航天誘變高產酸副干酪乳桿菌A-4-2性質與酶活性研究

文鵬程 隋馨瑤 孫二娜 趙 亮,3 任發政, 王 瑩

(1.甘肅農業大學食品科學與工程學院， 蘭州 730070； 2.中國農業大學食品科學與營養工程學院， 北京 100083； 3.河北省畜產食品工程技術研究中心， 三河 065200)

0 引言

航天誘變技術又稱“空間誘變技術”，它是利用返回式衛星將植物種子送入太空，利用其特殊的環境，對種子進行多項誘變處理，改變種子自身的基因，從而獲得有益突變[1]，有利于選育出變異幅度大的特異質的菌種新品種。隨著研究的深入，我國利用航天誘變技術開發新產品已經具備一定優勢，其研究水平已經位居世界前列。近年來，利用航天育種技術已經培育出80多個農作物新品種，并已經投入生產[2]。魏麗勤等[3]通過返回式衛星，對泰樂菌素的最終產量進行了空間誘變，測定了弗氏鏈霉菌產泰樂菌素比出發菌株增加了74.6%。周方方等[4]通過空間誘變的方法，將干酪乳桿菌LC2W在胞外多糖上進行篩選，通過篩選得到了高產胞外多糖的3個菌株(LC2W-1、LC2W-2、LC2W-3)，并將其進行了遺傳穩定性的測定，結果表明，這3株菌的胞外多糖產量相對出發菌株增加了41.78%、26.15%、32.40%，胞外多糖質量濃度達到191.48、170.36、178.81 mg/L，且具有良好的遺傳穩定性。李雄超等[5]將干酪乳桿菌G5送上太空，利用神舟八號飛船進行太空搭載，使菌株進入太空，產生突變。經過誘變后的菌株，進行了高產胞外多糖的篩選，獲得了2株高產胞外多糖的乳酸菌，經過誘變后的菌株胞外多糖的產量分別提高了1.9、1.7倍。

干酪乳桿菌(Lactobacilluscasei)屬于益生菌菌種。該菌種分布范圍廣，在奶酪、酸奶以及泡菜中均有發現，也存在于人體的口腔及腸道中[6]，可有效抑制有害細菌的生長繁殖，維持腸道的生態平衡和正常功能。同時，它可以降低膽固醇含量，增強免疫反應，控制腹瀉、緩解乳糖不耐受，抑制腸道病原菌，是一種益生菌菌種[7-9]。

副干酪乳桿菌L105是課題組從云南大理的乳扇中進行分離篩選后又經過耐酸、耐氧適應性馴化得到的。副干酪乳桿菌L105搭載于“神舟十一號”飛船經過33 d后返回。本文研究航天誘變篩選得到的高產酸菌株A-4-2的生長特性、形態學特性、耐受性及β-半乳糖苷酶活性、基因表達量，以期為該菌株的應用提供一定科學基礎。

1 材料與方法

1.1 試驗材料

1.1.1菌株來源

研究對象為副干酪乳桿菌A-4-2，該菌株是副干酪乳桿菌L105經航天誘變后篩選得到的高產酸菌株。副干酪乳桿菌L105(出發菌株)為從云南大理的乳扇中進行分離篩選的副干酪乳桿菌L9(野生菌株)進行耐酸、耐氧適應性馴化后得到的，該菌株具有良好的發酵性能。

1.1.2培養基

MRS(乳酸細菌培養基)液體培養基：蛋白胨10 g，葡萄糖20 g，牛肉膏10 g，酵母浸粉5 g，磷酸氫二鉀2 g，檸檬酸二銨2 g，無水乙酸鈉5 g，硫酸鎂(MgSO4·7H2O)0.58 g，硫酸錳(MnSO4·H2O)0.2 g，吐溫80(Tween-80) 1 mL，蒸餾水1 L，調節pH值至6.5。

MRS固體培養基：培養基成分同液體培養基，1 L添加瓊脂15 g。

MRS耐膽鹽培養基：MRS液體培養基中膽鹽含量根據試驗要求添加。

以上培養基均121℃滅菌15 min；12%脫脂乳培養基，110℃滅菌10 min；保護劑為12%脫脂乳中加入30%甘油。

1.1.3主要儀器及設備

XSZ-4G型顯微鏡，COIC公司；TGL-16B型臺式離心機，上海安亭科學儀器廠；LDZM型立式壓力蒸汽滅菌器，上海申安醫療器械廠；DELTA320型 pH計，METTLER-TOELDO公司；H1850R型臺式高速冷凍離心機，長沙湘儀離心機儀器有限公司；DK-98-II2KW型潔凈工作臺，天津泰斯特儀器公司；UV-2102PC型紫外-可見分光光度計，上海Unico公司；DNP-9082型電熱恒溫培養箱，上海精宏實驗設備有限公司；Bioscreen C型全自動生長曲線分析儀，芬蘭Bioscreen公司；JY96-N型超聲波細胞粉碎機，JY99-IIDN型超聲波細胞粉碎機，寧波新芝生物科技有限公司；N203型組織研磨器，美國Biospec公司；Model-680型自動酶標儀，美國Bio-Rad公司；LightCycler 96型實時熒光定量PCR(聚合酶鏈式反應)儀，羅氏診斷產品(上海)有限公司。

1.2 試驗方法

1.2.1菌株形態學鑒定

革蘭氏染色：將篩選出來的高產酸菌株A-4-2與L9、L105接種、活化后，分別等量接種于pH值為6.5的MRS液體培養基中，在有氧條件下37℃連續培養12 h后，進行革蘭氏染色，電子顯微鏡觀察。

透射電鏡：將菌株A-4-2與L9、L105接種、活化后，分別等量接種于pH值為6.5的MRS液體培養基中，在有氧條件下37℃連續培養12 h后，進行透射電鏡樣品處理：取大量樣品離心(轉速3 000～4 000 r/min)，去除上清液，加入適當pH值(7.2～7.4)的0.1 mol/L PBS(磷酸鹽緩沖液)清洗3次，清洗時菌體懸浮；2.5%戊二醛固定3 h，用PBS清洗2次，每次10 min。再用純水清洗2次，用透射電鏡Tecnai G2 F20 S-TWIN型(200 kV)觀察。

1.2.2菌株保藏

經過鑒定后，確定為副干酪乳桿菌的菌株，將其接種在新鮮的pH值6.5的MRS液體培養基中，將其放入37℃恒溫培養箱中，培養12 h左右，將培養后的菌液在超凈工作臺中進行轉移，將其轉移至10 mL離心管中離心10 min(4 200～4 500 r/min)，棄去上清液，加入保護劑2 mL，充分混勻，用移液槍吸取1 mL分裝于1.5 mL離心管中，于-20℃中保存[10]。

1.2.3菌株生長曲線測定

將菌株A-4-2與L9、L105接種、活化2代后，按1%接種量分別接種于pH值為6.5的MRS液體培養基中，用Bioscreen C型全自動生長曲線分析儀，在有氧條件下37℃連續培養24 h，測定波長600 nm處菌懸液的光密度，繪制600 nm處光密度(OD值)對培養時間的生長曲線[11]。

1.2.4菌株耐酸能力評價

低pH值下菌株致死率：待測菌株接種、活化后，按1%接種量分別接種于pH值為6.5的MRS培養基中，在有氧條件下37℃連續培養16 h后，離心收集菌體，將菌體沉淀分別接入pH值為3.5、3.0和2.5的MRS培養基中，并在37℃下分別培養0、2、4 h時，對菌株進行平板計數，計算菌株致死率。每組試驗至少有3個重復[12]。

發酵7 d后菌株耐酸能力評價：將待測菌株進行37℃靜置12 h活化后，按1%接種量分別接種于12%的脫脂乳培養基中，放入37℃恒溫培養箱中，連續發酵7 d后，將發酵乳樣品充分混勻，并吸取1 mL樣品分別加到pH值為3.5、3.0、2.5的MRS液體培養基中，37℃下分別培養0、2、4 h時進行活菌計數。每組試驗至少有3個重復。

1.2.5菌株耐膽鹽能力評價

待測菌株接種、活化后，按1%接種量分別接種于pH值為6.5的MRS培養基中，在有氧條件下37℃連續培養16 h后，離心收集菌體，將菌體沉淀分別接入膽鹽質量分數為0.1%、0.2%和0.3%的MRS膽鹽培養基中，37℃下分別培養0、1、2、3、4 h，對菌株進行平板計數計算菌株致死率。每組試驗至少有3個重復[12-13]。

1.2.6菌株產胞外多糖能力評價

(1)胞外多糖的分離與含量測定

將待測菌株經37℃靜置12 h活化后，按1%的接種量接種于10 mL質量分數12%的脫脂乳培養基中，放入37℃恒溫培養箱中，連續發酵7 d，在發酵1、3、5、7 d時取發酵乳樣品10 mL，向其加入3 mL 16 g/(100 mL)的三氯乙酸溶液，放入4℃冰箱放置2 h后，10 000g離心30 min，取上清液備用；取6 mL上清液，并加入等體積的無水乙醇，4℃靜置12 h；將混合液10 000g離心30 min，取沉淀，采用苯酚-硫酸法測定多糖的含量[14-18]。

(2)葡萄糖標準曲線的繪制

用萬分之一天平稱取葡萄糖 0.10 g，于100 mL容量瓶中，加入少量蒸餾水溶解，定容搖勻。從100 mL容量瓶中，分別吸取 0.5、1.0、1.5、2.0、2.5、3.0 mL 葡萄糖溶液，加入10 mL容量瓶中，定容搖勻。蒸餾水做空白對照。吸取不同濃度的標準溶液1 mL，于室溫(20℃)下在其中加入5%苯酚1 mL并搖勻，再快速加入5 mL濃硫酸。待反應結束溶液冷卻至室溫時，用紫外分光光度計于490 nm處測其吸光度。空白樣以1 mL蒸餾水按照同樣的步驟進行[19-20]。獲得標準曲線方程式為：y=0.009x+0.136，R2=0.999。

(3)樣品中胞外多糖含量的測定

取1 mL樣液，于室溫下在其中加入5%苯酚1 mL并搖勻，再快速加入5 mL濃硫酸。待反應結束溶液冷卻至室溫時，用紫外分光光度計于490 nm處測定吸光度，根據標準曲線計算樣品中胞外多糖含量。

1.2.7菌株表面疏水性評價

待測菌株接種、活化后，1%接種量分別接種于pH值為6.5的MRS培養基中，在37℃恒溫培養箱中，于有氧條件下連續培養12 h后，離心(4 200～4 500 r/min，10～17 min)棄去上清液，將菌體沉淀用PBS溶液(pH值7.2)洗滌兩次，重懸于0.1 mL/L KNO3(pH值6.2)中，將菌懸液菌體濃度調整為1×108CFU/mL，同時測定菌懸液在600 nm處的吸光度A0。取上述3 mL菌懸液與1 mL二甲苯混合，室溫放置10 min后漩渦混合2 min，再于室溫下放置20 min，測定600 nm處水相的吸光度A1。表面疏水性指數以細菌黏附有機溶劑的百分率A來表示，計算公式為[21]

A=(1-A1/A0)×100%

1.2.8菌株β-半乳糖苷酶活力測定

(1)發酵過程中乳糖酶提取

將活化后的待測菌株按1%接種量接入12%脫脂乳培養基中，37℃連續發酵7 d。分別取發酵1、3、5、7 d的酸奶樣品10 mL，用1 mol/L NaOH中和至pH值6.5，加入1%的檸檬酸三鈉以使酪蛋白膠束溶解，離心(4℃，10 000g，10 min)，棄去上清液；將菌體細胞沉淀用PBS磷酸緩沖溶液(pH值6.5)洗滌3次，得菌體沉淀。將菌體細胞懸浮于0.01 mol/L PBS(pH值6.5)中，進行超聲破碎，注意將樣品始終保持在冰浴中，離心(4℃，12 000g，5 min)，得酶提取液，待測酶活[22]。

(2)樣品中β-半乳糖苷酶活力測定

ONP(鄰-硝基苯酚)標準曲線制作參照文獻[23]。濃度梯度為0.02、0.04、0.06、0.08、0.10、0.12、0.14 μmol/mL，按下面方法制備：準確稱取139 mg ONP于1 000 mL容量瓶中，用10 mL 95%的乙醇溶解，用水稀釋定容，混勻。用移液管分別取2.0、4.0、6.0、8.0、10.0、12.0、14.0 mL上述配制溶液，分別加到100 mL容量瓶中，每個容量瓶中加入25 mL Na2CO3溶液(50 g Na2CO3和37.2 g EDTA(乙二胺四乙酸)于1 000 mL容量瓶中，少量水溶解稀釋)，用磷酸鹽緩沖液稀釋，混勻。以水作空白，用10 mm比色杯在420 nm下測定每個ONP標準溶液的吸光度，以ONP濃度為橫坐標，吸光度為縱坐標，繪制標準曲線，方程式為：y=0.006x+0.003，R2=0.998。

采用ONPG(臨-硝基酚-β-D-吡喃半乳糖苷)為酶作用底物，生成有色產物ONP，通過比色法測定，每個時間點樣品做3個重復，每次重復測定3次后取平均值。反應體系：50 mmol/L PBS(pH值6.5)、1 mmol/L MgCl2、1 mmol/L 2-巰基乙醇、2.32 mmol/L ONPG和2 mg/mL酶提取液，37℃水浴反應30 min，在420 nm波長處測定吸光度。在此條件下，每分鐘從底物ONPG中釋放出1 μmol ONP所需的酶量定義為一個酶活單位(U)。酶提取液蛋白濃度測定參照試劑盒進行，標準曲線方程式為：y=0.561x-0.002，R2=0.995。

1.2.9菌株β-半乳糖苷酶基因表達量測定

酸奶樣品中RNA提取：經活化的菌株按1%接種量接入12%脫脂乳中，37℃連續發酵7 d。分別取發酵1、3、5、7 d的酸奶樣品10 mL，加入20 mL 1% EDTA(pH值12.0)混勻，離心(4℃，10 000g，10 min)，棄去上清液；將菌體細胞沉淀用磷酸緩沖溶液(pH值6.5)洗滌1次，得菌體沉淀。每個時間樣品做3個重復。核酸提取參照VANDECASTEELE等[24]的方法進行。提取的核酸樣品用70%預冷乙醇洗滌，離心(4℃，12 000g，5 min)，棄上清液，室溫干燥5～10 min，加入20 μL DEPC(焦炭酸二乙酯)水測濃度。并立即用abm反轉錄試劑盒合成cDNA。

引物的設計和合成：選取16S rDNA作為內參基因，實時熒光定量PCR的引物根據美國國立生物技術信息中心(National Center for Biotechnology Information，NCBI)數據庫中的基因序列，采用NCBI中BLAST在線引物合成軟件進行設計，由英濰捷基(上海)貿易有限公司合成。

β-半乳糖苷酶基因擴增引物：上游引物5′-ATGGAATTCTGGGACGGCTG-3′；下游引物5′-TAGGAAGTCACTTGCGGCAG-3′。16S rDNA內標引物：上游引物5′-TCTTGGCTGAAAGATGGCGT-3′；下游引物5′-TTGCTCCATCAGACTTGCGT-3′。

實時熒光定量PCR：以cDNA為模板進行實時熒光定量PCR，采用20 μL反應體系：cDNA模板1 μL、上下游引物各1 μL、dd H2O 7 μL、SYBR Premix試劑10 μL；real-time PCR反應程序：50℃ 2 min，95℃ 10 min，(95℃ 15 s，58℃ 30 s，40個循環)，95℃ 15 s，60℃ 1 min，95℃ 30 s。每個樣品設定3個平行，每次平行試驗做3次生物學重復。采用ΔΔCt法計算基因的表達量[25]，利用內參基因擴增的Ct值進行校正，以發酵1 d樣品的β-半乳糖苷酶基因表達量為參照，計算其它樣品中β-半乳糖苷酶基因的相對表達量F=2-ΔΔCt，ΔΔCt表示處理樣本和對照樣本間校正過的循環數變化量。

1.2.10數據統計分析

全部試驗數據采用Microsoft Excel 2016和SPSS 19.0數據處理系統進行分析，運用ANOVA進行統計學分析，平均值由3個重復值所得。所有單因素方差檢驗均采用Duncan’s新多變域測定法，且用P<0.05表示差異顯著。

2 結果與分析

2.1 菌株形態學鑒定結果

按照1.2.1節的方法，對菌株進行了形態學觀察。結果如圖1、2所示，電子顯微鏡結果顯示，3株菌形態均呈桿狀，排列方式呈鏈狀，并無明顯差別；透射電鏡結果也顯示，3株菌形態并無明顯差別。

2.2 菌株生長曲線評價

為了解突變菌株的生長情況，測定了突變菌株A-4-2與L105、L9在600 nm處27 h的光密度(OD值)，結果如圖3所示。副干酪乳桿菌27 h培養過程中培養時間與OD值的關系:0～12 h期間，OD值不斷提高，培養16 h時達到對數穩定期，此后曲線趨于平緩，曲線呈S型。經過統計分析得到，A-4-2突變菌株在有氧條件下的生長情況基本與野生株L9保持一致，表明了其產酸性能提高的同時，又不失其原有生長特性。

圖1 革蘭氏染色顯微鏡觀察Fig.1 Microscopic observation of gram stain

圖2 透射電鏡觀察結果Fig.2 Observation result of transmission electron microscope

圖3 副干酪乳桿菌27 h生長曲線Fig.3 Growth curves of Lactobacillus paracasei for 27 h

2.3 菌株耐酸能力評價

根據1.2.4節的方法對出發菌株L105和突變株A-4-2的耐酸能力進行比較，結果如表1所示。在不同pH值的培養液中，活菌數明顯有所下降，說明在酸性環境下，副干酪乳桿菌的生長受到了抑制，對菌體代謝活動多需的營養物質以及能量有所減少，對菌體的存活產生了一定的影響。如表1所示，在pH值3.5培養1 h與2 h，突變株較野生株的存活率顯著升高(P<0.05)，而在pH值3.0與pH值2.5條件下，突變株與野生株各時間存活率在pH值3.0培養1 h和2 h及pH值2.5培養1 h有顯著差異(P<0.05)，其他培養時間無明顯差異，且存活率較低，說明突變株維持了良好的耐酸能力。

注：每列相同字母表示不同菌株間無顯著性差異；每列不同字母表示不同菌株間有顯著性差異且P<0.05，下同。

根據1.2.4節發酵7 d后菌株耐酸能力評價的方法對突變菌株發酵7 d后的耐酸能力進行評價，如表2所示。0 h時，突變株的活菌菌體濃度為8.28 lgCFU/mL，在pH值為3.5的培養基中培養2 h后，活菌有所下降，達到8.20 lgCFU/mL，而在pH值為3.0和2.5的培養基中，菌數下降得更為明顯，分別為8.17 lgCFU/mL和8.01 lgCFU/mL，同時結果顯示，培養2 h和4 h后，不同pH值條件下，突變菌株的活菌數均顯著高于野生菌株L9(P<0.05)。說明突變菌株在發酵7 d后，在酸性環境下的生長能力受到明顯的抑制。

2.4 菌株耐膽鹽能力評價

益生菌潛在的另一個重要特性是它們能夠存活于人類小腸內的膽汁中，在大腸中定植并繁殖。本研究對野生株L9和突變株A-4-2的耐膽鹽能力進行比較，結果如表3所示。在不同膽鹽濃度的培養液中，副干酪乳桿菌L105活菌數隨膽鹽濃度的升高數量減少，副干酪乳桿菌在高膽鹽濃度條件下生長受到抑制。

表2 副干酪乳桿菌發酵7 d后不同pH值下菌株存活情況Tab.2 Survival of Lactobacillus paracasei under different pH value conditions after 7 d fermentation

表3 副干酪乳桿菌不同膽鹽濃度下菌株存活情況Tab.3 Survival of Lactobacillus paracasei under different bile salt concentrations

由表3可知，0.1%膽鹽條件下培養2 h，突變株與野生株存活率基本相同，且存活率保持在40%左右；相比于含0.1%膽鹽的培養條件，0.2%與0.3%膽鹽含量的兩株菌存活率明顯下降(P<0.05)，說明膽鹽對于副干酪乳桿菌的生長有抑制作用。在膽鹽環境培養2 h過程中，僅0.2%膽鹽時，突變株存活率顯著高于野生株，其他濃度突變株與野生株的存活率無顯著性差異，說明航天誘變沒有降低副干酪乳桿菌對膽鹽的耐受能力。

2.5 菌株產胞外多糖能力評價

乳酸菌胞外多糖(EPSs)通常以與細菌細胞表面相關聯的膠囊或分泌到周圍介質中的粘液兩種形式存在。近年來由于其獨特的物理化學性質引起了相當多的關注[26]。EPSs可直接應用于發酵乳制品，以增強其質地和流變特性[27]。將菌株所制備的發酵乳樣品進行胞外多糖的測定。突變菌株A- 4-2具有較高的產胞外多糖的能力，其胞外多糖產量為419.78 mg/L。相比而言，出發菌株L105的胞外多糖產量為415.11 mg/L，而突變菌株A-4-2的產胞外多糖能力比出發菌株L105略高。因此，說明航天誘變沒有降低副干酪乳桿菌產胞外多糖的能力。

2.6 菌株表面疏水性評價

益生菌可有效調節人體免疫系統，這種能力與益生菌的黏附能力相關[28]，而對益生菌黏附能力的研究中發現，菌株的表面疏水性可以影響其黏附能力，并且是重要的因素之一[29]。表面疏水性越高，細菌黏附能力越強[30]。

本文測定了突變菌株與L105對二甲苯的疏水能力。突變菌株與L105疏水性存在顯著差異(P<0.05)。通常，高度疏水性的菌株具有很強的附著細胞的能力。但有研究表明，一株菌株對細胞的黏附率為40%，而該菌株的表面疏水能力極低。因此，疏水性可以促進粘附，但強疏水性并不是強粘附的必要條件。

2.7 菌株β-半乳糖苷酶活力評價

經過全基因組測序后，并沒有發現其中與產酸相關的基因發生突變。為了進一步研究產酸提高的原因，本試驗對其產酸關鍵酶，即β-半乳糖苷酶進行了研究。測定了副干酪乳桿菌發酵7 d內的β-半乳糖苷酶比活力，結果如圖4所示。

圖4 β-半乳糖苷酶比活力Fig.4 β-galactosidase specific activity

發酵7 d內，β-半乳糖苷酶比活力呈明顯上升趨勢，隨著發酵時間的延長而逐漸增大(P<0.05)。雖然出發菌株與突變菌株酶比活力都呈現上升趨勢，突變菌株酶比活力增長的速率顯著高于出發菌株(P<0.05)。發酵7 d后，突變菌株的酶活力顯著高于出發菌株L105(P<0.05)，這與試驗前期測定的滴定酸度的變化保持一致。由圖4可知，發酵1 d時，菌株的產酸能力以及酶活力較低，可能是由于發酵初期，菌株經發酵產生的一部分β-半乳糖苷酶與培養基中的乳糖產生反應，形成了酶復合物，從而使乳糖得到分解，生成葡萄糖和半乳糖，致使β-半乳糖苷酶的活力較低[31-32]。隨著發酵時間的逐漸延長，菌株產生的β-半乳糖苷酶活力逐漸增強，促進了發酵過程中低聚糖的產生，隨著時間增長，代謝過程中的低聚糖逐漸增加，當累積到一定值時，可充當益生元，進而對菌體生長起到促進作用，提升了菌株細胞內β-半乳糖苷酶的活力，最終提高了菌株的產酸能力。

2.8 菌株β-半乳糖苷酶基因表達量評價

為了更進一步研究產酸提高的原因，從基因水平采用實時熒光定量PCR的方法，對菌株在發酵過程中β-半乳糖苷酶基因表達量進行了研究，如圖5所示。將發酵1 d的β-半乳糖苷酶基因的表達量作為對照，發現隨著菌株發酵時間的延長，β-半乳糖苷酶基因的表達量呈現明顯的上升趨勢；發酵7 d后，各菌株中的β-半乳糖苷酶基因表達量與發酵初期相比，上升了1倍左右(P<0.05)；同時，還發現在發酵過程中，突變菌株的變化曲線一直高于出發菌株。這種結果與之前測定的酶活力呈現對應關系，并與滴定酸度的結果保持一致。

圖5 菌株β-半乳糖苷酶基因相對表達量Fig.5 Gene expression changes of β-galactose glucoside enzyme by real-time PCR

3 結束語

本文將篩選獲得的突變菌株A-4-2進行了形態學觀察、生長曲線的測定、耐酸性、耐膽鹽能力、胞外多糖含量以及表面疏水性的研究，結果表明，經過革蘭氏染色、電子顯微鏡觀察以及透射電鏡觀察，發現與出發菌株相比突變菌株在形態學上沒有明顯變化；經航天誘變后的高產酸菌株耐膽鹽、產胞外多糖能力均與野生株無顯著差異，誘變菌株產酸能力及β-半乳糖苷酶基因表達量升高，通過進行β-半乳糖苷酶活性和基因表達量的測定，探究產酸提高的原因。研究結果有效證明了β-半乳糖苷酶活性與產酸有密不可分的關系，為菌株的廣泛應用奠定了基礎。