122份栽培桃品種（系）黃白肉性狀的分子標記輔助鑒定

魯振華，沈志軍，牛良，潘磊，崔國朝，曾文芳，王志強

122份栽培桃品種（系）黃白肉性狀的分子標記輔助鑒定

魯振華1，沈志軍2，牛良1，潘磊1，崔國朝1，曾文芳1，王志強1

（1中國農業科學院鄭州果樹研究所/國家桃葡萄改良中心/農業部果樹育種技術重點實驗室，鄭州 450009；2江蘇省農業科學院果樹研究所，南京 210014）

【】類胡蘿卜素裂解雙脫氧酶基因（Carotenoid Cleavage Dioxygenases 4，）控制桃果肉顏色（白/黃），存在3種等位基因。本研究利用Indel、SSR熒光標記毛細管電泳及SNP鑒定等基因分型技術分析我國主要桃黃白肉品種（系）中等位基因的差異，為主要黃/白肉品種（系）的基因型鑒定、親本選配和選擇相應的分子標記對不同來源子代的果肉顏色進行鑒定奠定基礎。利用已經報道的桃不同果肉顏色中等位基因3種突變類型，合成不同引物進行PCR擴增，LTR反轉錄轉座子插入突變經1%的瓊脂糖凝膠電泳檢測，CT單元重復的PCR產物在ABI3730XL測序儀上進行SSR熒光標記毛細管電泳檢測，SNP標記經Sanger測序后利用ContigExpress軟件分析等位基因的堿基替換（A→T）。綜合以上結果，統計每份材料中等位基因的突變類型與果肉顏色的一致性。通過對不同來源的122份桃品種（系）材料進行基因型分析，發現發生LTR反轉錄轉座子插入突變材料的基因型共有31份，占總材料的25.4%，其中純合插入突變材料的片段擴增長度為729 bp，共有8份，占總突變的25.8%；發生微衛星重復序列突變材料存在2 bp的插入，擴增片段長度為179 bp，該類型共有68份，占總材料的55.7%，其中純合插入材料25份，占總突變的36.8%；發生A→T堿基替換突變的材料較少，僅有1份，占總材料的0.82%，實際應用中可以不考慮該種類型。CT和LTR插入的兩種突變類型的黃肉品種（系）有7份，占總材料的5.7%。研究結果表明，LTR反轉錄轉座子插入突變和微衛星序列重復突變是黃肉桃中等位基因的主要突變類型。其中發生一種純合突變或兩種雜合突變桃品種（系）為黃肉類型，分子標記鑒定結果與調查的122份桃品種（系）黃白肉表型性狀完全一致，準確率為100%。采用分子標記明確了122個桃品種（系）黃/白肉性狀的基因型，為不同親本組合子代表型鑒定的標記類型選擇提供了技術支撐，為建立桃種質材料黃/白性狀的分子輔助育種體系和黃肉桃的選育奠定了基礎。

桃；；分子輔助選種；果肉顏色

0 引言

【研究意義】桃[（L.）Batsch]作為我國第三大落葉果樹，是近年來發展最快的樹種之一。果肉顏色是果實重要的經濟性狀之一，由于桃果肉顏色（白/黃）表型特征明顯，是桃常見的分類標準。黃肉類型桃富含類胡蘿卜素，其風味濃郁、營養豐富[1]，而類胡蘿卜素又是維生素A合成的前體，和人類健康保健密切相關。歐美國家桃品種選育多以黃肉類型為主，近幾年，中國、日本和韓國等逐漸轉向黃肉桃類型的品種選育，并有迅速發展的趨勢[2]。作為多年生果樹，桃樹童期較長，果實性狀鑒定需要2—3年[3]，不利于早期選擇，一定程度上延緩了育種進程。同時，由于桃黃肉性狀受隱性單基因控制，親本選配是提高黃肉桃育種效率的前提。【前人研究進展】早在1920年，Connors等[4]確定了桃黃肉和白肉是受一對等位基因（Y/y）控制，且白肉相對黃肉為顯性遺傳。之后研究者對該基因進行研究并分析了不同果肉顏色的代謝成分差異[5-6]。Warburton等[7]、ARúS等[8]、CANTíN等[9]和俞明亮等[10]分別獲得與Y基因連鎖的標記。BRANDI等[5]研究發現黃肉桃品種中的類胡蘿卜素含量遠高于白肉品種。ADAMIN等[11]通過基因定位發現黃肉桃中調控類胡蘿卜素裂解雙加氧酶的同源基因位于桃基因組scaffold 1上，且存在3種等位變異形式：LTR反轉錄轉座子插入，微衛星重復序列差異和A→T堿基替換。的突變降低了黃肉桃中類胡蘿卜素的降解速率，進而在桃黃肉形成中起到至關重要的作用。FALCHI等[12]進一步確定了不同等位基因控制桃果肉顏色的遺傳機制。【本研究切入點】傳統的育種方法中，育種工作者常利用一些生物學性狀的相關性對雜交后代進行早期鑒定，但鑒定工作繁雜，周期長，隨著分子生物學與分子遺傳學的發展，在苗期對果肉顏色鑒定已成為可能?！緮M解決的關鍵問題】基于等位基因不同變異形式，采用InDel、微衛星SSR基因分型和Sanger測序分析對122份栽培品種（系）進行分子鑒定，確定我國主要栽培品種黃白肉性狀的等位基因類型，為后續選擇相應的標記對子代桃黃/白肉類型的分子鑒定和品種選育奠定基礎。

1 材料與方法

1.1 材料

試驗材料1—79號來源于國家果樹種質南京桃資源圃（National Fruit Germplasm Repository of Nanjing，NFGRN），80—122號來源于中國農業科學院鄭州果樹研究所（Zhengzhou Fruit Research Institute CAAS，ZFRI），具體見表1。全部試驗于2017—2018年在中國農業科學院鄭州果樹研究所的農業農村部果樹育種技術重點實驗室進行。

表1 CCD4等位基因變異與桃黃白肉表型的關系

1.2 基因組DNA提取

每份桃品種（系）材料取幼嫩葉片約30 mg，液氮研磨，然后用高通量提取葉片基因組DNA，具體提取方法參考張南南等[13]。提取基因組DNA后利用1%瓊脂糖凝膠電泳和NanoDrop 1000 spectrophotometer（Themo Scientific）紫外分光光度計檢測DNA濃度和純度，然后將DNA濃度稀釋到工作液濃度（約20—50 ng·μL-1），用于后續的基因分型。

1.3 引物設計及PCR擴增

引物序列根據重測序數據設計和參考FUKAMATSU等[14]，具體序列信息請見表2，引物和Rox熒光標記引物在上海生工生物工程技術服務有限公司合成。PCR反應體系為2×Taq Master Mix（Mg2+）10 μL，濃度為10 μmol·L-1的正、反向引物各0.2 μL，20—50 ng·μL-1的DNA模板1 μL，使用Eppendorf Mastercycler PCR擴增儀進行DNA擴增。PCR反應程序為95℃ 3 min；95℃ 15 s，55℃ 15 s，72℃ 40 s，共35個循環；72℃ 5 min。

1.4 CCD4序列、微衛星序列和反轉錄轉座子插入分析

根據控制桃黃肉基因的等位基因形式，目的片段和LTR反轉錄轉座子插入突變的目的片段在PCR擴增后經1%瓊脂糖凝膠電泳檢測；CCD44-SSR擴增產物在ABI 3730XL測序儀（擎科生物技術有限公司）進行毛細管電泳分析，然后采用GeneMapper 4.0軟件分析SSR標記在122份桃品種（系）中的基因型信息；CCD4-SNP擴增產物進行Sanger測序，利用ContigExpress軟件分析測序結果，檢測序列是否發生了堿基A→T替換。

表2 桃中CCD4等位基因序列測序引物

2 結果

2.1 CCD4等位基因的LTR插入分析

研究發現[11]，桃成熟時由于黃桃肉中的發生突變而降低了果肉類胡蘿卜素的降解速率，從而使桃果肉顏色由白色變為黃色，其中一種突變形式是黃肉桃中的內含子有一個6 254 bp的LTR反轉錄轉座子插入。本研究利用引物CCD4-F/R和LTR-F（CCD4）/CCD4-R對122份桃栽培品種（系）中的等位基因進行擴增（圖1），分別擴增片段大小為594 bp（圖2-A）和729 bp（圖2-B），其中729 bp的片段為LTR插入片段。

統計發現在122份桃品種（系）材料中有8份材料中的存在LTR插入純合突變，31份材料存在LTR插入雜合突變，存在LTR插入的品種（系）占比相對較高，為25%。由于桃黃/白肉顏色中，白肉性狀為顯性，因此在LTR雜合突變的材料中存在其他突變類型，從而調控桃果肉黃色性狀。

2.2 CCD4等位基因的SSR微衛星分析

黃肉桃品種中存在一種的微衛星重復序列由（TC）7突變為（TC）8，即二者存在2 bp的差異，從而使CCD4蛋白翻譯時提前終止而喪失功能。利用SSR分子標記結合熒光毛細管電泳技術，準確分析了122份桃栽培品種（系）中的第一個外顯子區域SSR重復序列，發現在黃肉桃品種中等位基因序列中的微衛星重復序列比白肉桃多2 bp的堿基，如‘霞脆’為純合白肉桃，擴增片段大小為177 bp；‘瑞光22號’為純合黃肉桃，擴增片段為179 bp；‘春美’為雜合白肉桃，擴增片段為177/179 bp（圖3）。本研究所采用的122份材料中有25份材料存在SSR純合突變，68份材料存在SSR雜合突變，占總材料的55.7%，可能與該類型突變材料在實際育種中作為親本的比例較高有關。

圖1 檢測3種CCD4等位基因的分子標記

M：DL2000 DNA marker。A：122份桃品種（系）引物CCD4-F/R擴增的瓊脂糖檢測；B：122份桃品種（系）引物CCD4 LTR擴增的瓊脂糖檢測

圖3 CCD4 3種不同的SSR基因型

2.3 CCD4等位基因序列SNP位點檢測

結合Sanger測序對122份桃栽培品種（系）中的等位基因序列進行分析，發現在122份材料中僅有‘弗爾蒂尼莫蒂尼’一份材料等位基因發生了A→T替換突變（圖4），說明在黃肉桃中等位基因發生核苷酸替換的突變率極低或者該品種極少用于品種選育的親本。

圖4 基于Sanger測序的SNP基因分型（A：雜合SNP位點；B：純合SNP位點）

2.4 122份桃品種（系）的等位基因類型

利用等位基因片段擴增、微衛星基因分型分析、Sanger測序分析結果對122份桃品種（系）材料中的果肉黃白顏色進行區分。在122份桃種質材料中可以擴增出目的基因及LTR插入的目的片段記為1，無法擴增的記為0，統計結果和SSR基因分型及SNP位點測序結果如表1所示。發現SSR基因型為179/179時，對應桃品種的果肉顏色為黃色；LTR擴增片段為0/1時，對應桃品種的果肉顏色為黃色；SSR基因型為177/179，和LTR擴增片段為0/1時，對應材料的果肉顏色為黃色；SSR基因型為177/179，SNP位點基因型為A/T時，對應桃品種的果肉顏色為黃色，其余組合對應材料的果肉顏色為白色（表1）。通過分析3種不同類型等位基因發現，純合CT插入導致果肉顏色為黃色的品種（系）為25個；純合LTR插入導致果肉顏色為黃色的品種（系）為8個；LTR插入和CT插入變異導致果肉顏色為黃色的品種（系）為7個；CT插入和SNP替代導致果肉顏色為黃色的品種（系）為1個（表3），分析結果與122份桃品種（系）果肉黃白顏色性狀的田間調查結果一致。說明可以綜合利用等位基因擴增、SSR基因分型和Sanger測序等分子標記，準確又快速地對桃的雜交后代幼苗進行黃/白肉性狀的區分。

3 討論

桃栽培品種為二倍體，其基因組小、童期短，相對其他多年生木本植物遺傳改良周期較短[15]。桃全基因組的測序和高質量的組裝[16]，加速了對目標性狀基因的定位，為桃的分子輔助選種和果樹遺傳改良奠定了重要的基礎[17]?；蚨ㄎ皇菍崿F目標性狀分子鑒定的前提，而確定控制目標性狀的基因則可實現表型的直接分子鑒定。采用分子標記進行輔助選種可以通過兩種途徑；（1）通過對控制性狀的基因序列開發分子標記可以直接完成表型鑒定；（2）根據親本基因型，在目標性狀位點兩側開發分子標記，進而實現表型的鑒定。其中第一種可實現100%的表型預測，第二種準確性主要取決于定位的區間大小。目前，桃上已經克隆多個控制質量性狀的候選基因，包括分枝角度[18-19]、矮化[20-21]、黏離核[22]、果形[23]、桃果實毛/油[24]、肉質[25]以及桃果肉顏色（紅、黃和白肉）等基因[11-12,26]，實現了對表型性狀的直接分子鑒定。

表3 不同黃肉桃品種（系）CCD的等位基因類型

在植物長期的進化和人工選擇過程中產生不同類型的等位變異，包括LTR插入、微衛星重復序列和單堿基變異等。其中逆轉錄轉座子（retrotransposons）LTR和non-LTR是真核植物基因組中常見的變異類型之一，特別是長末端重復序列（long terminal repeat，LTR）的插入導致基因的突變在作物中最為常見，可改變植物基因表達和轉錄完整性[27]。如葡萄的果皮顏色[28]、蘋果果肉顏色[29]和柑橘顏色[30]等均是由于LTR的插入導致。微衛星在植物基因組分布較為廣泛，微衛星重復數改變多見于內含子區，有些也發生在基因編碼區。在對已報到的3種等位變異形式進行基因型鑒定發現，白肉包括3個外顯子、1個內含子、7個短的CT重復。在黃肉類型中，由于8個CT重復導致翻譯提前終止，果肉表現黃色。自然界植物中也存在單堿基的突變導致表型的改變[31]，如LEE等[32]發現編碼區一個單個堿基A突變為G，進而導致水稻胚大小的改變。在桃和番茄中也發現了單個堿基的突變導致編碼蛋白提前終止，從而使植株產生突變表型[33]。

本研究對122份品種（系）的基因型分析發現，LTR插入和微衛星重復數變化所占比例較高，僅有1個品種是A→T替換突變導致果肉顏色由白色變為黃色，該結果與FUKAMATSU等[14]研究結果一致，即對39份日本桃品種進行分析，并未檢測到等位基因A→T替換突變類型。綜合分析認為，可能CT重復數差異突變的單株最早作為親本用于品種的選育，主導了現有品種的譜系，才導致該類型占比較多，也可能多個單株在重組過程中，出現相同的變異類型。微衛星重復數量差異和LTR插入是引起桃果肉顏色表型自然突變的主要途徑。

4 結論

利用等位基因擴增、微衛星SSR基因分型分析和Sanger測序分析對122份桃種質資源進行果肉黃/白等位基因突變鑒定，明確了苗期可以快速區分桃子代果肉顏色的分子鑒定方法，加快了桃品種選育及后代果肉顏色鑒定進程，為桃品種的選育及改良提供了重要的參考依據。

[1] LAYNE D R, BASSI D.. 2008: 17.

[2] ROBERTSON A J, HORVAT R J, LYON B G, MEREDITH F I, SENTER S D, OKIE W R. Comparison of quality characteristic of selected yellow and white-fleshed peach cultivar., 1990, 55: 1308-1311.

[3] ARANZANA M J, ILLA E, HOWAD W, ARúS P. A first insight into peach [(L.) Batsch] SNP variability., 2012, 8: 1359-1369.

[4] CONNORS C H. Some notes on the inheritance of unit characters in the peach., 1920, 16: 24-36.

[5] BRANDI F, BAR E, MOURGUES F, HORVATH G, TURCSI E, GIULIANO G, LIVERANI A, TARTARINI S, LEWINSOHN E, ROSATI C. Study of ‘Redhaven’ peach and its white-fleshed mutant suggests a key role of4 carotenoid dioxygenase in carotenoid and norisoprenoid volatile metabolism., 2011, 11: 24.

[6] MA J J, LI J, ZHAO J B, ZHOU H, REN F, WANG L, GU C, LIAO L, HAN Y P. Inactivation of a gene encoding(4) leads to carotenoid-based yellow coloration of fruit flesh and leaf midvein in peach., 2014, 32: 246-257.

[7] WARBURTON M L, BECERRA-VELàSQUEZ V L, GOFFREDA J C, BLISS F A. Utility of RAPD markers in identifying genetic linkages to genes of economic interest in peach., 1996, 93: 920-925.

[8] ARúS P, VERDE I, SOSINSKI B, ZHEBENTYAYEVA T, ABBOTT A G. The peach genome., 2012, 8: 531-547.

[9] Cantín C M, Gogorcena Y, Moreno M A. Phenotypic diversity and relationships of fruit quality traits in peach and nectarine [(L.) Batsch] breeding progenies., 2010, 171: 211.

[10] 俞明亮, 馬瑞娟, 沈志軍, 章鎮. 桃果肉顏色、果皮茸毛和花粉育性性狀的分子標記. 園藝學報, 2006, 33(3): 511-517.

YU M L, MA R J, SHEN Z J, ZHANG Z. Molecular markers linked to specific characteristics of(L.) Batsch., 2006, 33(3): 511-517. (in Chinese)

[11] Adami M, Franceschi P D, Brandi F, Liverani A, Giovannini D, Rosati C, Dondini L, Tartarini S. Identifying a carotenoid cleavage dioxygenase (ccd4) gene controlling yellow/white fruit flesh color of peach., 2013, 31:1166-1175.

[12] Falchi R, Vendramin E, Zanon L, Scalabrin S, Cipriani

G, Verde I, Vizzotto G, Morgante M. Three distinct mutational mechanisms acting on a single gene underpin the origin of yellow flesh in peach., 2013, 76: 175-187.

[13] 張南南, 牛良, 崔國朝, 潘磊, 曾文芳, 王志強, 魯振華. 一種高通量提取桃DNA方法的建立與應用，中國農業科學, 2018, 51(13): 2614-2621.

ZHANG N N, NIU L, CUI G C, PAN L, ZENG W F, WANG Z Q, LU Z H. Establishment and application of a high-throughout protocol for peach () DNA extraction., 2018, 51(13): 2614-2621. (in Chinese)

[14] FUKAMATSU Y, TAMURA T, HIHARA S, ODA K. Mutations in the4 carotenoid cleavage dioxygenase gene of yellow-flesh peaches.,,, 2013, 77(12): 2514-2516.

[15] ARANZANA M J, ABBASSI E, HOWAD W, ARúS P. Genetic variation, population structure and linkage disequilibrium in peach commercial varieties., 2010, 11: 69.

[16] VERDE I, ABBOTT A G, SCALABRIN S, JUNG S, SHU S Q, MARRONI F, ZHEBENTYAYEVA T, DETTORI M T, GRIMWOOD J, CATTONARO F, ZUCCOLO A, ROSSINI L, JENKINS J, VENDRAMIN E, MEISEL L A, DECROOCQ V, SOSINSKI B, PROCHNIK S, MITROS T, POLICRITI A, et al. The high-quality draft genome of peach () identifies unique patterns of genetic diversity, domestication and genome evolution., 2013, 45: 487-494.

[17] FRESNEDO-RAMíREZ J, FRETT T J, SANDEFUR P J, SALGADO- ROJAS A, CLARK J R, GASIC K, PEACE C P, ANDERSON N, HARTMANN T P, BYRNE D H, BINK M C A M, VAN DE WEG W E, CRISOSTO C H, GRADZIEL T M. QTL mapping and breeding value estimation through pedigree-based analysis of fruit size and weight in four diverse peach breeding programs., 2016, 12: 25.

[18] DARDICK C, CALLAHAN A, HORN R, RUIZ K B, ZHEBENTYAYEVA T, HOLLENDER C, WHITAKER M, ABBOTT A, SCORZA R.1 promotes the horizontal growth of branches in peach trees and is a member of a functionally conserved gene family found in diverse plants species., 2013, 75: 618-630.

[19] HOLLENDER C A, PASCAL T, TABB A, HADIARTO T, SRINIVASAN C, WANG W P, LIU Z C, SCORZA R, DARDICK C. Loss of a highly conserved sterile alpha motif domain gene () results in pendulous branch growth in peach trees., 2018, 115(20): E4690-E4699.

[20] HOLLENDER C A, HADIARTO T, SRINIVASAN C, SCORZA R, DARDICK C. A brachytic dwarfism trait () in peach trees is caused by a nonsense mutation within the gibberellic acid receptor1., 2016, 210: 227-239.

[21] 魯振華, 牛良, 張南南, 姚家龍, 崔國朝, 曾文芳, 潘磊, 王志強. 基于SNP標記桃矮化基因的精細定位. 中國農業科學, 2017, 50(18): 3572-3580.

LU Z H, NIU L, ZHANG N N, YAO J L, CUI G C, ZENG W F, PAN L, WANG Z Q. Fine mapping of dwarfing gene for peach based on SNP markers., 2017, 50(18): 3572-3580. (in Chinese)

[22] GU C, WANG L, WANG W, ZHOU H, MA B Q, ZHENG H Y, FANG T, OGUTU C, VIMOLMANGKANG S, HAN Y P. Copy number variation of a gene cluster encoding endopolygalacturonase mediates flesh texture and stone adhesion in peach., 2016, 67(6): 1993-2005.

[23] LóPEZ-GIRONA E, ZHANG Y, EDUARDO I, MORA J R H, ALEXIOU K G, ARúS P, ARANZANA M J. A deletion affecting an LRR-RLK gene co-segregates with the fruit flat shape trait in peach., 2017, 7: 6714.

[24] VENDRAMIN E, PEA G, DONDINI L, PACHECO I, DETTORI M T, GAZZA L, SCALABRIN S, STROZZI F, TARTARINI S, BASSI D, VERDE I, ROSSINI L. A unique mutation in agene cosegregates with the nectarine phenotype in peach., 2014, 9(3): e90574.

[25] PAN L, ZENG W F, NIU L, LU Z H, WANG X B, LIU H, CUI G C, ZHU Y Q, CHU J F, LI W P, FANG W C, CAI Z G, LI G H, WANG Z Q.11, a strong candidate gene for the stony hard phenotype in peach (L. Batsch), participates in IAA biosynthesis during fruit ripening., 2015, 66(22): 7031-7044.

[26] SHEN Z J, CONFOLENT C, LAMBERT P, PO?SSEL J L, QUILOT-TURION B, YU M L, MA R J, PASCAL T. Characterization and genetic mapping of a new blood-flesh trait controlled by the single dominant locus DBF in peach., 2013, 9: 1435-1446.

[27] LISCH D. How important are transposons for plant evolution?, 2013, 14: 49-61.

[28] KOBAYASHI S, GOTO-YAMAMOTO N, HIROCHIKA H. Retrotransposon-induced mutations in grape skin color., 2014, 304(5673): 982.

[29] ZHANG L Y, HU J, HAN X L, LI J J, GAO Y, RICHARDS C M, ZHANG C X, TIAN Y, LIU G M, GUL H, WANG D J, TIAN Y ,YANG C X, MENG M H,YUAN G P, KANG G D,WU Y L,WANG K, ZHANG H T, WANG D P, CONG P H. A high-quality apple genome assembly reveals the association of a retrotransposon and red fruit colour., 2019, 10:1494.

[30] BUTELLI E, LICCIARDELLO C, ZHANG Y, LIU J, MACKAY S, BAILEY P, REFORGIATO-RECUPERO G, MARTIN C. Retrotransposons control fruit-specific, cold-dependent accumulation of anthocyanins in blood oranges., 2012, 24: 1242-1255.

[31] CHEN T, ZHANG Y D, ZHAO L, ZHU Z, LIN J, ZHANG S B, WANG C L. Fine mapping and candidate gene analysis of a green- revertible albino gene() in rice., 2009, 36(2): 117-123.

[32] LEE G, PIAO R H, LEE Y J, KIM B, SEO J H, LEE D Y, JANG S, JIN Z, LEE C S, CHIN J H, KOH H. Identification and characterization of, a new gene controlling embryo size in rice (L.)., 2019, 12: 22.

[33] FERREIRA D S, KEVEI Z, KUROWSKI T, FONSECA M E N, MOHAREB F, BOITEUX L S, THOMPSON A J. Bifurcate flower truss: a novel locus controlling inflorescence branching in tomato contains a defectivekinase gene., 2018, 69 (10): 2581-2593.

Molecular Marker-Assisted Identification of Yellow/White Flesh Trait for 122 Peach Cultivars (Lines)

LU ZhenHua1, SHEN ZhiJun2, NIU Liang1, PAN Lei1, CUI GuoChao1, ZENG WenFang1, WANG ZhiQiang1

(1Zhengzhou Fruit Research Institute, Chinese Academy of Agricultural Sciences/National Peach and Grape Improvement Center/Key Laboratory of Fruit Breeding Technology of Ministry of Agriculture, Zhengzhou 450009;2Institute of Pomology, Jiangsu Academy of Agricultural Sciences, Nanjing 210014)

【】It shows that peach flesh color (yellow/white) is controlled by the gene(carotenoid cleavage dioxygenase 4). Based on three types ofallele variations, molecular markers of indel, SSR-CE, and Sanger sequence for SNP were used to analyze the genotypes of 122 peach cultivars (lines), with the aim to determine the correlation between flesh color and genetic variation. This result could provide information for parental matching and the selection of corresponding molecular markers for phenotyping in their offspring. 【】Three types of variations were detected via PCR. LTRtransposable element insertion was detected by 1% agarose gel electrophoresis, and SSR repeat numbers were detected using CE-SSR in ABI3730XL. Nucleotide substitution was detected using the Sanger sequence and analyzed with the ContigExpress software. In total, the genotypes of 122 cultivars (lines) were analyzed, and the correlation between phenotype and genetic variation was determined.【】After genotyping of the 122 cultivars, it was found that 31 accessions were LTRtransposable element insertions with 729-bp amplified fragments, accounting for 25.4% of the total accessions, of which eight accessions (25.8%) were homozygous. Sixty-eight cultivars (lines) were SSR repeat number variations, accounting for 55.7% of the total accessions and including 25 (36.8%) homozygous types with 2-bp insertions. Of the 122 cultivars (lines), only one cultivar (Fertilia Morettini) was caused by nucleotide substitution and SSR repeat number variation, accounting for 0.82%, which was not widely used in the breeding program. LTRtransposable element insertion and SSR repeat number variation were the key types affecting flesh color. Of the 122 cultivars (lines), seven yellow-flesh cultivars (lines) were caused by SSR repeat number variation and LTRtransposable element insertion, accounting for 5.7%. One homozygous or two heterozygous sequence variations were both responsible for yellow flesh. The results showed that genotypes were identical with phenotypes of the 122 accessions, with 100% accuracy. 【】The genotypes of 122 peach cultivars (lines) (white and yellow flesh color) were identified using molecular markers, which could be applied for parental selection, offspring identification in breeding programs, and flesh color selection (white or yellow) using molecular marker-assisted selection.

peach;; MAS; flesh color

10.3864/j.issn.0578-1752.2020.14.016

2019-12-25；

2020-05-18

國家自然科學基金（31870669）、中國農業科學院創新工程（CAAS-ASTIP-2019-ZFRI）、河南省重點研發項目（182102110134）

魯振華，E-mail：luzhenhua@caas.cn。通信作者王志強，E-mail：wangzhiqiang@caas.cn

（責任編輯 趙伶俐）