聯吡啶衍生物芳基釕配合物的合成及其與DNA、蛋白質相互作用

葛 超 王紅艷 董益利 李 季徐 蕓 顧秋予蘇 志 錢 勇＊, Peter J.Sadler 劉紅科＊,

(1南京師范大學化學與材料科學學院，南京 210023)(2Department of Chemistry，University of Warwick，Gibbet Hill Road，Coventry CV4 7AL，UK)

0 引 言

1965年，美國科學家Rosenberg首次發現順鉑能夠抑制細胞生長并開展了抗腫瘤實驗研究[1]。由于順鉑的抗藥性及毒副作用，人們將研究擴展到了過渡金屬配合物抗癌方面，已報道了很多新型具有低毒、高效抗癌活性的金屬(如鉑、鈀、銠、銥、鋨、釕等元素)配合物，其中釕配合物抗癌成為研究熱點[2]。Sadler等發現雙核芳基釕配合物對光敏感，具有結合光誘導細胞死亡和光活化熒光成像的潛力[3]。Dyson等設計了一系列的含膦配體的芳基釕配合物并研究芳烴結構變化對抗癌活性的影響[4]。

在螯合配體中，吡啶類化合物由于容易進行化學修飾得到系列衍生物，比其它氮雜環化合物更有優勢，其與芳基釕配位一般有2種方式，N^N配位及C^N配位。值得注意的是，含有N，N-螯合配體的芳基釕配合物不僅在催化反應中表現優異，而且它們良好的抗癌活性也令人矚目[5-6]。Sheldrick和同事已經報道了一系列具有N，N-螯合多吡啶基配體的銠和銥配合物[7]，它們表現出良好的細胞毒性并通過配位、插入或雙重結合的方式與DNA作用[8]。

抗癌配合物水解速率的大小對抗癌活性有重要影響，含有鹵素離去基團的芳基釕配合物進入體內更容易在細胞質里發生水解而不是血液里，因為血液里Cl-濃度比較高抑制了配合物的水解 (大約100 mmol·L-1)，而細胞質中的 Cl-濃度低(＜25 mmol·L-1)，促進水解，水解后帶正電荷的水解產物可能進入細胞核與帶負電荷的DNA作用造成DNA損傷，從而導致癌細胞凋亡[9]。DNA是抗癌化合物在細胞內的主要靶標之一，核酸和其他分子之間的相互作用是生命科學中的基本問題[10]。一些疾病的標志性物質和DNA靶向藥物的相互作用機制涉及基因的復制、轉錄、突變和物種的相關變異等[11]。血清白蛋白是一種重要的生物分子，也是重要的血液蛋白質，其具有轉運配體如脂肪酸、氨基酸、類固醇、金屬離子和藥物的能力[12-13]。藥物-白蛋白在血流中的結合能力對藥物的活體分布、游離濃度、代謝和排泄性質有重要影響，同時也影響化療過程中的藥物穩定性和毒性[14]。由于牛血清白蛋白與人血清白蛋白含90%的相同序列，性質差別小，其價格低，許多文獻也用牛血清白蛋白進行實驗，所以本文選擇用牛血清白蛋白來研究配合物與蛋白的相互作用[15]。

Scheme 1 Synthetic route and general structures of complexes 1 and 2

研究導致配合物抗癌活性降低的因素也具有特別重要的意義。通過對配合物的水解、與靶標物質如DNA、蛋白等相互作用研究，可以讓我們全面了解抗癌機理，進而在未來設計高效低毒配合物時避免不利因素[10]。本文合成了2種單核芳基釕聯吡啶衍生物配合物[Ru(η6-p-cymene)(L1)Cl]Cl(1)和[Ru(η6-p-cymene)(L2)Cl]Cl(2)(L1=4，4′-dimethyl-2，2′-bipyridine，L2=4′-methyl-(2，2′-bipyridine)-4-carbaldehyde oxime)，通過元素分析、ESI-MS和1H NMR進行了表征。用MTT法測試了配體及配合物對癌細胞及正常細胞的毒性，并用紫外光譜法和熒光光譜法研究了配合物與DNA、BSA的作用。在上述結果基礎上探討了影響配合物抗癌活性的因素，將為研究新藥物、新靶點、新機制提供參考。

1 實驗部分

1.1 試劑與儀器

實驗所用溶劑均采用分析純試劑，根據實驗需要，試劑在使用前均按照《實驗室化學品純化手冊(第五版)》[16]進行純化。所有的反應均在氬氣保護氛圍下進行。 4，4′-dimethyl-2，2′-bipyridine(L1)購自晚晴化學品公司。根據文獻方法[12-13]制備了配體4′-methyl-(2，2′-bipyridine)-4-carbaldehyde oxime(L2)。除特殊要求，所有測試均在室溫下進行。1H NMR采用Bruker AVANCE 400 spectrometer(德國)測定，C、H、N元素分析使用元素分析儀(vario ELⅢ，賀力氏公司，德國)測定，ESI-MS使用LCQ FLEET電噴霧質譜儀(賽默飛世爾科技，美國)測定(Source Voltage 4.0 kV，Sheath Gas Flow Rate 8 arb，Capillary Voltage 70 V，Capillary Temp 275 K，流動相為甲醇，流速為200 pL·min-1，進樣方式為直接進樣，樣品配成甲醇溶液)，紫外吸收分光光譜儀為美國瓦里安公司生產的Cary 50儀器，熒光光譜是用PerkinElmer Ls-55熒光光譜儀測定。

1.2 配合物的合成與結構

1.2.1 [Ru(η6-p-cymene)(L1)Cl]Cl(1)的合成

芳基釕二聚體[RuCl2(η6-p-cymene)]2(122.4 mg，0.2 mmol)、配體(L1)(73.6 mg，0.4 mmol)溶于 10 mL甲醇中，在氬氣氛圍下，338 K回流12 h。反應結束后通過柱層析分離，CH2Cl2/MeOH(15∶1，V/V)為洗脫劑,產量為85.2 mg,產率為43.5%。1H NMR(CDCl3,400 MHz)：9.52(2H，d，pyridine)，8.03(2H，s，pyridine)，7.54(2H，d，pyridine)，6.17(2H，d，p-cymene)，6.02(2H，d，p-cymene)，2.70(1H，dt，CH)，2.58(6H，s，CH3)，2.27(3H，s，CH3)，1.06(6H，d，CH3)。ESI-MS：[1-Cl-]+m/z的理論值為454.98，實驗值為455.25。元素分析(%)：C22H26N2RuCl2的理論值為 C 53.88，H 5.34，N 5.71；實測值為 C 53.28，H 5.28，N 5.86。

1.2.2 [Ru(η6-p-cymene)(L2)Cl]Cl(2)的合成

將芳基釕二聚體[RuCl2(η6-p-cymene)]2(122.4 mg，0.2 mmol)、配體 L2(85.6 mg，0.4 mmol)溶于甲醇中，在氬氣氛圍下，338 K回流12 h。反應結束后通過柱層析分離，CH2Cl2/MeOH(10∶1，V/V)為洗脫劑，產量為83.7 mg，產率為40.3%。1H NMR(DMSO-d6，400 MHz)：12.41(1H，s，OH)，9.50(1H，t，pyridine)，9.38(1H，dd，pyridine)，8.70(1H，d，pyridine)，8.53(1H，s,pyridine),8.35(1H,d,pyridine)，7.89(1H，dd，pyridine),7.67(1H,t,CH),6.29～6.19(2H，m，p-cymene)，6.02～5.91(2H，m，p-cymene)，2.62～2.55(4H,m,CH,CH3),2.18(3H,d，CH3)，1.01～0.86(6H，m，CH3)。 ESI-MS：[2-Cl-]+m/z的理論值為483.98，實驗值為484.25。元素分析(%)：C22H25N3ORuCl2的理論值為 C 50.87，H 4.85，N 8.09；實測值為 C 49.83，H 5.23，N 7.82。

1.3 配合物的水解

通過UV-Vis光譜測定配合物1、2的水解。將配合物溶于DMSO，濃度為2 mmol·L-1，加水稀釋，得濃度為50 μmol·L-1的溶液 (溶劑體積比為VDMSO∶VH2O=5∶95)。 在 298 K 下，于波長 200～800 nm 范圍用1 cm路徑的石英比色皿測定，12 h內每隔15 min記錄吸光度值。

1.4 配合物與CT-DNA的相互作用

將 CT-DNA配制在磷酸鹽緩沖液(PBS，5 mmol·L-1，pH 7.0)中，儲存在 269 K 溫度下。 用 PBS適當稀釋后，通過UV-Vis在波長為260 nm處用1 cm路徑的石英比色皿測量吸光度值，確定CT-DNA的濃度(ε=6 600 L·mol-1·cm-1)。紫外吸光強度的比值(A260/A280)約為1.9，表明DNA溶液不含蛋白質。滴定實驗在室溫下進行，用雙通道進行測試，以相應濃度的CT-DNA作為空白對照。將50 μmol· L-1配合物溶液置于1 cm路徑的石英比色皿中保持濃度不變，加入等體積的0.5 μL CT-DNA儲備溶液，CTDNA與配合物的濃度比例CT-DNA與配合物的濃度比例 r 依次為 0.1、0.2、0.3、0.4、0.5、0.6、0.7、0.8、0.9、1.0，CT-DNA 的 濃 度 分 別 為 5、10、15、20、25、30、35、40、45、50 μmol·L-1。CT-DNA 與配合物混合7 min以達到平衡，于200～800 nm范圍記錄吸光度值。

1.5 配合物與血清白蛋白的相互作用

稱取2 mg BSA，用pH=7.4的PBS溶解，加緩沖液稀釋，配制濃度為3 μmol·L-1的BSA溶液。將配合物溶于DMSO，使配合物的初始濃度為10 mmol·L-1，將配合物用pH=7.4的PBS稀釋至1.5 mmol·L-1，滴定實驗在室溫下進行，將 3 μmol·L-1的BSA溶液置于1 cm路徑的石英比色皿中，加入等體積的0.5 μL配合物溶液，配合物與BSA的比例r依次為 0、0.5、1.0、1.5、2.0、2.5、3.0、3.5，配合物的濃度 分 別 為 0、1.5、3.0、4.5、6.0、7.5、9.0、10.5 μmol·L-1。混合10 min達到平衡后，于樣品的激發波長285 nm處測定熒光強度。

1.6 細胞毒性研究

實驗選取了3種細胞系：人卵巢癌細胞(A2780)，肺癌細胞(A549)和正常肝臟細胞(L02)，來源于中山大學(中國，廣州)動物實驗中心。細胞在含10%的血清培養基RPMI1640(Gibco BRL)中37℃培養。配合物對癌細胞體外抗增殖活性試驗方法為：取對數生長期的細胞，調整細胞懸液濃度為5×104CFU·mL-1，每孔100 μL細胞懸液接種于 96孔細胞培養板中，預培養24 h。分別設空白對照組、細胞對照組以及 4 個濃度(12.5、25、50、100 μmol·L-1)配合物藥物組，孵育48 h。然后向每個孔中加入20 μL噻唑藍(MTT，5 mg·mL-1，以 PBS 溶解)，37 ℃培養 4 h。小心地除去培養基，向每個孔中加入150 μL DMSO以溶解甲瓚晶體，避光放置30 min。使用酶標儀(Infinite M200，Tecan，Mannedorf，瑞士)測定 590 nm處的吸光度。計算配合物對癌細胞增殖(48 h)的半數抑制濃度(IC50)[17-18]。

2 結果與討論

2.1 細胞毒性研究

采用MTT法測定了配體L1和L2及配合物1、2對肺癌細胞(A549)、人卵巢癌細胞(A2780)和正常肝臟細胞(L02)細胞毒性(IC50)。由配合物IC50結果(表1)可以看出，配體L1和L2對肺癌細胞(A549)有較強的毒性，其中 L1 的細胞毒性(11.83 μmol·L-1)優于臨床使用的抗癌藥物順鉑(13.84 μmol·L-1)，但他們對正常細胞毒性很小(＞100 μmol·L-1)。配合物 1 和 2對癌細胞A2780、A549和正常細胞L02基本沒有毒性，遠遠低于順鉑的毒性。從上述結果可以看出，與對-傘花烴釕配位后，配合物1、2對癌細胞及正常肝臟細胞的毒性急劇降低(～200 μmol·L-1)。 為了探究造成配合物抗癌活性降低的原因，我們研究了配合物的水解及其與蛋白、DNA的相互作用。

表1 配體L1、L2及配合物1、2和順鉑的細胞毒性（IC50）Table 1 Cell toxicity of L1,L2 and complexes 1,2 and cisplatin （IC50）μmol·L-1

2.2 配合物的水解

配合物的水解化學可以調控它們的藥理學性質，包括細胞攝取、分布、與DNA結合、體內代謝和毒性等[19-20]。通過紫外吸收光譜研究了1、2的水解(圖1)。配合物1在250 nm處有一肩峰，264 nm處有較強的吸收峰可歸屬為混合LLCT/MLCT(配體ππ*/中心金屬d軌道上的電子向配體π*軌道的躍遷)躍遷，在304和314 nm處的較強吸收峰歸屬為LLCT躍遷；配合物2在250和280 nm處的較強吸收峰可歸屬為混合LLCT/MLCT躍遷，320 nm處較弱的吸收峰可歸屬為LLCT躍遷[21]。2個配合物的水解都是離去基團Cl-與H2O發生交換，有新物質生成，產物濃度的升高會導致吸收峰增強，而配合物濃度的降低則導致吸收峰減弱。配合物1水解時的吸收峰強度隨著時間變化很小，最大吸收峰處的吸光度略微增加(從0.551增加到0.557)，說明1在水溶液中比較穩定，。配合物2水解時的吸收峰強度隨時間變化比較明顯，280 nm吸收峰處的吸光度有較大增加(從0.716升至0.759)。上述結果說明2個配合物水解反應不同，且配合物1水解速率比2慢。根據吸光度的變化，按準一級反應動力學[22]計算出配合物1和2的水解速率常數分別為0.383和1.458 h-1，半衰期分別為 1.81 和 0.47 h(表 2)，與文獻報道[22]的水解方式一樣。

配合物1、2的水解反應的速率不同可能與其聯吡啶螯合配體有關，配體L1和L2的取代基分別為-CH3和-CHNOH，-CHNOH為親水基團，能增加配合物2的溶解度。

表2 配合物1和2的水解常數Table 2 Hydrolysis constant of complexes 1,2

圖1 配合物1(a)和2(b)在DMSO溶液中的紫外吸收光譜圖Fig.1 Absorption spectra of complexes 1(a)and 2(b)in the DMSO solution

2.3 配合物與CT-DNA的相互作用

芳基釕配合物在細胞中的可能靶點是DNA，研究DNA和金屬配合物之間的相互作用在抗癌機制中至關重要[23-24]。當配合物與DNA發生作用時，紫外光譜吸收峰會表現出減色現象，減色越明顯表明配合物與DNA相互作用越強[25]。通過紫外光譜法研究了配合物1、2與DNA相互作用。在200～600 nm范圍測定配合物1、2與CT-DNA作用的吸收光譜(圖2)。 結果發現 1在250、263、304及 314 nm處有吸收，最強吸收峰出現在250和263 nm。配合物2在250、280及314 nm處有吸收，最強吸收峰出現在250和280 nm。1和2的紫外吸收強度隨著DNA濃度的增加出現減色效應。配合物1和2的△A分別為0.05和0.1，減色百分比分別為8.3%和12.3%。2的減色效果強于1，出現這種差異的原因可能是聯吡啶的取代基不一樣[26]。配合物通過嵌入作用與DNA結合后與堿基對發生π電子堆積，配體的π*空軌道與DNA堿基對的π軌道發生偶合導致能級下降，偶合后的π*軌道部分填充電子，使其π-π*躍遷幾率減小，從而產生減色效應[27]。上述結果表明配合物可能通過嵌入作用與雙鏈CT-DNA結合。Schatzschneider等發現釕配合物紫外吸收峰波長的改變與聯吡啶配體上的取代基有關，取代基會影響配體的π-π*的躍遷，取代基為吸電子基團時會使π-π*躍遷更容易[25]。配合物1和2中聯吡啶配體上的取代基分別為-CH3和-CHNOH，-CHNOH為吸電子基，所以2的減色效果明顯。

在紫外滴定實驗基礎上，利用以下公式計算了配合物 1和 2與 DNA 的結合常數 Kb：CDNA/(εa-εf)=CDNA/(εb-εf)+1/Kb(εb-εf)其中 εa是表觀吸收系數，根據朗博-比爾定律，應為A/(bC)，εb是完全結合DNA的消光系數，εf是沒有加DNA時配合物的消光系數[28]。計算得到配合物1、2的結合常數分別為7.8×103和 1.86×104L·mol-1，說明配合物 2 與 DNA 的結合能力較強。造成這種差別的原因可能是配體L2的取代基為-CHNOH，-CHNOH是親水基團，能增加配合物的溶解度，水解速度快。配合物1、2與DNA結合常數與文獻報道的結果在同一個數量級[29]，也表明配合物與DNA以嵌入方式作用。

圖2 配合物1(a)和2(b)加入DNA前后的紫外吸收光譜圖Fig.2 Absorption spectra of complex 1(a)and 2(b)in the absence and the presence of CT-DNA

2.4 配合物與蛋白的相互作用

金屬配合物與血清白蛋白BSA結合的定性分析通常通過熒光光譜進行檢測。BSA產生熒光的生色團是由蛋白質的2個氨基酸引起的，即色氨酸(Trp)和酪氨酸(Tyr)。蛋白質構象轉換，底物結合或變性反應都有可能導致色氨酸的發射光譜發生變化[30]。BSA的固有熒光可以提供關于其結構和動力學的信息，并且常用于蛋白質折疊和相關反應的研究[31]。配合物與BSA滴定實驗的熒光發射光譜如圖3(a)、3(b)所示。配合物1、2加入到BSA溶液中導致其在348 nm處的熒光強度的顯著降低，分別降低了44.9%和31.8%(圖4)，說明配合物與血清白蛋白有較強的相互作用，且配合物1與蛋白質的結合能力強于2。熒光強度的變化可以用Stern-Volmer方程[32]描述：I0/I=1+kqτ0CQ=1+KsvCQ；其中 I0和 I分別是只有BSA時和猝滅劑(配合物)、BSA共存時熒光團的熒光強度，kq是Stern-Volmer淬滅常數，Ksv是動態猝滅常數，τ0為熒光團的熒光壽命，其平均壽命大約為10-8s，CQ為猝滅劑的濃度。根據此方程計算得到了配合物1和2的Ksv和kq。2個配合物的 kq分別為(7.50±0.47)×1012、(5.00±0.43)×1012L·mol-1·s-1(表3)，遠大于各類猝滅劑對生物大分子最大擴散碰撞猝滅速率常數(2×1010L·mol-1·s-1)[32-33]，說明動態碰撞不是引起BSA熒光猝滅的主要原因，而是由于配合物和 BSA形成了不發光的加合物，從而引起了BSA內源熒光的靜態猝滅。配合物1和2的Ksv值分別為(7.50±0.47)×104、(5.00±0.43)×104L·mol-1(表3)，也說明配合物能與蛋白質發生作用，且配合物1與蛋白質的作用強于2。

圖3 BSA溶液中加入配合物1(a)和2(b)的熒光光譜Fig.3 Emission spectra of BSA in the absence and presence of increasing amount of complexes 1(a)and 2(b)

圖4 BSA加入不同濃度的配合物1和2時的熒光強度變化Fig.4 Fluorescence intensity variation of BSA-bound complexes 1 and 2

假設蛋白質上有n個相同且獨立的結合位點，根據 Scatchard 方程：Δ(I/I0)/CQ=nKA-KAΔ(I/I0)(CQ是猝滅劑即配合物的濃度)，以 Δ(I/I0)/CQ對 Δ(I/I0)作圖，根據截距和斜率分別可以求得配合物與BSA的結合常數KA和結合位點數n(表3)，配合物 1、2的結合常數分別為(1.04±0.03)×105和(8.62±0.71)×104L·mol-1。這表明配合物與BSA有很強的相互作用，其中配合物1的作用較強。配合物與BSA之間的結合位點數約為1，即配合物與BSA分子存在1個結合位點。BSA主要有2個色氨酸殘基發射內源熒光，一個是位于分子內部疏水腔的Trp-212；另一個是位于分子表面的Trp-134。由于Trp-134暴露在親水環境會發生猝滅，所以BSA分子的內源熒光主要由處于疏水腔的Trp-212產生[34-35]。因此，可以推斷引起BSA熒光猝滅的原因主要是配合物導致蛋白質二級結構發生變化，從而影響了Trp-212的疏水環境[36]。

血清白蛋白能夠運輸金屬離子和金屬配合物，它們之間相互作用可能增強或減弱配合物的生物特性和改變藥物運輸通路。如果配合物與血清白蛋白的結合常數KA太高，配合物就無法從血清白蛋白中釋放進入靶細胞，導致細胞毒性降低[36]。配合物1和2與血清白蛋白的作用強于文獻報道的結果[37]，引起配合物的細胞毒性降低。其中配合物1的結合能力較強，造成這種差別的原因可能是配體L1的取代基為-CH3，-CH3是疏水基團，疏水基團可能進入BSA的疏水腔,與BSA分子以疏水作用方式結合,從而使色氨酸周圍疏水性增加,引起蛋白分子的結合位點間相互作用[36]。

表3 配合物1和2對BSA的Stern-Volmer熒光猝滅數據Table 3 Stern-Volmer fluorescence quenching data of BSA in the complexes 1 and 2

3 結 論

利用雙齒螯合結構的聯吡啶類配體和芳基釕二聚體[RuCl2(η6-p-cymene)]2合成了單核配合物1和2，并探討了影響其抗癌活性的因素。配合物2的水解反應速率比1快；1、2都能與DNA結合但配合物2的結合能力較強。配合物與蛋白的較強結合能力，可能是其細胞毒性不高的原因。配合物1的較慢水解速度有利于提高抗癌活性，其與蛋白結合能力較強，通過蛋白輸送進入細胞，在細胞內水解進攻可能的靶標DNA；配合物2有可能在與蛋白結合之前已水解而與蛋白結合，沒有到達靶標。上述結果可能是導致2個配合物抗癌活性略有不同的原因。因此，配合物的水解、與DNA和蛋白的作用可能是影響抗癌活性的主要原因。這些結果為未來設計新型高效的芳基釕抗癌藥物將提供指導作用。

[1]Rosenberg B,Camp L V,Krigas T.Nature,1965,205：698-699

[2]Zhang C X,Lippard S J.Curr.Opin.Chem.Biol.,2003,7：481-489

[3]Magennis S W,Novakova O,Sadler P J,et al.Inorg.Chem.,2007,46：5059-5068

[4]Kilpin K J,Cammack S M,Dyson P J,et al.Dalton Trans.,2013,42：2008-2014

[5]Akitaka I,Nozomi K,Yoshio T,et al.Eur.J.Inorg.Chem.,2017,56：3794-3808

[6]Ashford D L,Glasson C R,Binstead R A,et al.Inorg.Chem.,2012,51：6428-6430

[7]Ornatsky O I,Lou X,Schfer S,et al.Anal.Chem.,2008,80：2539-2547

[8]Arockiam P B,Bruneau C,Dixneuf P H,et al.Chem.Rev.,2012,112：5879-5918

[9]Johnstone T C,Suntharalingam K,Lippard S J.Chem.Rev.,2016,116：3436-3486

[10]Muenzner K J,Kasparkova A,Schobert R,et al.J.Med.Chem.,2015,58：6283-6292

[11]Moggach S A,Prescimone A,Parsons S,et al.Inorg.Chem.,2007,46：4049-4059

[12]Furrer J,Süss-Fink G.Coord.Chem.Rev.,2016,309：36-50

[13]Kraatz H B,Keppler B K,Hartinger C G,et al.Inorg.Chem.,2010,49：7953-7963

[14]Mishra A,Mishra A,Ravikumar S,et al.Dalton Trans.,2014,43：6032-6040

[15]Singla R,Soni S,Padwad Y S,et al.Int.J.Biol.Macromol.,2017,104：748-757

[16]Armarego W L F,Chai C L L,Translated by LIN Ying-Jie(林英杰),LIU Wei(劉偉),WANG Hui-Ping(王會萍),et al.Purification of Laboratory Chemicals.5th Ed(實驗室化學品純化手冊.5版).Beijing：Chemical Industry Press,2007.

[17]Rijt S H,Fu Y,Shnyder S D,et al.Metallomics,2014,6：1014-1022

[18]Li T,Aime S,Sadler P J,et al.Angew.Chem.Int.Ed.,2014,53：13225-13228

[19]Zhao M,Ji L N,Mao Z W,et al.Chem.Eur.J.,2013,19：12152-12160

[20]Kandioller W,Hartinger C G,Nazarov A A,et al.Organometallics,2009,28：4249-4251

[21]Vernooij R R,Kubeil C,Wood B R,et al.Inorg.Chem.,2017,56：5941-5952

[22]Habtemariam A,Moggach S A,Sadler P J,et al.Inorg.Chem.,2007,46：4049-4059

[23]Kubanik M,Kepplerb B K,Hartingeret C G,et al.Dalton Trans.,2016,45：13091-13103

[24]Heimann K,Dinh X T,Collins J G,et al.Mol.Biosyst.,2016,12：3032-3045

[25]Bischof C,Joshi T,Schatzschneider U,et al.Inorg.Chem.,2013,52：9297-9308

[26]Liu H K,Kong Y Q,Sadler P J,et al.Dalton Trans.,2016,45：18676

[27]Liu H K,Sadler P J.Acc.Chem.Res.,2011,44：349-359

[28]Chen L M,Peng F,Li G D,et al.J.Inorg.Biochem.,2016,156：64-74

[29]Wan Y,Zhang Y L,Li H L,et al.RSC Adv.,2014,4：35193

[30]Mohanraj M,Ayyannan G,Raja G,et al.Mater.Sci.Eng.C,2016,69：1297-1306

[31]Novakova O,Chen H,Sadler P J,et al.Chem.Biol.,2005,12：121-129

[32]Peng B H,Cui J G,Huang C H,et al.J.Org.Chem.,2015,783：10-16

[33]Peter T.Adv.Protein Chem.,1985,37：161-245

[34]GUO Qiong(郭 瓊),LI Lian-Zhi(李 連 之),XU Tao(許 濤),et al.Acta Chim.Sinica(化學學報),2012,70：1617-1624

[35]KONG Ya-Qiong(孔亞瓊),LI Ji(李季),LIU Hong-Ke(劉紅科),et al.Scientia Sinica：Chimica(中國科學：化學),2017,47：277-283

[36]TanC,LiuJ,LiH,etal.J.Inorg.Biochem.,2008,102：347-358

[37]Gou Y,Zhang Y,Qi J X,et al.Oncotarget,2016,7：67004-67019