基因編輯技術的新進展及展望

李 莉， 任紅艷， 畢延震， 華文君， 華再東， 張立蘋， 鄭新民

(湖北省農業科學院畜牧獸醫研究所/動物胚胎工程及分子育種湖北省重點實驗室，湖北武漢 430064)

基因編輯技術可以讓科學工作者對特定基因進行編輯改造，如進行突變、敲除，或進行基因的定點整合等，為分子生物學技術進行基因功能研究、物種改良與改造提供了機遇和條件。基因編輯技術經過初期的同源重組，歷經鋅指核酸酶(ZFN)、轉錄激活因子樣效應物核酸酶(TALEN)技術，發展到現在廣泛使用的規律成簇間隔短回文重復(CRISPR)及其相關蛋白(Cas)技術，使得任意物種、任意細胞的基因編輯成為可能。因此，基因編輯技術的應用更為廣泛，其影響力也更為強勁，已經在畜牧業中應用于多種動物的基因改造和改良[1]，甚至應用于人類細胞基因的編輯和基因治療等。然而，目前廣泛應用的CRISPR/Cas9技術由于其固有的缺陷，使其更為精確的基因編輯和任意基因的編輯受到阻礙。因此，科學工作者需要尋找新的、更為可靠的基因編輯技術。本文就對基因編輯技術的最新進展加以介紹，并對未來的基因編輯技術加以展望。

1 CRISPR/Cas技術的改進與新應用

CRISPR/Cas系統是細菌的免疫系統，可對抗入侵的病毒。細菌CRISPR能識別入侵的病毒序列，引導Cas蛋白對病毒基因進行切割。CRISPR/Cas系統包含3類，最常用的是二類的CRISPR/Cas9[2-3]。科學工作者對CRISPR/Cas9系統進行了改良，使它適用于各種生物細胞。CRISPR/Cas9僅利用一小段RNA(稱為gRNA)識別并引導Cas9對目標基因組特定序列切割，經過細胞自身的基因修復(包括同源重組和非同源末端連接)，最終產生插入、切除等突變。該技術簡單易用，已經廣泛應用于從細菌到人的基因編輯[1，4-5]。美國哈佛大學科學家采用CRISPR/Cas9技術，破壞了豬細胞基因組中的62個潛在的有害PERV(豬內源逆轉錄病毒)位點序列，這極大地促進了豬作為異體移植器官的應用研究，使人們不再擔心豬病毒序列對人類的危害[6]。但是CRISPR/Cas9存在一些限制因素，如切割的基因識別3′末端部位必須含有NGG這種初始間隔區臨近序列(PAM)、存在脫靶現象即不在目標序列進行切割等[7-8]，限制了該技術的進一步應用。科學工作者就針對這些問題進行了研究和改進，并發展了該技術的一些新應用。

為了減少CRISPR/Cas9的脫靶效應，雙切口技術是一個進步雙切開技術，可以使Cas9在靶序列的兩端同時切割，使切割部位有所限制。Ran等發明了雙切口技術[8]。該技術是在目標序列的上下各設計1個gRNA，成為1對gRNA。成對的gRNA引導Cas9產生雙切口，從而增強CRISPR/Cas9的切割效率、減少脫靶效應。目前的CRISPR/Cas9技術已經普遍采用雙切口設計。

雙切開技術雖然提高了靶位點的編輯效率，但是依然無法完全解決CRISPR/Cas9技術的脫靶問題。那么，就需要針對該系統進行改良，如對切割酶的改進、對引導序列的改進等。科學家努力進行Cas9的改良或者尋找新的切割蛋白，以改進CRISPR/Cas系統的特異性和適用性。Kleinstiver等突變了原始的釀膿鏈球菌(Streptococcuspyogenes)Cas9(SpCas9)，使其成為具有較高特異性的突變體，得到的D1135E SpCas9突變體可以改進Cas9的特異性，同時還改變了其PAM序列要求，可以切割具有NAG和NGA PAM的序列[9-10]。進一步對SpCas9進行改良，獲得了eSpCas9和SpCas9-HF突變體。這些突變體能夠降低突變體蛋白與目標DNA之間的非特異結合。與野生型比較，在單個gRNA的引導下，超過85%的SpCas9-HF1可以保持在目標序列部位。采用標準的sgRNA靶定非重復序列，Cas9-HF1幾乎可以排除任何脫靶事件[10]。Cas9-HF1如果能夠被普遍應用的話，就可以大大提高研究者對目標基因的編輯能力，而且能夠降低脫靶效應。然而，目前Cas9-HF1尚在部分實驗室進行研究，并未大面積推廣。人們也要考慮Cas9-HF1是不是在不同物種的不同類型細胞中都有如此之高的工作效率，也許還要進一步的改進。

對Cas9的改造還有改變其切割能力等，例如使其成為DNA單鏈切割酶，或僅利用其作為結合目標部位的蛋白而與其他DNA切割酶重組。一些研究者就使Cas9突變成為切口酶Cas9n[4，8，11]，這種酶僅在DNA上產生一個單鏈的切口，而不是雙鏈斷裂。這些突變體是RuvC或HNH突變體，在成對的gRNA引導下，通過成對的單鏈切口，產生同源重組或非同源的末端連接，產生基因的突變，其同源重組效率與原始的Cas9相同，但脫靶效應降低了50～1 500倍，用4個gRNA，針對基因區域上下各1對，Cas9n在HEK 293FT細胞中可引起6 kb的基因去除[8，11]。也有科研人員使失去切割活性的Cas9(dCas9)與其他DNA切割酶如FokⅠ結合，構成融合的重組酶dCas9-FokⅠ，稱為RNA引導的FokⅠ核酸酶(RFN)[12-14]。FokⅠ是非特異性的核酸內切酶，已經在鋅指核酸酶(ZFN)和TALEN中得到應用[1]。這是利用dCas9在gRNA引導下與目標位點結合，從而用FokⅠ進行切割，該方法與Cas9n相比較，特異性稍強[13]。這只是改進，但脫靶問題依然存在。

CRISPR/Cas9系統中的Cas9識別具有NGG的PAM位點。但在某些情況下，基因組特定部位缺乏該PAM，就使得Cas9無法應用。因此，需要新的Cas蛋白，使科研人員對任意基因組序列能夠進行編輯。一種方法就是Cas9基因突變，另一種方法就是尋找新的替代蛋白。經過基因工程改良，現在已經有識別多種PAM的改進型Cas9蛋白[15-17]，如 VRQR-SpCas9、VRER-SpCas9、EQR-SpCas9來源于原始的SpCas9，分別識別NGA、NGCG和NGAG位點。在不同細菌中存在的Cas9具有不同的識別位點特異性。科學家發現一些細菌的Cas9[15-16]，如嗜熱鏈球菌(Streptococcusthermophilus)Cas9(StCas9)-CRISPR1識別N2AGAAW(W=A/T)，SthCas9-CRISPR3識別NGGNG；金黃色釀膿葡萄球菌(Staphylococcusaureus)的SaCas9識別N2GRRT(R=A/G)，SaCas9的突變體KKH-SaCas9識別N2NRRT(R=A/G)；腦膜炎奈瑟氏菌(Neisseriameningitides)的NmCas9識別N4GMTT(M=A/C)；側孢芽孢桿菌(Brevibacilluslaterosporus)Cas9(BlatCas9)識別N4CND(D=A/G/T)；新兇手弗氏菌(Francisellanovicida)的FnCas9識別NGG，其RHA突變體識別YG(Y=C/T)；氨基酸球菌Acidaminococcussp. BV3L6和毛螺菌LachnospiraceaebacteriumND206的Cpf1(AsCpf1和LbCpf1)識別TTTN[17]。利用AsCpf1和LbCpf1已經在人和小鼠細胞中進行了基因編輯，并且已經獲得了基因編輯的小鼠[18-19]，其脫靶率低于Cas9，但編輯效率也略低于Cas9。通過原有Cas9的改進和新的Cas蛋白使得CRISPR技術中識別位點的限制得到部分改善，人們可以有一定的隨機性來選擇靶位點。但是，同一個Cas蛋白只能識別一個PAM位點，針對不同位點需要不同的Cas蛋白。這依然不能做到對任意基因序列的編輯，科學工作者還要不斷探索，尋求新的基因編輯工具。

除了改變Cas9蛋白外，改進向導RNA(gRNA)的序列和結構也是改善CRISPR/Cas系統的途徑[20]。目前，gRNA含有約20個堿基目標序列的crRNA(CRISPR RNA)和tracrRNA，可組成1個單鏈RNA(sgRNA)，易于設計與合成。不同的核酸酶需要不同的sgRNA[16，21]。sgRNA可以在體外由RNA聚合酶合成，也可以在U6 RNA聚合酶Ⅲ啟動子的驅動下，在細胞內合成。不同的sgRNA引導的基因編輯效率不同，一些sgRNA甚至難以奏效。Liu等測試了218個sgRNA，但其中89個沒有作用。引起脫靶的原因包括染色質結構、向導RNA的核酸組成及其長度等[22]。Nowak等介紹了對sgRNA的一些修飾，包括對前后序列、莖環、間隔序列等的增加、減少和改變[21]。Xu等對sgRNA的脫靶效應進行了物理學研究，認為Cas9的切割與sgRNA的折疊有關，并且發展了一個新的預測sgRNA脫靶效應的工具[23]。研究者可以利用該網站進行預測，選擇特異性強、效率高的sgRNA，促進基因編輯工作。

研究者還對CRISPR/Cas9系統的應用手段或者方法進行了改進，以促進該系統的編輯效率。利用CRISPR/Cas9系統時，最初的方法是Cas9和sgRNA進行共注射。人們把Cas9質粒或體外合成的mRNA或者重組的蛋白質，與體外轉錄的sgRNA或sgRNA質粒一起注射或轉入細胞或者胚胎。但是，Ablain等設計了一個更為巧妙的質粒[24]。在這個質粒中，有U6啟動子驅動sgRNA合成，有組織特異啟動子驅動Cas9表達，有廣泛表達的報告基因gfp。只要改變載體中的目標基因的sgRNA序列及組織特異啟動子序列，就可以在任何組織細胞中特異性地進行基因編輯。Miller等報導了一種新材料，即兩性離子氨基酸脂類(ZALs)，可以同時輸送長片段RNA，如Cas9 mRNA和sgRNA；ZAL的納米顆粒(ZNP)可以向細胞輸送低濃度的sgRNA(15 nm)而減少90%以上的蛋白質表達；ZNP介導的低濃度(體外<600 pmol/L、體內 1 mg/kg)的mRNA轉移，卻引起蛋白質的大量表達；采用靜脈注射，利用ZNP介導Cas9 mRNA和sgLoxP，在floxed tdTomato轉基因小鼠的肝、腎和肺中實現了報告基因tdTomato的表達[25]。這使得采用CRISPR技術進行基因治療更為方便。

CRISPR/Cas系統不僅可以用于單基因的編輯和改變，還可以同時進行多個基因的修飾和編輯。Yan等報導了一個新的基因編輯策略，建立了一個質粒，使多個基因的sgRNA和shRNA在U6啟動子驅動下在細胞內表達[26]。細胞中的核糖核酸酶Ⅲ Drosha可以把sgRNA-shRNA剪切開來，sgRNA引導Cas9進行DNA雙鏈切割，shRNA干擾其mRNA。他們對3個基因同時編輯的效率是9%。引入DNA連接酶IV(LIG4)的shRNA后，以同源修復(HDR)為基礎的精確基因編輯效率提高了2倍。哈佛大學學者采用CRISPR編輯方法，在細胞中同時破壞了豬細胞基因組中的62個PERV(豬內源逆轉錄病毒)序列，這些位點對用豬進行人體器官移植具有潛在的危害[6]。該技術的成功為用豬做人體器官移植的異源供體掃清了一個障礙，大大節省了進行多個基因編輯時的時間和人工成本，提高了CRISPR/Cas系統的工作效率。

除了基因編輯，CRISPR/Cas系統還可以應用于基因轉錄調控、RNA編輯、單核苷酸的改變(SNP)研究等，大大促進了CRISPR/Cas的應用范圍。

基因轉錄水平的調控就是使基因表達增強或降低。科學工作者使Cas9失去核酸酶活性dCas9，但可以識別和結合sgRNA。在gRNA的引導下，dCas9與基因結合，不切割DNA，但卻能阻止RNA聚合酶的轉錄，抑制基因表達。或者，在dCas9上連接轉錄激活蛋白如VP64，當識別并結合gRNA后，就會促進RNA聚合酶與基因的結合與轉錄，增強基因表達[4]。

Cas9可以作為RNA編輯的工具。參照sgRNA-Cas9的基因組編輯，科學家設計了1個較短的DNA雙鏈，作為sgRNA結合的輔助物，而sgRNA的目標序列與目標RNA相匹配。同時把sgRNA、DNA短鏈和Cas9引入細胞，Cas9就可以在sgRNA引導下，切割單鏈RNA。O’Connell等用這種方法，在Hela細胞中進行了GAPDH mRNA的剪切[27]。Shmakov等把發現的53個CRISPR-Cas蛋白分為3組，分別是C2c1、C2c2和C2c3[28]。其中，C2c2很獨特，其目標不是雙鏈DNA，而是單鏈RNA，可以用于基因敲降。有研究利用纖毛菌(Leptotrichiashahii)的C2c2(LshC2c2)，在細菌中進行報告基因RFP mRNA的敲降，證實了C2c2的RNA編輯能力和基因表達調控能力[29]。C2c2還含有另一個RNase活性，可以產生成熟的crRNAs。C2c2可以從一個單一的轉錄本里面，產生多個crRNAs，進行RNA的編輯。那么，利用C2c2就可以進行高通量的基因轉錄水平的篩選和功能研究。

利用CRISPR技術，還可以進行單核苷酸的編輯。細胞中存在一些核苷脫氨酶，如胞苷脫氨酶等。胞苷脫氨酶包括活化誘導脫氨酶(AID，海鰻PmCDA1)、載脂蛋白B mRNA編輯酶(APOBEC)等，可以使胞嘧啶(C)脫氨成為尿嘧啶(U)，尿嘧啶在細胞DNA修復時就會變成胸腺嘧啶(T)；這樣基因序列就從C：G變為T：A[30-33]。作用于RNA的腺苷脫氨酶(ADARs)使腺苷(A)脫氨成為肌酐(I)，肌酐類似于鳥苷(G)與胞苷(C)配對；經過1次基因組復制，就會使DNA序列從A：T變為G：C[34]。Nishida等把失去核酸酶活性的Cas9與PmCDA1重組成融合蛋白，在sgRNA的引導下，使距離PAM 18個堿基位置上下的堿基發生了C到T的點突變[32]。Komor等重組了APOBEC1-dCas9，在人和小鼠細胞中實現了非結構改變的C>T點突變[31]。Yang等把脫氨酶與轉錄激活樣效應子(TALE)或者鋅指蛋白(ZF)重組，同樣在人細胞或大腸桿菌中實現了C到T的點突變，人細胞中的突變率為2.5%；但是，他們發現在靶位點的上游150 bp有脫靶的脫氨作用，甚至于在全基因組發現了內源性的C、T突變[33]。基因組中存在許多的SNP，不同的SNP具有不同的基因活性，甚至與遺傳病都有聯系。那么，利用這些脫氨酶與Cas蛋白的結合，就能夠促進SNP的研究，進而促進遺傳病等的研究。但是，脫靶效應卻大大阻礙了該技術的應用。因此，需要進一步研究該技術，使其只能在目標位點發生定點突變，而不是全基因組的改變。

在科學工作者的努力下，CRISPR技術功能不斷被挖掘，其應用也不斷擴大。CRISPR技術甚至已經應用于人類胚胎和人體基因的編輯[35-37]。Liang等進行了人類3原核受精卵的基因編輯，CRISPR/Cas9有效編輯了人內源的β球蛋白基因(HBB)，但同源重組修復效率比較低，脫靶效應明顯[35]。美國食品藥品監督管理局(FDA)批準了一個人體基因編輯的研究計劃[36]。該計劃希望能夠用CRISPR來編輯人體的免疫細胞T細胞，將基因修飾后的T細胞灌注回病人體內，進而來治療人類癌癥、骨髓瘤、黑色素瘤和肉瘤。2017年，美、韓、中科學家合作，對人iPS細胞和人類胚胎進行了MYBPC3基因修正工作[37]。CRISPR/Cas9方法在合子中的修正效率達到72%[37]。該報道未見明顯的脫靶效應，但是依然存在NHEJ現象，該研究對脫靶效應的分析也不是很全面、徹底。如果CRISPR/Cas技術完全克服了未知的脫靶效應，對于人類遺傳病的治療當然是非常好的。但是，脫靶效應使得該技術不能應用于臨床，因為不可預期的脫靶效應可能會引起其他基因的改變，從而產生未能控制的效果，那就是解決了一個基因的問題而引起了其他基因的改變。從倫理學上來講，現在大家還沒有形成一個共識，許多人還不支持對人類胚胎進行基因的改變。雖然對人類遺傳病的根治看見了曙光，但是由于倫理原因和脫靶效應等技術原因，目前還不能進入臨床應用研究。人們可以期待在該技術成熟以及倫理共識達成以后，對人類生活的改變和疾病的治療。

2 NgAgo技術

一個新的基因編輯工具，DNA介導的NgAgo曾被發表[38]。目前，該論文已經被撤稿[39]，但由于其引起的轟動效應，有必要在這里進行介紹，使人們進一步思考基因編輯工具的挖掘以及科研工作。正如撤稿聲明中所說的，“發表論文不是研究工作的結束，而是研究工作的開始”。NgAgo是一種耐熱古細菌Natronobacteriumgregoryi的Argonaute(Ago)蛋白的簡稱。Makarova等報導了原核生物的Ago同源蛋白可以作為細菌防御外來入侵的基因工具[40]。原核Ago具有核酸酶活性，可以在RNA或DNA的引導下，切割外來的基因或質粒。Olovnikov等發現球形紅細菌(Rhodobactersphaeroides)的Ago(RsAgo)在RNA引導下，可以干擾質粒DNA[41]。Swarts等發現嗜熱棲熱菌[ThermusthermophilusAgo(TtAgo)]可以在5′磷酸化的單鏈DNA(ssDNA，稱為干涉DNA-siDNA)的引導下，切割單鏈DNA(ssDNA)和雙鏈DNA(dsDNA)[42]；Swarts等還發現嗜熱古細菌Pyrococcusfuriosus的Ago(PfAgo)也只可以在siDNA的引導下，切割ssDNA和dsDNA[43]。但是，TtAgo和PfAgo只能在高溫下工作，TtAgo切割ssDNA的溫度≥20 ℃，切割質粒DNA的溫度≥65 ℃。除特殊的耐熱細菌等生物外，一般的生物細胞的生理溫度都比較低，人細胞的生理溫度為37 ℃。因此，TtAgo和PfAgo不能應用于一般生物細胞的基因編輯，不能成為廣泛使用的基因編輯工具。

論文中報道NgAgo可以在37 ℃下的培養細胞中表達；NgAgo可以與24個堿基的5′磷酸化的單鏈DNA(gDNA)結合，并在其引導下切割基因組雙鏈DNA，引起插入或切除等突變[38]。研究還宣稱，NgAgo-gDNA系統不需要PAM序列，允許引導-目標的堿基錯配，并且對高(G+C)含量的基因組序列都可以高效編輯，是一個新的基因編輯工具[38]。如果像該文所報道的那樣，NgAgo就可以完全取代CRISPR/Cas9技術，成為理想的基因編輯工具，使人們自由編輯任意基因片段。因此，該文引起了轟動和廣泛關注。

全世界科學家爭相進行重復研究，但許多實驗室宣告失敗，無法重復該結果。隨后，該文引起質疑與討論。不同的科學家團隊先后在Protein and Cells[44]、Nature Biotechnology[45]和Plos One[46]發表論文，認為NgAgo在哺乳動物細胞中不能進行DNA編輯，認為此研究不可重復。

Qi等在斑馬魚中進行了試驗[47]。他們把體外合成的NgAgo mRNA與針對目標基因fabp11a的gDNA一起注射受精卵，結果引起斑馬魚眼睛不能正常發育。但是，fabp11a的基因組序列并沒有任何改變，而是fabp11a的mRNA水平下降，即NgAgo-gDNA干擾了基因的表達。他們還進行了其他幾個基因如ta、kdrl、lama1和flt1的試驗，結果都能引起基因表達的下降。這些結果說明，NgAgo不能進行基因組編輯，但可能是一個很方便的基因敲降工具。Sunghyeok等研究證明，NgAgo和其他原核生物Ago蛋白不同，不能切割DNA但能切割RNA[48]。NgAgo能在DNA引導下，作為核酸內切酶切割RNA。NgAgo的向導DNA可以是5′羥基化的或5′磷酸化的寡脫氧核糖核苷酸片段(ODNs)。Sunghyeok等的研究解決了NgAgo進行基因敲降的機制問題，也解釋了其他學者能夠重復細胞中GFP表達量的減少而觀察不到基因插入或切除現象的問題。

因此，NgAgo-gDNA可以作為基因敲降工具進行使用。那么，對NgAgo的研究就結束了嗎？可能未必，也許對NgAgo、TtAgo和PfAgo的改進可以使Ago蛋白真能實現在普通生物中的基因編輯功能，但這需要一個艱苦的探索過程和一段較長的時間。該報道也提示科學工作者利用自然資源，進行基因編輯工具的進一步挖掘，向自然學習，進而改造自然。

3 其他基因編輯技術

除了Ago蛋白外，眾多科學家都在尋找新的基因編輯工具。Xu等開創性地把翹尾核酸內切酶1(flap endonuclease-1，FEN-1)與TALEN中使用的Fok I的切割結構域(Fn 1)結合成為重組核酸內切酶[49]。FEN-1可以識別末端不匹配的翹尾結構，Fn 1可以對DNA進行切割，他們稱這個重組酶為結構引導的核酸內切酶(structure-guided endonuclease，SGN)。SGN需要一個向導DNA(gDNA)與目標DNA配對，但其3′末端不與目標DNA配對，形成翹尾結構。SGN可以識別gDNA的翹尾結構，并由二聚體化的Fn1對DNA雙鏈進行切割，因此SGN及gDNA需要成對使用。SGN對gDNA尾部堿基沒有要求，但需要20個堿基以上，才能在離翹尾9～10個堿基左右的位點進行切割。體內試驗表明，SGN的靶標DNA需要一個32～50 bp的間隔區。Xu等用SGN對斑馬魚znf703和cyp26b1進行了編輯，其效率為1%(znf703)～10%(cyp26b1)，但卻移除了znf703基因的754 bp和下游的 11 bp，移除了cyp26b1基因的2 610 bp[49]。可見，SGN的編輯效率較CRISPR/Cas9低，且編輯去除的序列長度不受控制。工具是要能夠被控制的，不受控制的基因序列切除使其不能成為可靠信賴的基因編輯工具。因此，該技術還需要進一步的研究和完善，發現其工作過程中的機制及可控制性。在該技術可控以后，才能成為新的廣泛使用的基因編輯工具。

Zheng等報導利用ADAR對基因組進行編輯的技術[34]。人有2個ADAR，分別是ADAR1和ADAR2。ADAR蛋白含一個雙鏈RNA結合結構域(dsRBDs)和C端的脫氨酶結構域。ADAR可以在RNA二聚體時，將A轉變為I。Zheng等發現ADAR在DNA/RNA雜合體時，可以使DNA的dA脫氨成為dI，從而實現dA到dG的轉變[34]。他們用ADAR1和ADAR2都實現了DNA/RNA雜合體中DNA的突變，然后，成功實現了24 nt gRNAs引導下的M13噬菌體單鏈DNA的突變。今后，有可能使用ADAR的脫氨酶結構域或者全序列作為基因編輯工具，在真核細胞中實現gRNA引導下的dA到dG的定點突變。

Bentin等發現了肽核酸(peptide nucleic acid，簡稱PNA)，可以侵入雙鏈DNA[50]。近幾年科研者也相繼發現了肽核酸可以作為基因編輯工具，Komiyama等發明了一個人工限制性DNA剪刀(artificial restriction DNA cutter，簡稱ARCUT)[51]。ARCUT是化學合成的偽互補(pseudo-complementary)PNA(pcPNA)和Ce(IV)/EDTA復合物，可以引起DNA雙鏈斷裂(DSB)。Bahal等用納米顆粒把g替代的尾夾(g-substituted tail-clamp)PNA(gtcPNA)輸送到培養的細胞或小鼠中，引起了基因編輯[52]。

Suzuki等發現5′末端突出的復合物DNA(TD)可以引起目標基因的改變，他們把一個已切開或沒有切開的質粒和針對質粒靶標的TD，采用脂質體轉染試劑共同轉入Hela細胞，結果發現目的位置發生了改變，質粒的切割增加了7倍的序列轉變效率[53]。這表明后期如果引入TD的同時引入核酸酶，可以增強基因編輯的效率。該研究為基因編輯技術的改進提供了一個新的思路。

4 基因編輯技術的展望

基因編輯技術使得人們可以針對性地改變生物細胞的基因，從而改變細胞中該基因的表達。基因編輯技術有廣闊的應用前景，可以應用于基因功能研究、發育生物學研究、動植物甚至于微生物的基因改造及分子育種、基因治療、癌癥治療等多個方面[54]。因此，基因編輯技術的研究成為了一個熱點生物學問題。世界各國科學家爭相進行新基因編輯工具的尋找或改造，以期獲得編輯效率高、特異性強、不脫靶、易用性好、序列要求低的基因編輯工具。隨著科學工作者的不斷努力，新的基因編輯工具和編輯手段將不斷涌現。科學家終將獲得理想的基因編輯工具。在這個不斷進步的過程當中，科學家要向自然學習，從微生物到高等生物的蛋白質庫中尋找合適的工具蛋白；科學家也可以對找到的這些工具蛋白進行改造，包括突變、組合等多種途徑；不同學科、不同國度的科學家也要通力合作，開發新的工具或輔助工具。讓我們期待理想基因編輯工具到來的那一天。