兩份玉米CMS-C恢復系的育性恢復力測定及恢復基因的分子標記定位

牟碧濤 趙卓凡 岳 靈 李 川 張 鈞 李章波 申 漢曹墨菊,*

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兩份玉米CMS-C恢復系的育性恢復力測定及恢復基因的分子標記定位

牟碧濤1,2趙卓凡1岳 靈1李 川1張 鈞3李章波3申 漢3曹墨菊1,*

1四川農業大學玉米研究所/ 農業部西南玉米生物學與遺傳育種重點實驗室, 四川成都 611130;2宜賓市農業科學院食用菌蠶桑研究所, 四川宜賓 644000;3內蒙古真金種業科技有限公司, 內蒙古鄂爾多斯 014300

為了發掘更多玉米C型不育胞質的強恢復系資源, 本研究對2份自交系Z16和7250-14-1進行了恢復能力的測定、恢復基因的遺傳分析及恢復基因的分子標記定位。結果表明, Z16和7250-14-1對C黃早四、C478、C698-3和CMo17均表現為育性恢復, 而對C48-2則均表現為育性部分恢復。通過對玉米CMS-C不同亞組胞質測交鑒定發現, Z16對G48-2、EC48-2、ES48-2、RB48-2及類48-2均表現為不育性保持, 而7250-14-1對G48-2、EC48-2、ES48-2表現為育性部分恢復, 對RB48-2和類48-2則表現為不育性保持。Z16和7250-14-1對CMS-T不育系均表現為不育性保持, 而對CMS-S不育系則均表現為育性部分恢復。遺傳分析顯示, Z16對C478和C黃早四的育性恢復均受1對基因控制; 而7250-14-1對C黃早四及C478的育性恢復分別受1對基因及2對基因控制。利用(C黃早四×Z16)F2、(C黃早四×7250-14-1)F2群體分別對恢復基因進行分子標記定位, 其中Z16的恢復基因被定位于標記B-1至第8染色體短臂末端區域, 物理距離為494 kb; 7250-14-1的恢復基因被定位于第8染色體短臂的標記B-1和Chr8-86080之間, 物理距離為249 kb。該研究不僅為玉米CMS-C“三系”配套的生產利用提供了恢復基因資源, 也為玉米CMS-C恢復基因的克隆及恢復機制的研究奠定了一定基礎。

玉米; 細胞質雄性不育; 恢復基因; 分子標記定位

細胞質雄性不育(cytoplasmic male sterility, CMS)作為“三系”配套雜交制種的重要工具, 在雜交種子的生產以及雜種優勢利用上具有重要應用價值。根據恢復專效性, 可將玉米雄性不育胞質分為C型(CMS-C)、T型(CMS-T)和S型(CMS-S) 3種類型[1]。Pring等[2]根據線粒體基因組的酶切圖譜將C型胞質分為CI (C)、CII (RB、BB及E)和CIII (ES) 3個亞組。而對于恢復基因(restorer gene,)及恢復系的研究既有助于CMS的不育化制種應用, 也有助于對育性恢復機制的探究。迄今, 國內外學者對玉米細胞質雄性不育的育性恢復進行了大量研究, CMS-T的育性恢復由基因和控制, Duvick等[3]將定位于玉米第3染色體短臂上, Snyder等[4]將定位于玉米第9染色體靠近基因座位的附近區域。Wise等[5]的進一步研究將定位于第3染色體的umc97與umc92之間, 距離umc97為1.1 cM, 將定位在距離umc153為3.8 cM的位點上, Cui等[6]利用轉座子標簽法成功克隆得到基因。CMS-S的恢復主基因為, Zhang等[7]利用AFLP、SCAR標記將定位在第2染色體的長臂上, 位于標記E7P6與E12M7之間, 遺傳距離分別為0.9 cM和1.8 cM。李鵬等[8]利用BC1F1同質群體將精細定位在第2染色體的長臂上, 位于SSR標記A165與CG2之間, 兩標記的物理距離為1.4 Mb。此外, Feng等[9]通過全基因組關聯分析發現, 除主效恢復基因外, 在染色體的其他位置上還有近30個位點與CMS-S的育性恢復有關。CMS-C的育性恢復機制較為復雜, Kheyr-Pour等[10]研究表明, C型細胞質雄性不育的育性恢復受顯性基因控制; 陳偉程等[11]則認為, C型不育系的育性恢復受2對具有重疊效應的基因控制; Vidakovic等[12-14]提出, 玉米CMS-C的育性恢復可能受3對甚至更多的互補基因控制。Sisco等[15]利用RFLP標記將玉米自交系A619中的恢復基因定位在玉米第8染色體的短臂上, 與RFLP標記Npi114a連鎖; 湯繼華等[16]利用SSR標記同樣將A619的恢復基因定位于玉米第8染色體的短臂, 與SSR標記bnlg2307的遺傳距離為12.3 cM, 同時通過對玉米自交系鳳可1號的研究, 將恢復基因定位在玉米第5染色體上, 與SSR標記bnlg1346、phi058、bnlg1711連鎖, 遺傳距離分別為1.68 cM、9.87 cM、7.51 cM。此外, Kohls等[17]通過對玉米C型不育系B37C與恢復系K55的研究, 分別在bin 2.09、bin 3.06和bin 7.03 3個染色體區段上檢測到控制CMS-C育性部分恢復基因的主效QTL。

S型不育系屬于配子體不育, 敗育時期晚, 育性不穩定[18-19], 一定程度上阻礙其在生產上的利用; T型不育系屬于孢子體不育, 敗育時期早, 敗育徹底, 但由于玉米小斑病T小種的專化侵染, 致使T型不育系的利用被迫停止[20]; 作為孢子體不育的C型不育系不僅敗育早, 且敗育徹底[21], 長期以來受到育種家的廣泛關注, 但目前生產上因缺乏對CMS-C具有強恢復力的恢復系, 致使CMS-C的生產利用受到限制, 因此發掘、鑒定玉米CMS-C新恢復源并對其進行基因定位及克隆研究無疑具有十分重要的意義。本課題組在前期的研究中發現玉米自交系Z16、7250-14-1對C黃早四和C478表現為育性完全恢復, 因此本研究一方面通過廣泛測交鑒定2份自交系的恢復力; 另一方面通過雜交、自交結合回交進行恢復基因的遺傳分析, 同時利用F2群體進行恢復基因的分子標記定位, 為2份自交系在不育化制種中的生產利用及恢復基因的克隆提供重要參考。

1 材料與方法

1.1 試驗材料

以同質異核、同核異質的CMS-C不育系以及CMS-T、CMS-S不育系為母本(表1), 分別與玉米自交系Z16、7250-14-1 (由內蒙古真金種業科技有限公司提供)雜交得到F1, 用于恢保關系的測定。以不育系C黃早四、C478為母本, 自交系Z16、7250-14-1為父本, 構建相應的F2群體; 同時以黃早四、478作為輪回親本與F1回交, 得到相應的回交群體BC1。所有F2和BC1群體用于遺傳分析, (C黃早四×Z16)F2和(C黃早四×7250-14-1)F2作為基因定位群體。

表1 玉米同核異質、同質異核不育系

1.2 育性鑒定

采用Duvick 5級分類標準鑒定育性[22]。對所有實驗材料單株掛牌, 嚴格按照Duvick的方法逐株進行育性調查, 調查時間為植株整個散粉期, 每隔1 d調查1次, 每株至少調查3次; 采用I2-IK染色法, 于植株散粉期, 在每株雄穗主穗的上、中、下3個部位分別取1對小穗, 用固定液FAA固定, 進行花粉鏡檢。

1.3 恢復基因的遺傳分析

于不同年份不同地點種植F2、BC1群體, 統計各群體中可育株與不育株的分離比例, 并進行卡方檢驗。

1.4 恢復基因的分子標記定位

采用CTAB法[23]提取葉片總DNA, 從F2分離群體中隨機選取10株完全可育株和10株完全不育株, 等量混合其DNA, 分別構建可育基因池和不育基因池, 參照網站https://www.maizegdb.org/上的引物序列信息以及Qu等[24]設計的InDel引物信息, 由生工生物工程(上海)股份有限公司合成引物。利用分布于玉米10條染色體上的1062對SSR引物及29對InDel引物在親本間進行多態性引物篩選, 然后經混合群體分離分析法(bulked segregant analysis, BSA)對篩選到的多態性引物進一步篩選, 最后利用獲得的多態性引物對F2群體的完全不育單株進行基因分型, 尋找與目的基因連鎖的分子標記。

基于初步定位的結果, 從https://www.maizegdb. org/網站上下載定位區間內DNA序列信息, 用SSRHUNTER搜索SSR位點, 在https://www.ncbi.nlm. nih.gov/上設計SSR引物; 同時, 根據親本間的DNA序列差異, 利用Oligo 7設計InDel引物, 并由生工生物工程(上海)股份有限公司合成。擴大F2群體, 利用新開發的多態性標記及初定位的分子標記對F2群體的所有完全不育單株進行基因分型。PCR體系為15 μL, 包括7.5 μL2×PCR Master Mix (由成都擎科梓熙生物技術有限公司提供)、1.5 μLDNA模板、5.0 μLddH2O、10 μmol L–1前后引物各0.5μL。PCR反應程序為95℃5 min; 95℃50 s, 57℃ 30 s, 72℃40 s, 35個循環; 72℃ 10 min。PCR產物經6%非變性聚丙烯酰胺凝膠電泳, 銀染后, 觀察記錄擴增條帶并拍照。

1.5 遺傳連鎖圖譜構建

選取F2群體中完全不育單株的分離單株為作圖群體, 將與母本帶型一致的單株記為A, 與父本帶型一致的單株記為B, 雜合帶型的單株記為H。利用Kosambi函數將重組率轉化為遺傳距離[25], 利用MapMaker 3.0進行連鎖數據分析, 繪制遺傳圖譜。

2 結果與分析

2.1 恢保關系測定

以同質異核、同核異質的CMS-C不育系以及CMS-T、CMS-S不育系為母本, 自交系Z16、7250-14-1為父本, 分別測交, 2017年夏季, 將所有測交組合種植于四川溫江, 每個組合2行, 每行14株, 對所有測交F1進行育性鑒定, 部分測交組合的雄穗育性表現及花粉染色情況如圖1。

2.1.1 自交系Z16的恢保關系測定 將同質異核及同核異質的CMS-C不育系與Z16測交后代的育性鑒定結果列入表2, 由表2可知, Z16對CMo17、C698-3、C黃早四、C478均表現為育性恢復, 各測交組合的雄穗育性等級均為V級, 且花粉可染率高達96.7%以上, 說明育性恢復比較徹底。組合C48-2×Z16的雄穗育性等級除少數為II級外, 大多數為III級, 同時花粉可染率也僅為39.0%, 說明Z16對C48-2表現為育性部分恢復。此外, 所有CMS-C亞組胞質測交組合的雄穗育性等級均為I級, 其中組合G48-2×Z16、EC48-2×Z16能產生不可染的花粉, 而組合ES48-2×Z16、RB48-2×Z16以及類48-2×Z16為無花粉型, 即不能產生花粉。說明Z16對48-2核背景下的C胞質其他亞組胞質均不具有育性恢復能力。

由表3可知, Z16對TMo17、T698-3均表現為不育性保持, 測交組合均為無花粉型。測交組合SMo17×Z16的雄穗育性等級多為III級, 花粉可染率僅為22.0%; 而組合S698-3×Z16的雄穗育性等級為I級, 但花粉可染率達到29.2%, 表明Z16對CMS-S表現育性部分恢復。

圖1 部分測交組合的育性表現

I: 花藥不外露; II: 花藥外露比例為0~25%; III: 花藥外露比例為25%~50%; IV: 花藥外露比例為50%~75%; V: 花藥外露比例為75%~100%。

I: no emerged of anthers; II: from 0 to 25% anthers emerged; III: more than 25% to 50% anthers emerged; IV: more than 50% to 75% anthers emerged; V: more than 75% anthers emerged.

表2 CMS-C不育系與Z16測交后代的育性鑒定結果

I: 花藥不外露; II: 花藥外露比例為0~25%; III: 花藥外露比例為25%~50%; IV: 花藥外露比例為50%~75%; V: 花藥外露比例為75%~100%。“-”代表無花粉。

I: no emerged of anthers; II: from 0 to 25% anthers emerged; III: more than 25% to 50% anthers emerged; IV: more than 50% to 75% anthers emerged; V: more than 75% anthers emerged. “-” denotes no pollen formed.

表3 CMS-T、CMS-S不育系與Z16測交后代的育性鑒定結果

2.1.2 自交系7250-14-1的恢保關系測定 由表4可知, 7250-14-1對CMo17、C698-3、C黃早四以及C478均表現為育性恢復, 各測交組合的雄穗育性等級均為V級, 且花粉可染率均超過91%, 說明恢復徹底; 而測交組合C48-2×7250-14-1的雄穗育性等級為III級, 花粉可染率高達83.3%, 說明7250-14-1對C48-2表現為育性部分恢復。同時, 7250-14-1對G48-2、EC48-2及ES48-2均表現為育性部分恢復, 雖然3個測交組合的雄穗育性等級均為III級, 但組合G48-2×7250-14-1、ES48-2×7250- 14-1的花粉可染率超過94%遠高于組合EC48-2× 7250-14-1(22.6%)。7250-14-1對RB48-2和類48-2表現為不育性保持, 測交組合的雄穗育性等級均為I級, 且花粉均完全不可染。表明7250-14-1對48-2背景下不同亞組胞質的育性恢復能力不同。

由表5可知, 7250-14-1對TMo17、T698-3均表現為不育性保持, 且測交組合均為無花粉型。對SMo17、S698-3均表現為育性部分恢復, 測交組合的雄穗育性等級均為IV級, 其中組合S698-3× 7250-14-1的花粉可染率為43.9%, 而SMo17×7250- 14-1的花粉可染率僅為14.1%。

2.2 遺傳分析

將不育系C黃早四、C478與恢復系Z16、7250-14-1組配的F2及BC1群體于2016—2017年分別在云南西雙版納(景洪)、四川溫江及崇州進行育性鑒定, 育性調查結果見表6和表7。

由表6可知, (C黃早四×Z16)F2及[(C黃早四×Z16)×黃早四]群體中可育單株與不育單株的比例分別符合3∶1和1∶1 (>0.05), (C478×Z16)F2及[(C478×Z16)×478]群體中可育單株與不育單株的比例也分別符合3∶1和1∶1 (>0.05), 說明Z16對C黃早四和C478的育性恢復均受1對基因控制。

由表7可知, (C黃早四×7250-14-1)F2和[(C黃早四×7250-14-1)×黃早四]群體中可育單株與不育單株的比例分別符合3∶1和1∶1 (>0.05), 說明7250-14-1對C黃早四的育性恢復受1對基因控制;與此同時, (C478×7250-14-1)F2和[(C478×7250-14-1)×478]群體可育單株與不育單株的比例分別符合9∶7和1∶3 (>0.05), 說明7250-14-1對C478的育性恢復受2對基因控制, 且呈顯性互補關系。

表4 CMS-C不育系與7250-14-1測交后代的育性鑒定結果

表5 CMS-T、CMS-S不育系與7250-14-1測交后代的育性鑒定結果

c2(0.05, 1)=3.84.

c2(0.05, 1)=3.84.

2.3 恢復基因的分子標記定位

2.3.1 自交系Z16恢復基因的分子標記定位 選用位于玉米10條染色體上的1062對SSR引物以及29對InDel引物, 對親本C黃早四與Z16進行多態性分析, 共有404對引物在兩親本間呈現多態性。利用BSA法對篩選到的多態性引物進一步篩選, 發現位于第8染色體短臂上的InDel引物IDP8573、Chr8-1330080、TIDP5557、Chr8-86080在可育基因池與不育基因池之間呈現多態性(引物信息見附表1)。利用這些多態性引物對(C黃早四×Z16)F2群體中的156株完全不育單株進行基因分型發現, TIDP5557檢測到4個交換單株, Chr8-86080未檢測到交換單株, 因此初步將Z16的恢復基因定位于標記TIDP5557至第8染色體短臂末端的區域(圖2)。基于初定位結果, 在標記TIDP5557至第8染色體短臂末端區域內新開發了4對分子標記(附表1), 利用新開發的分子標記以及初定位的連鎖標記對(C黃早四×Z16)F2群體中的798株完全不育單株進行基因分型。結果發現, 標記B-1檢測到2個交換單株, 而B-6-1、B-2以及Chr8-86080均未檢測到交換單株, 于是將Z16的恢復基因定位于分子標記B-1至第8染色體短臂末端的區域, 該區域的物理范圍為494 kb (圖2)。

圖2 自交系Z16所含Rf基因在第8染色體上的連鎖圖譜

2.3.2 自交系7250-14-1恢復基因的分子標記定位

選用位于玉米10條染色體上的1062對SSR引物和29對InDel引物在親本C黃早四與7250-14-1之間進行多態性分析, 共有389對引物在兩者間存在多態性。利用BSA法對篩選到的多態性引物進一步篩選發現, 位于第8染色體短臂上的InDel引物Chr8-1330080、IDP7866、IDP500、IDP8319、Chr8- 398180及Chr8-86080在可育基因池與不育基因池之間呈現多態性(引物信息見附表2)。利用這些多態性引物對(C黃早四×7250-14-1)F2群體中的143株完全不育單株進行基因分型發現, 引物IDP8319檢測到1個交換單株, 而Chr8-398180、Chr8-86080均未檢測到交換單株, 因此初步將7250-14-1的恢復基因定位于IDP8319至第8染色體短臂末端的區域(圖3)。基于初定位結果, 在標記IDP8319至第8染色體短臂末端區域內新開發了4對分子標記(附表2), 利用新開發的分子標記以及初定位的連鎖標記對(C黃早四×7250-14-1)F2群體中的432株完全不育單株進行基因分型。發現標記B-1檢測到4個交換單株, Chr8-86080檢測到1個交換單株, 且利用B-1和Chr8-86080檢測到的交換單株不相同, 因此將7250-14-1的恢復基因定位于標記B-1與Chr8-86080之間, 物理距離為249 kb (圖3)。

3 討論

“三系”配套是植物細胞質雄性不育應用于不育化制種的前提。而其中恢復系的選育及恢復力的表現又直接關系到不育化制種的應用成效。本研究發現, Z16和7250-14-1除了對玉米CMS-C的CI亞組中的C48-2表現為部分恢復外, 對CI亞組的C478、C黃早四、C698-3等均表現為完全恢復。自交系A619是含有主效恢復基因的強恢復系, 它不僅對C478、C黃早四、C698-3表現為強恢復, 對C48-2也同樣表現為強恢復[26]。可見, Z16和7250-14-1對CMS-C不育系的育性恢復能力不同于A619。通過對玉米CMS-C不同亞組胞質的恢保關系測定發現, Z16不能恢復RB48-2、ES48-2、G48-2、EC48-2、類48-2的育性; 7250-14-1能夠部分恢復ES48-2、G48-2、EC48-2的育性, 但對RB48-2、類48-2則表現為不育性保持。從這個意義上來說Z16與7250-14-1對玉米CMS-C的育性恢復能力也存在差異。

圖3 自交系7250-14-1所含Rf基因在第8染色體上的連鎖圖譜

本研究基于2個不育系背景下的F2及BC1群體的遺傳分析發現, Z16對C黃早四和C478的育性恢復均受1對基因控制, 而7250-14-1對C黃早四的育性恢復受1對基因控制, 但對C478則表現為受2對基因控制。于是我們選擇不育系C黃早四做母本, Z16及7250-14-1分別做父本, 配制F2作為基因定位群體, 分別對Z16及7250-14-1中的主效恢復基因進行分子標記定位。最終將Z16和7250-14-1的主效恢復基因均定位于第8染色體短臂末端, 且定位區間包含了候選基因[27]。2份自交系的定位區間存在較大的重疊區域, 參照B73序列(http://ensembl.gramene.org/Zea_mays/Info/Index), 發現重疊區間內共有5個注釋基因, 其中編碼過氧化物酶1前體蛋白,編碼bHLH轉錄因子,編碼S-腺苷甲硫氨酸合酶1,編碼SBP結構域轉錄因子家族蛋白,編碼類PTI1酪氨酸蛋白激酶3。而且,為已經報道的玉米核雄性不育基因[28]。分子標記定位結果顯示3個恢復材料Z16、7250-14-1及A619的恢復基因均被定位于第8染色體的短臂上, 但3個恢復材料對C型不育系的恢復能力存在差別。基于以上結果我們推測, 3個自交系都含有基因, 但在不同核背景下其發揮作用的效應不同; 或者它們分別含有不同的恢復基因, 但卻在第8染色體短臂上成簇存在。關于恢復基因在染色體上成簇存在的現象在其他作物上已有報道[29-30]。

本研究新鑒定出的玉米CMS-C強恢復系Z16和7250-14-1, 雖然對玉米CMS-C的CI亞組具有相同的恢復力, 但對CII和CIII亞組的恢復能力卻存在差異。Z16、7250-14-1對玉米CMS-C的恢復能力也有別于自交系A619。可見玉米細胞質雄性不育系的育性恢復既受測驗系的核基因影響, 也受不育系的核背景及不育細胞質類型影響。因此在將不育化制種應用于生產時, 對恢復系的選育, 既要考慮到不育系的核背景, 也要考慮所用C型不育的亞組胞質類型。

4 結論

自交系Z16、7250-14-1均能恢復不同核背景下的CI胞質, 其中對大多數核背景下的CI胞質表現為育性完全恢復, 僅對48-2背景下的CI胞質表現為育性部分恢復。Z16對C黃早四、C478的育性恢復受1對基因控制; 7250-14-1對C黃早四的育性恢復受1對基因控制, 而對C478的育性恢復則受2對基因控制, 且顯現互補關系。2份自交系的恢復基因均被定位于第8染色體短臂上, 其中Z16所含恢復基因被定位于分子標記B-1至第8染色體短臂末端區域, 物理距離為494 kb; 7250-14-1所含恢復基因被定位于分子標記B-1與Chr8-86080之間, 物理距離為249 kb。

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附表1 用于Z16恢復基因定位的多態性引物

Supplementary table 1 Polymorphic markers for restoring gene mapping in Z16

引物Primer引物類型Primer type正向序列Forward sequence (5'–3')反向序列Reverse sequence (5'–3') Chr8-86080InDelCGTCGTTGAGGTGAGAAGAGCTCCGAACCTGATCCGAGTA B-2InDelACGAATACGATACGTAGCCAGTGAATCTGCGGTGAACAAA B-6-1InDelGGATGGAATATATAAAGTTTGCTGGCTCATTACCTTGGTGTCA B-1InDelGATCGTTCCGGCCCAAGAAGTAGCCGTGGAGTTGGTAGCC m-1SSRCATTGACCGGGGTAGGAAGTCATTGACCGGGGTAGGAAGT TIDP5557InDelCATGAGATCAACGGGATGCAGTAGAGATCCGGGAGGTGG Chr8-1330080InDelCCAAGTTGGATACAACGACAGAAGAAGCAACGTCTGCAGGAT IDP8573InDelCGAGTCAGTTGCTTACGGGAATTGCCGAGTGGATACAGG

附表2 用于7250-14-1恢復基因定位的多態性引物

Supplementary table 2 Polymorphic markers for restoring gene mapping in 7250-14-1

引物Primer引物類型Primer type正向序列Forward sequence (5'–3')反向序列Reverse sequence (5'–3') m-10SSRAGCGCTCGATTCCTGTAGTGGGGTGTCGTTGGTTGGGATT Chr8-86080InDelCGTCGTTGAGGTGAGAAGAGCTCCGAACCTGATCCGAGTA B-2InDelACGAATACGATACGTAGCCAGTGAATCTGCGGTGAACAAA B-6-2InDelCCAATGTTTTGATGGAAGTCCTAATTGCCATGTTCTTACCTGT B-1InDelGATCGTTCCGGCCCAAGAAGTAGCCGTGGAGTTGGTAGCC Chr8-398180InDelGCCAGTTCGGAGACAGGATACCGCCATCCAATTAACAAG IDP8319InDelTTGACCCTCCTGTTACGTGCGAGCATGGACCACATGACC IDP500InDelCACTGCCGTAGAGTAGTGCGGGCTTCAAGATCAGTCCG IDP7866InDelGGACGAAGCGATCGAGTACCAGATGAGGGAAGTGAGCAGC Chr8-1330080InDelCCAAGTTGGATACAACGACAGAAGAAGCAACGTCTGCAGGAT

Identification of fertility restoration and molecular mapping of restorer genes in two maize restore lines of CMS-C

MOU Bi-Tao1,2, ZHAO Zhuo-Fan1, YUE Ling1, LI Chuan1, ZHANG Jun3, LI Zhang-Bo3, SHEN Han3, and CAO Mo-Ju1,*

1Maize Research Institute, Sichuan Agricultural University / Key Laboratory of Maize Biology and Genetics and Breeding of Southwest China, Ministry of Agriculture, Chengdu 611130, Sichuan, China;2Edible Fungus Sericulture Research Institute, Yibin Academy of Agricultural Sciences, Yibin 644000, Sichuan, China;3Inner Mongolia Zhenjin Seed S&T Co., Ltd, Ordos 014300, Inner Mongolia, China

The objective of the present study was to identify novel and powerful restorer lines for CMS-C. So maize inbred lines Z16 and 7250-14-1 were crossed with both isonuclear alloplasmic and isoplasmic allonuclear CMS-C, CMS-T, and CMS-S male sterile lines. Self-cross and back-cross were conducted for some of the fertility restored F1for genetic analysis and restorer gene mapping. Male fertility expression was investigated for all the F1, F2and backcross populations, showing that Z16 and 7250-14-1 could restore the fertility for C Huangzaosi, C478, C698-3, and CMo17 completely, and partly restore the fertility for C48-2. Z16 could not restore the fertility for G48-2, EC48-2, ES48-2, RB48-2, and Lei48-2, while 7250-14-1 could partly restore the fertility for G48-2, EC48-2, and ES48-2, and maintain the sterility for RB48-2 and Lei48-2. Both Z16 and 7250-14-1 couldn’t restore the fertility of CMS-T, and partly restore the fertility for CMS-S. Genetic analysis showed that the fertility restoration was controlled by a pair of dominant genes for Z16 when crossed with C478 or C Huangzaosi. But for 7250-14-1, the fertility restoration was controlled by a pair of dominant genes for C Huangzaosi, and two pairs of complementary dominant genes for C478. Both of the restorer genes for Z16 and 7250-14-1 were mapped on the short arm of chromosome 8 by molecular markers. For Z16, it was mapped within a physical distance of 494 kb from the marker B-1 to the end of the chromosome, and for 7250-14-1, it was located between B-1 and Chr8-86080, with physical distance of 249 kb. This study not only provides some information for the practical application of Z16 and 7250-14-1, but also lays a foundation for the cloning and functional analysis of restorer genes.

maize; cytoplasmic male sterility; restorer gene; molecular mapping

2018-04-16;

2018-10-08;

2018-11-05.

10.3724/SP.J.1006.2019.083033

曹墨菊, E-mail: caomj@sicau.edu.cn

E-mail: m602817828@163.com

本研究由“十三五”國家重點研發計劃項目(2016YFD0101206)資助。

This study was supported by the National Thirteenth Five-Year National Research and Development Program (2016YFD0101206).

URL:http://kns.cnki.net/kcms/detail/11.1809.S.20181101.1018.006.html