和質控樣品：花生油中黃曲霉毒素B1質控樣、大米粉中黃曲霉毒素B1和玉米赤霉烯酮質控樣、玉米粉中黃曲霉毒素B1標準物質GBW(E)100386和玉米全粉空白(DON、ZEN、AFS)。

1.2 實驗方法

1.2.1 樣品準備

配制高、中、低三種濃度黃曲霉毒素玉米、糙米和花生油加標樣品。

自然污染真菌毒素有證標準物質和質控樣品直接稱量使用。

1.2.2 儀器條件

WATERS I CLASS 配熒光檢測器(大體積流通池)。

色譜柱：Waters BEH-C18柱(2.1 mm×100 mm,1.7 μm)，柱溫：40 ℃。

流動相：A相：乙腈∶甲醇(體積比為1∶1);B相：水，A∶B=35∶65，等梯度洗脫。

流速為0.3 mL/min，進樣量為10 μL。

激發波長：365 nm；發射波長463 nm。

1.2.3 樣品前處理方法

準確稱取(5±0.01) g樣品，加入20 mL 84/16乙腈/水，振蕩提取30 min或均質3 min，7 000 r/min離心5 min或定性濾紙過濾，取4 mL上清液加入46 mL 0.1% PBST緩沖液，取全部稀釋液于全自動固相萃取儀80 mL上樣架上，運行編輯完成的儀器方法對樣品進行自動凈化(具體步驟詳見表1)。將洗脫液直接與收集架一起轉移到全自動氮吹儀內于50 ℃以下氮氣吹干，用1 mL流動相溶解殘渣，供液相色譜測定。

表1 全自動固相萃取步驟

2 結果與討論

2.1 免疫親和柱的性能評價

免疫親和柱是糧油食品檢測凈化的關鍵耗材。但是，由于免疫親和柱生產工藝不同，導致各品牌免疫親和柱產品性能和質量差異較大。因此，需要對免疫親和柱性能進行評測，主要考察免疫親和柱的柱本底、柱容量和柱回收等參數。

本研究選取的親和柱柱本底未檢出、柱容量滿足標準GB 5009.22—2016《食品中黃曲霉毒素B族和G族的測定》相關要求的3個品牌親和柱開展柱回收評價實驗。

基于實際檢測的要求，考察定量限附近、限量值、標準曲線上限附近三個濃度水平，按照3水平6平行的原則，每批次隨機抽取18根進行評測。按照1.2.3的方法處理玉米粉陰性樣本，獲得玉米粉陰性樣本的稀釋液，在稀釋液中添加一定量的黃曲霉毒素綜合評測免疫親和柱的精確性。結果如表2所示。

表2 不同品牌黃曲霉毒素免疫親和柱柱回收評價結果

從表2可知，品牌A和品牌C黃曲霉毒素免疫親和柱對AFB1、AFB2、AFG1、AFG2四種黃曲霉毒素的回收率均在85%以上，相對標準偏差小于4.6%，滿足實驗需要。但是B品牌的黃曲霉毒素免疫親和柱對AFG2的吸附率較低，回收率低于50%，不適用于本方法的研究。在本實驗中我們隨機選取同一批次A品牌的免疫親和柱開展后續研究。

2.2 稀釋液的優化

由于免疫親和柱對有機溶劑的耐受性是有限的，所以樣品經提取液提取后，需對提取液進行稀釋才可以過柱。考慮到糧食樣本中玉米基質較為復雜，所以分別用水、磷酸鹽緩沖液(PBS)、0.1 %曲拉通-磷酸鹽緩沖液(0.1 %PBST)三種稀釋液稀釋玉米粉提取液，考察稀釋液對檢測結果準確性的影響，結果見表3。

表3 不同稀釋液的比較(n=6)

通過t檢驗，兩兩之間沒有顯著區別，但在實際操作過程中，由于糧食基質較為復雜，提取后用水或者PBS稀釋，稀釋液比較渾濁，過濾后也沒有明顯的改善。但是加入0.1% PBST后，稀釋液變得澄清，不容易堵柱，譜圖雜峰干擾少。所以選擇0.1%PBST作為稀釋液。

圖1 上樣流速對黃曲霉毒素回收率的影響(n=6)

2.3 上樣流速的優化

為了縮短上樣時間，同時保證待測毒素全部吸附到免疫親和柱上，考察玉米空白基質加標稀釋液在上樣流速分別為每分鐘2、3、5、7 mL時的柱回收率，結果如圖1所示，流速為2～7 mL/min時，四種黃曲霉毒素的回收率均在95 %以上，均符合標準GB/T 27404—2008《實驗室質量控制規范 食品理化檢測》要求[19]。但是7 mL/min時，檢測結果相對標準偏差較其他上樣流速時較大，因此綜合考慮，選擇5 mL/min的上樣流速，確保時效性、回收率及精密度最好。

2.4 與手動法檢測結果的對比

采用本方法和手動法分別對配制的高、中、低三個濃度梯度的玉米加標樣品進行雙實驗檢測，結果見圖2，手動法和高通量全自動固相萃取法回收率均在78%～105%，RSD值小于7.0%，符合標準GB/T 27404—2008《實驗室質量控制規范 食品理化檢測》要求。采用配對t檢驗法比較兩種方法的檢測結果是否存在顯著性差異，td小于臨界值，說明兩者之間無顯著性差異。

圖2 本方法和國標方法在玉米樣品中加標回收率對比

分別采用本方法和手動法每3 h測定中濃度加標樣品一次，連續測定18次。比較兩種方法的重現重復性，結果見表4。本方法的重復性測定標準差和18次測定極差均優于手動法測定結果，穩定性良好。此外，與常規手動凈化每人1 d處理20個樣品相比，本方法1 d可凈化并檢測40個樣品，顯著提高了檢測效率。

表4 本方法和國標法連續測定18次的加標回收率

2.5 方法的精密度與準確度考察

添加量為20 ng/g(以黃曲霉毒素B1計，其余3種毒素濃度按B1∶B2∶G1∶G2為4∶1∶4∶1混配)的同一批玉米樣品重復測7 d，每天測6次，做方法精密度實驗，結果見表5。采用本方法對添加黃曲霉毒素的玉米、糙米和花生油樣品進行方法回收率檢測。每個濃度做6 個平行樣檢測，結果見表6。本方法的日內精密度為1.8 %～3.0 %，日間精密度為1.8 %～4.7 %，加標回收率為75%～104%。

表5 精密度實驗結果

表6 回收率實驗結果

2.6 臺間差考察

隨機選擇兩臺設備分別對花生油中黃曲霉毒素B1質控樣(Peanut oiL-AFB1-2018)、大米粉中黃曲霉毒素B1和玉米赤霉烯酮質控樣(RICE-ZEN&AFB1-2018)、玉米粉中黃曲霉毒素B1標準物質(GBW(E)100386)進行雙實驗檢測，具體操作：質控樣品經振蕩提取后，提取液分成2份，分別用全自動固相萃取儀1和2配合免疫親和柱凈化處理，上機檢測，結果見表7。

表7 臺間差及方法準確度結果(n=6)

采用配對t檢驗法比較兩臺設備的檢測結果是否存在顯著性差異，兩臺儀器測定玉米粉中黃曲霉毒素B1(GBW(E)100386)結果統計td值為-0.347 8，小于臨界值t0.01,5為4.032 1說明兩臺儀器間沒有臺間差檢測結果無顯著性差異。同理，大米粉中AFB1和花生油中AFB1質控樣測定結果也可以得到相同的結論，滿足LS/T 6402—2017《糧油檢驗 設備和方法標準適用性驗證及結果評價一般原則》[20]的要求。同時，3個質控樣的測定結果均在給定值不確定度范圍之內，說明本方法檢測結果準確可靠。

2.7 儀器空白考察

隨著全自動固相萃取儀器使用次數的增加，有可能會有待測物殘留的情況。因此每次處理樣品前后對儀器空白的監測非常必要。圖3是連續5次的儀器空白與標準品的對比色譜圖，可以看出儀器無殘留現象。

圖3 儀器空白與標準品的對比圖

2.8 方法不確定度考察

依據《化學分析中的不確定度的評估指南》[21]、 國家計量技術規范《測量不確定度評定與表示》[22]，對本研究建立的全自動免疫親和固相萃取超高效液相色譜法測定樣品中黃曲霉毒素 B1含量進行不確定度分析評定，提高實驗精度，為正確評價數據提供參考。

檢測方法的不確定度分量主要有稱量、移液等引入的不確定度、標準溶液引入的不確定度、回收率引入的不確定度和儀器穩定性引入的不確定度等(見圖4)。

圖4 不確定分量來源圖

2.8.1 數學模型

根據已建立的檢測方法，得出樣品中黃曲霉毒素B1的含量計算公式。

式中：X為試樣中待測毒素的含量/μg/kg；C為試樣中待測毒素按照外標法在標準曲線中對應的濃度/ng/mL；V1為試樣提取液的體積/mL；V2為用于凈化移取的樣品提取液/mL；V3為洗脫后最終定容體積/mL；m為試樣稱樣量/g。

2.8.2 各分量不確定度的評定

2.8.2.1 B類不確定度uB

實驗過程中，有些不確定度分量是由非統計學方法獲得的，稱之為B類不確定度。B類不確定度主要包括質量、體積等。在本研究中B類不確定度見表8。

表8 稱量、移液等引入的不確定度分量

2.8.2.2 實驗過程中黃曲霉毒素B1標準曲線引入的不確定度uc

黃曲霉毒素B1標準曲線引入的不確定度主要有標準溶液自身的不確定度、標準系列工作液配置和標準曲線擬合產生的不確定度3部分組成。

1)黃曲霉毒素B1標準溶液引入的不確定度uc-1

黃曲霉毒素B1溶液標準物質，GBW(E)100302濃度m1=1.96 μg/mL，擴展不確定為0.09 μg/mL(k=2)，其相對標準不確定度是：

2)標準系列工作液配制引入的不確定度uc-2

黃曲霉毒素B1的標準系列工作液濃度為2、5、10、20、50 ng/mL，流動相定容。配制過程及引入的不確定度如表9所示。

根據表9可知，高效液相色譜法配制標準系列工作液時產生的相對不確定度為：

=1.74%

表9 標準系列工作液配制引入的不確定度

3)超高效液相色譜法中黃曲霉毒素B1線性擬合引入的不確定度uc-3

采用5個濃度梯度的黃曲霉毒素B1標準溶液，分別用UPLC重復測定3次，得到相應的峰面積，利用數據處理軟甲擬合得到線性回歸方程為Yi=a×Xi+b，式中：a為斜率；b為截距。測定結果及數據計算見表10。

表10 標準曲線數據

糧食樣品中黃曲霉毒素B1重復測定6次，其測定結果見表11。

表11 黃曲霉毒素B1平行測定結果/ng/mL

則由工作曲線擬合所產生的不確定度計算公式如下：

式中：S為標準溶液峰面積殘差的標準差，計算方法為：

2.8.2.3 方法回收率引入的不確定ure

表12 黃曲霉毒素B1加標回收測定結果

因此，回收率相對標準不確定度為：

2.8.2.4 黃曲霉毒素B1重復測量引入的不確定度urep

樣品中黃曲霉毒素B1含量獨立重復測定6次,測定結果見表11。

3.8.2.5 高效液相色譜儀器穩定性引入的不確定度us

2.8.3 標準不確定度的合成與擴展uX

將各分量合成，計算花生油中黃曲霉毒素B1相對合成標準不確定度。

由實驗可知，試樣中黃曲霉毒素B1的含量為15.70 μg/kg，取置信概率=95%,包含因子k=2，則試樣中黃曲霉毒素B1的擴展不確定為UX=1.16 μg/kg。

試樣中黃曲霉毒素Bl的測量結果為：(15.70±1.16) μg/kg，k=2。

2.8.4 主要不確定度來源的相對貢獻

根據各來源的相對標準不確定度計算相應的所占百分比，評定相對貢獻。由表13可知,標準儲備液的不確定度貢獻最大，其次是標準曲線配制和回收率。因此，在實驗過程中高質量的標準物質、規范操作減小移液定容過程中產生的不確定度有助于降低檢測結果的不確定度。此外，提高實驗人員的實驗技能及使用儀器設備的熟練操作、檢測儀器的良好維護也有助于不確定度的減少。

表13 主要不確定度來源的相對貢獻

3 結論

免疫親和柱全自動固相萃取-超高效液相色譜法的加標回收率為 85%～104%，日內相對標準偏差為1.8%～3.0% ，日間精密度為1.8%～4.8%。測定三種基體質控物質的結果均在標示值范圍內，測定結果準確可靠。通過配對t檢驗，儀器間無顯著臺間差，多次重復驗證無儀器殘留，方法穩定性優于手動法。利用本方法對試樣中黃曲霉毒素B1測量不確定度進行了分析評定，不確定度的主要來源是標準儲備液、標準曲線配制和回收率，在實驗過程中高質量的標準物質、規范操作減小移液定容過程中產生的不確定度有助于降低檢測結果的不確定度。本方法能夠最大限度地減少實驗人員的工作量，提高工作效率，還可避免因人員操作導致的結果偏差，適用于大量糧油中黃曲霉毒素的精準測定。