七氟烷預處理抑制缺氧誘導的腦損傷*

汪夢霞， 李健玲， 梁趙佳， 鐘 曌， 胡冬華， 王菲菲， 田 和， 高 蘭， 李雅蘭

(暨南大學附屬第一醫院麻醉科， 廣東 廣州 510632)

七氟烷預處理抑制缺氧誘導的腦損傷*

汪夢霞， 李健玲， 梁趙佳， 鐘 曌， 胡冬華， 王菲菲， 田 和， 高 蘭， 李雅蘭△

(暨南大學附屬第一醫院麻醉科， 廣東 廣州 510632)

目的觀察七氟烷預處理對缺氧小鼠腦損傷的影響及其可能機制。方法將60只雄性C57BL/6J小鼠，隨機分為對照(C)組、缺氧(H)組、2%七氟烷預處理30 min組(S1+H組)、2%七氟烷預處理60 min組(S2+H組)和4%七氟烷預處理30 min組(S3+H組)，每組10只。缺氧即持續吸入 O2體積分數為(6.5±0.1)%的氮氧混合氣體24 h構建缺氧模型；預處理即以O2體積分數為(21.0±0.5)%的氮氧混合氣體為載氣，分別吸入2%七氟烷30 min、2%七氟烷60 min和4%七氟烷30 min，洗脫15 min后進行缺氧處理。用光學顯微鏡及透射電子顯微鏡(TEM)觀察海馬CA1區形態學改變；比色法檢測血清乳酸脫氫酶(LDH)活性；ELISA測定腦組織促紅細胞生成素(EPO)和血管內皮生長因子(VEGF)含量；同時測定腦組織丙二醛(MDA)含量及超氧化物歧化酶(SOD)和谷胱甘肽過氧化物酶(GPx)活性。結果缺氧24 h后，光鏡下可見海馬CA1區細胞水腫或固縮；各預處理組病理改變輕于H組。TEM 下S2+H組細胞超微結構最為完整。H組血清LDH活性及腦組織EPO、VEGF、MDA含量顯著高于C組，腦組織的SOD及GPx活性較C組明顯降低。七氟烷預處理后血清LDH活性及腦組織EPO、VEGF含量較H組降低，以S2+H組最為顯著；腦組織MDA含量及SOD活性降低，而GPx活性有所升高。結論七氟烷預處理能減輕缺氧引起的腦組織損傷，其機制可能與調節抗缺氧蛋白合成及降低氧化應激有關。

七氟烷； 預處理； 缺氧； 腦損傷； 氧化應激

腦的質量雖然只占體重的2%左右，但耗氧量僅次于心臟列居第二，對缺氧極為敏感，缺氧可能引起腦損傷和認知功能障礙[1]。大腦邊緣系統的海馬與信息處理、空間定位、學習、記憶等認知功能密切相關，是腦結構中對缺血缺氧的敏感部位，其中又以海馬CA1區的椎體細胞最為明顯[2]。對于出血、創傷、中風、圍產期腦病和心肺衰竭等疾病患者，腦缺氧是他們共同的病理生理改變。如此類患者行需要麻醉的手術，選擇合適的麻醉藥避免引起或加重腦缺氧，是眾多臨床一線麻醉醫生的期望。

七氟烷(sevoflurane)具有對呼吸道刺激小、誘導蘇醒快而完全、血流動力學穩定等眾多優點，常用于臨床全身麻醉。研究發現它具有器官保護作用，廖錦華等[3]觀察到2%七氟烷預處理能有效減少大鼠的心肌缺血再灌注損傷；Park等[4]研究顯示七氟烷能減輕接近全腦缺血的大鼠海馬 CA1 區細胞的壞死和凋亡。鑒于七氟烷的器官保護作用，本實驗在C57BL/6J小鼠模擬臨床缺氧狀態，觀察七氟烷預處理是否對缺氧小鼠的腦損傷有影響，并初步探討可能機制，為臨床上對于存在腦缺氧危險患者的麻醉用藥提供實驗依據。

材 料 和 方 法

1實驗動物

6～7周齡雄性C57BL/6J小鼠，體重17～21 g，由中山大學實驗動物中心提供，合格證號為SCXK(粵)2011-0029。小鼠分籠喂養，實驗前適應性飼養1周，相對濕度60%～80%，溫度控制在(24±2) ℃，動物處理符合暨南大學實驗動物管理的相關規定。

2主要試劑、器材與儀器

七氟烷購自Abbott；乳酸脫氫酶(lactic dehydrogenase,LDH)測定試劑盒購自邁克生物科技股份有限公司；促紅細胞生成素(erythropoietin, EPO)和血管內皮生長因子(vascular endothelial growth factor,VEGF)ELISA試劑盒購自R&D Systems；丙二醛(malondialdehyde, MDA)檢測試劑盒、總超氧化物歧化酶(superoxide dismutase,SOD)活性檢測試劑盒、谷胱甘肽過氧化物酶(glutathione peroxidase, GPx)檢測試劑盒、Western及IP細胞裂解液購自碧云天生物技術有限公司；BCA 法蛋白定量試劑盒購自上海申能博彩生物科技有限公司；Wato Ex-20麻醉機及多功能監護儀購自邁瑞；ML-X便攜式數字智能測氧儀購自北京航天鵬誠儀器儀表有限公司；光學顯微鏡購自Nikon；JEM-100CXⅡ/T 透射電子顯微鏡購自JEOL。

3方法

3.1模型建立及實驗分組 參考文獻[5]并適當調整制備模型。實驗裝置由有機玻璃缺氧艙(27 cm×15 cm×15 cm)、麻醉機、多功能監護儀、測氧儀、壓縮氧氣源和氮氣源、氣體傳輸管道等部分組成。調節氧氣、氮氣流量，輸出不同O2體積分數的氮氧混合氣體，使總氣流量為2～3 L/min。缺氧時艙內O2體積分數維持在(6.5±0.1)%，七氟烷預處理時艙內O2體積分數維持在(21.0±0.5)%。七氟烷濃度及O2體積分數分別由多功能監護儀及測氧儀實時監測。將小鼠隨機分為5組，每組10只：對照(control, C)組：置于敞開玻璃艙內；缺氧(hypoxia, H)組：向閉合艙內輸入 O2體積分數為(6.5±0.1)%的混合氣體，持續 24 h；2%七氟烷預處理30 min(2% sevoflurane preconditioning for 30 min+hypoxia, S1+H)組：在閉合艙內，以O2體積分數為(21.0±0.5)%的混合氣體為載氣，吸入由麻醉機輸出的2%七氟烷并持續30 min 后，開艙洗脫15 min，之后進行缺氧組的處理；2%七氟烷預處理60 min(2% sevoflurane preconditioning for 60 min+hypoxia, S2+H)組： 吸入由麻醉機輸出的2%七氟烷并持續60 min ，其余同S1+H組；4%七氟烷預處理30 min(4% sevoflurane preconditioning for 30 min+hypoxia, S3+H)組： 吸入由麻醉機輸出的4%七氟烷并持續30 min，其余同S1+H組。

3.2腦組織病理學檢查 實驗完畢，小鼠腹腔麻醉后，依次以4 ℃生理鹽水和4%多聚甲醛心內灌注，取腦組織，置于4%多聚甲醛固定，常規制備石蠟冠狀面切片，HE染色，光學顯微鏡下觀察小鼠海馬結構改變。

小鼠麻醉及生理鹽水心內灌注后改用4 ℃的2.5%戊二醛電鏡液心內灌注，取腦，剝離完整腦組織后電鏡液內后固定。剝離海馬，定位CA1區，顯微鏡下切成約1.0 mm×1.0 mm×1.0 mm的小塊，常規切片染色， 透射電子顯微鏡(transmission electron microscope，TEM)下觀察CA1 區細胞超微結構。

3.3血清LDH活性測定 實驗完畢，小鼠麻醉后取眼眶血，室溫靜置2 h，3 000×g離心10 min，取血清，4 ℃保存， 7600-020 型全自動生化分析儀測LDH活性。

3.4腦組織VEGF和EPO含量的測定 按質量比 1∶10加入 4 ℃生理鹽水，用組織研磨儀充分勻漿， 12 000×g4 ℃離心 10 min，取上清-80 ℃保存。按照試劑盒說明測定總蛋白含量并檢測 EPO和VEGF 含量。

3.5腦組織MDA含量及SOD和GPx活性測定 按20 mg腦組織加入150 μL含PMSF裂解液的比例加入裂解液，冰浴充分勻漿，4 ℃、12 000×g離心10 min，取上清-80 ℃保存。按試劑盒說明測定總蛋白含量并檢測MDA含量、SOD活性和GPx活性。

4統計學處理

用SPSS 13.0 軟件進行統計學處理。計量資料采用均數±標準差(mean±SD)表示，組間比較采用單因素方差分析(one-way ANOVA)。方差齊時，采用最小顯著差異(least significant difference,LSD)法進行兩兩比較；方差不齊時，用Tamhane’s T2法進行兩兩比較。以P<0.05為差異有統計學意義。

結 果

1各組小鼠腦組織海馬CA1區椎體細胞病理學改變

光學顯微鏡下觀察，單純缺氧24 h后，小鼠海馬CA1區部分椎體細胞水腫、胞質空泡化、輪廓模糊；部分胞體縮小，胞漿深染。各預處理組小鼠CA1 區病理改變輕于H組，見圖1。

Figure 1. Morphology of hippocampal CA1 area in the mice from various groups (HE staining, ×400). A: control group； B: H group； C: S1+H group； D: S2+H group； E: S3+H group.

圖1光鏡下觀察各組小鼠腦組織海馬CA1區神經細胞形態學改變

TEM下觀察，單純缺氧24 h后，小鼠海馬CA1區細胞胞質濃縮、電子密度高、可見凋亡小體；核膜粗糙并有缺損；線粒體腫脹，基質疏松，外膜模糊、空泡化，嵴排列紊亂甚至消失；內質網少見，模糊不清。各預處理組小鼠CA1區超微結構較H組明顯改善。其中S2+H組可見胞質豐富，核膜輪廓清晰連續；線粒體膜結構清楚完整，線粒體嵴排列致密、規則；內質網發達，結構清楚，其上附著大量核糖體；高爾基體發達，見圖2。

2七氟烷預處理可抑制缺氧小鼠靜脈血LDH活性升高

小鼠缺氧24 h后，血清LDH活性明顯升高(P<0.05)。七氟烷預處理能顯著抑制LDH活性的升高(P<0.05)，其中S2+H組LDH活性接近C組，差異無統計學顯著性。七氟烷各預處理組之間，血清LDH活性差異無統計學顯著性，見圖3。

3七氟烷預處理對缺氧小鼠腦組織EPO和VEGF含量的影響

小鼠缺氧后腦組織中EPO和VEGF的含量較對照組顯著升高(P<0.05)；給予七氟烷預處理后， EPO和VEGF的含量均明顯降低，以S2+H組最為明顯(P<0.05)，見圖4。

4七氟烷預處理對缺氧小鼠腦組織MDA含量及GPx和SOD活性的影響

與C組比較，H組腦組織總提取蛋白中的MDA含量顯著升高(P<0.05)，與H組比較，各預處理組MDA含量均降低顯著(P<0.05)。H組腦組織GPx活性較C組顯著降低(P<0.05)，七氟烷預處理后能抑制腦內GPx活性的下降，其中S3+H組的抑制作用最強；與C組比較，H組的腦組織SOD活性降低(P<0.05)，七氟烷預處理后，SOD活性進一步下降(P<0.05)，見圖5。

Figure 2. Ultrastructure of hippocampal CA1 area in the mice from various groups (TEM， ×24 000). A: control group， the normal ultrastructure in hippocampus; B: H group， rough and defective nuclear membrane, mitochondrial swelling and partial cristal collapsing were observed after hypoxia for 24 h； C: S1+H group， mitochondrial swelling reduced obviously after 2% sevoflurane preconditioning for 30 min; D: S2+H group， nearly normal ultrastructure of hippocampus was observed after 2% sevoflurane preconditioning for 60 min; E: S3+H group， mitochondrial swelling reduced obviously after 4% sevoflurane preconditioning for 30 min.

圖2TEM下觀察各組小鼠海馬CA1區神經細胞超微結構改變

Figure 3. The changes of the serum activity of LDH in the mice from various groups. Mean±SD.n=10.*P<0.05vscontrol (C) group;#P<0.05vsH group.

圖3各組小鼠靜脈血LDH活性的變化

Figure 4. The changes of EPO and VEGF of brain tissue in the mice from various groups. Mean±SD.n=10.*P<0.05vscontrol (C) group;#P<0.05vsH group.

圖4各組小鼠腦組織EPO和VEGF含量變化

討 論

缺氧引起的神經細胞或組織損傷與多種疾病密切相關，它能使腦組織形態和機能發生改變。避免或改善缺氧帶來的腦損傷為研究熱點。因此，我們依據Fantacci等[5]的研究方法，在C57BL/6J小鼠的常壓缺氧(6.5% O2, 24 h)模型上，研究七氟烷預處理對缺氧又需手術麻醉的患者腦損傷的影響，并探討可能機制。

本實驗觀察到，單純缺氧24 h后，光鏡下小鼠海馬CA1區細胞水腫、固縮，透射電鏡下見細胞內出現凋亡小體，殘存的細胞器結構模糊，其中線粒體嵴排列紊亂甚至消失，碎片化及空泡樣改變。這提示缺氧導致線粒體結構嚴重損傷，損害細胞的能量代謝，進而導致腦損傷。七氟烷預處理后，CA1區細胞的亞細胞結構損傷明顯改善，其中S2+H組的與C組最為接近，從形態學上說明七氟烷預處理可明顯減輕缺氧小鼠的腦損傷，保護細胞結構的完整性。

LDH普遍存在于各細胞質內，參與機體能量代謝，缺氧可明顯增加LDH釋放，與細胞損傷程度一致，可間接反映缺氧受損程度。Zitta等[6]的研究表明，七氟烷預處理后IMR-32細胞培養基內的LDH的釋放減少，減少了缺氧導致的神經細胞凋亡，證實七氟烷具有神經保護作用，這與我們的結果一致。我們還發現，2%七氟烷不同時間的預處理，出現了與時間相關的LDH含量降低，即60 min的七氟烷吸入， LDH釋放量與正常組的無差異。這提示低濃度較長時間的七氟烷吸入，保護優勢更加明顯，與我們形態學觀察結果一致。

Figure 5. The changes of MDA content， and SOD and GPx activity of brain tissues in the mice from various groups. Mean±SD.n=10.*P<0.05vscontrol (C) group;#P<0.05vsH group.

圖5各組小鼠腦組織MDA含量及SOD和GPx活性的變化

為探索七氟烷預處理對缺氧小鼠腦組織保護作用的可能機制，我們采用ELISA法檢測小鼠腦組織中EPO和VEGF的含量。結果發現，缺氧24 h后小鼠腦組織內EPO和VEGF的含量明顯升高，七氟烷預處理后可明顯降低兩者的含量。EPO為缺氧誘導的促存活因子，有神經保護作用和神經營養作用，保護神經細胞避免缺氧損傷，并且缺氧可以上調EPO轉錄合成，增強細胞抗缺氧損傷的能力[7]。VEGF又稱為血管生成因子或血管滲透因子，能影響神經元的遷移及腦血管的生理功能，也能營養神經，在腦的生長發育中占重要地位[8]。EPO和VEGF均受在低氧環境活躍的缺氧誘導因子1(hypoxia-inducible factor-1，HIF-1)的調控，缺氧狀態下，調節并誘導兩者合成，顯著提高機體攜氧能力[8]。本實驗中，單純缺氧24 h，EPO和VEGF含量顯著升高，促進機體適應缺氧環境。七氟烷預處理后，腦內兩者的含量明顯降低。我們分析，鑒于大多數全身麻醉藥能降低腦組織的新陳代謝[9]，七氟烷可能通過降低腦組織新陳代謝而減少氧耗，進而腦內EPO和VEGF的合成減少。本實驗觀察到在2%七氟烷預處理60 min后，兩者含量最低，表現出時間相關性。這與我們形態學及生化檢測的結果同步，提示低濃度長時間的七氟烷預處理，能最佳改善腦組織的缺氧狀態，發揮良好的腦保護作用。

研究指出，缺氧引起機體氧化應激，活性氧(reactive oxygen species, ROS)產生增多[10]，腦細胞尤其是神經細胞極易受ROS影響[1]，對 DNA、蛋白質、脂類等造成一定程度的損害。同時線粒體功能下降、呼吸鏈電子傳遞受阻、 質子漏出增加，其內的ROS生成增加，促進了整個機體ROS的生成，線粒體又是 ROS作用的主要靶點，形成的惡性循環加重線粒體損傷，導致機體能量代謝障礙[11]。透射電鏡下H組線粒體嵴斷裂、溶解，基質疏松等變化印證了上述病理改變。當然，機體的抗氧化酶，如清除自由基的SOD和GPx，廣泛存在組織細胞內，能催化分解ROS，其活性的高低，可反映機體的氧化應激程度[10]。ROS攻擊細胞膜上不飽和脂肪酸發生脂質過氧化反應的終產物-MDA，常用來反映膜脂質的過氧化反應，評價細胞受損程度。

本實驗發現，缺氧使腦組織MDA含量急劇升高， Jusman等[12]的缺氧實驗也有類似結果，提示缺氧時腦組織ROS生成增多，脂質過氧化反應加劇。七氟烷預處理后能明顯抑制缺氧引起的MDA含量的升高，且在S2+H組及S3+H組，MDA含量的降低較其它組顯著，提示這可能與預處理的時間、濃度有關，即長時間低濃度或短時間高濃度的七氟烷預處理，能減輕腦組織的脂質過氧化反應，增強對缺氧損傷的耐受，發揮神經保護作用。本研究七氟烷緩解缺氧引起的脂質過氧化反應的現象，在Bedirli等[13]的實驗中也得到證實。與此同時，我們檢測了腦組織SOD和GPx活性。結果發現，缺氧可使兩者活性顯著降低，提示缺氧加劇腦組織的氧化應激，抑制抗氧化酶的活性，導致氧化系統和抗氧化系統失衡，導致組織的氧化損傷。在Jusman等[12]的研究中也有同樣的結果。七氟烷處理后，GPx活性有所升高。且在S3+H組，GPx活性與C組的無差異，提示已恢復至正常。與我們預計相反的是，七氟烷預處理后，SOD活性隨著七氟烷吸入時間的延長及濃度的升高而降低。結合本實驗的結果我們分析，七氟烷自身為ROS清除劑，可直接清除過多的ROS[3]，因此未降低SOD活性也可使機體的氧化應激與抗氧化應激達到平衡狀態來抵抗氧化應激；或是機體眾多抗氧化應激的保護通路中GPx的作用突出[14]，無需SOD活性的增強，足以抵抗缺氧損害。這些結果在Tutunculer等[15]研究褪黑素對缺氧損傷的腦保護作用的實驗中提及并且一致。

終上所述，七氟烷預處理可減輕缺氧導致的腦損傷，且與預處理的時間及濃度相關。其機制可能與直接改善缺氧程度、調節促存活因子的合成、降低脂質過氧化反應、增強抗氧化酶的活性而減輕缺氧引起的氧化應激有關。

[1] Terraneo L, Paroni R, Bianciardi P, et al. Brain adaptation to hypoxia and hyperoxia in mice[J]. Redox Biol, 2017， 11:12-20.

[2] Kushwah N, Jain V, Deep S, et al. Neuroprotective role of intermittent hypobaric hypoxia in unpredictable chronic mild stress induced depression in rats[J]. PLoS One, 2016, 11(2):e0149309.

[3] 廖錦華， 李健玲， 嚴彥念， 等.七氟烷預處理對缺血再灌注大鼠心肌活性氧產生的影響及其發揮心肌保護作用的機制[J]. 中國病理生理雜志, 2011， 27(8):1476-1484.

[4] Park HP, Jeong EJ, Kim MH, et al. Effects of sevoflurane on neuronal cell damage after severe cerebral ischemia in rats[J]. Korean J Anesthesiol, 2011, 61(4):327-331.

[5] Fantacci M, Bianciardi P, Caretti A, et al. Carbamylated erythropoietin ameliorates the metabolic stress inducedinvivoby severe chronic hypoxia[J]. Proc Natl Acad Sci U S A, 2006, 103(46):17531-17536.

[6] Zitta K, Meybohm P, Bein B, et al. Cytoprotective effects of the volatile anesthetic sevoflurane are highly dependent on timing and duration of sevoflurane conditioning: fin-dings from a human,invitrohypoxia model[J]. Eur J Pharmacol, 2010, 645(1-3):39-46.

[7] Feng J, Wang W. Hypoxia pretreatment and EPO-modification enhance the protective effects of MSC on neuron-like PC12 cells in a similar way[J]. Biochem Biophys Res Commun, 2017, 482(2):232-238.

[8] Dale EA, Mitchell GS. Spinal vascular endothelial growth factor (VEGF) and erythropoietin (EPO) induced phrenic motor facilitation after repetitive acute intermittent hypoxia[J]. Respir Physiol Neurobiol, 2013, 185(3):481-488.

[9] Hudetz AG. General anesthesia and human brain connectivity[J]. Brain Connect, 2012, 2(6):291-302.

[10] Poyton RO, Ball KA, Castello PR. Mitochondrial generation of free radicals and hypoxic signaling[J]. Trends Endocrinol Metab, 2009, 20(7):332-340.

[11] Machi JF, Dias Dda S, Freitas SC, et al. Impact of aging on cardiac function in a female rat model of menopause: role of autonomic control, inflammation, and oxidative stress [J]. Clin Interv Aging, 2016， 11:341-350.

[12] Jusman SW, Halim A, Wanandi SI, et al. Expression of hypoxia-inducible factor-1α (HIF-1α) related to oxidative stress in liver of rat-induced by systemic chronic normobaric hypoxia[J]. Acta Med Indones, 2010, 42(1):17-23.

[13] Bedirli N, Bagriacik EU, Emmez H, et al. Sevoflurane and isoflurane preconditioning provides neuroprotection by inhibition of apoptosis-related mRNA expression in a rat model of focal cerebral ischemia[J]. J Neurosurg Anesthesiol, 2012, 24(4):336-344.

[14] Al Ahmad A, Gassmann M, Ogunshola OO. Involvement of oxidative stress in hypoxia-induced blood-brain barrier breakdown[J]. Microvasc Res, 2012, 84(2):222-225.

[15] Tutunculer F, Eskiocak S, Basaran UN, et al. The protective role of melatonin in experimental hypoxic brain damage[J]. Pediatr Int, 2005, 47(4):434-439.

(責任編輯： 林白霜， 羅 森)

Sevoflurane preconditioning inhibits brain injury in hypoxic mice

WANG Meng-xia, LI Jian-ling, LIANG Zhao-jia, ZHONG Zhao, HU Dong-hua, WANG Fei-fei, TIAN He, GAO Lan, LI Ya-lan

(DepartmentofAnesthesiology,TheFirstAffiliatedHospitalofJinanUniversity,Guangzhou510632,China.E-mail:tyalan@jnu.edu.cn)

AIM: To observe the effects of sevoflurane preconditioning on brain injury in hypoxic mice and its possible mechanism.METHODSMale C57BL/6J mice were randomly divided into control (C) group, hypoxia (H) group, 2% sevoflurane preconditioning for 30 min + hypoxia (S1+H) group, 2% sevoflurane preconditioning for 60 min+hypoxia (S2+H) group and 4% sevoflurane preconditioning for 30 min + hypoxia (S3+H) group. The hypoxia model was established by continuous inhalation of (6.5±0.1)% O2for 24 h. The sevoflurane preconditioning treatments, S1, S2 and S3, were conducted by inhalation of 2% sevoflurane for 30 min, 2% sevoflurane for 60 min and 4% sevoflurane for 30 min, respectively, with the carrier of (21.0±0.5)% O2, followed by washout for 15 min and then hypoxia treatment. The histological changes of the hippocampal CA1 area were observed under light microscope and transmission electron microscope (TEM), and serum lactate dehydrogenase (LDH) activity was measured by colorimetric method. Furthermore, the protein levels of erythropoietin (EPO) and vascular endothelial growth factor (VEGF) in brain tissue homogenate were examined by ELISA, and the content of malondialdehyde (MDA) and the activity of superoxide dismutase (SOD) and glutathione peroxidase (GPx) were measured by microplate reader.RESULTSAfter hypoxia for 24 h, cell edema or pyknosis in the hippocampal CA1 area was observed in H group. Sevoflurane preconditioning reduced hypoxic injury, and the cell ultrastructure under TEM was significantly improved in S2+H group. Compared with C group, the serum LDH activity and the levels of EPO, VEGF and MDA in brain tissues were significantly increased in H group, while the activity of SOD and GPx decreased. After sevoflurane pretreatment, the serum LDH activity and the levels of EPO and VEGF in brain tissues were lower than those in H group, and the most significant difference was observed in S2+H group. Moreover, the MDA content and SOD activity decreased, and the GPx activity increased in the sevoflurane preconditioning groups.CONCLUSIONSevoflurane preconditioning attenuates brain injury in hypoxic mice by regulating antihypoxic protein synthesis and reducing oxidative stress.

Sevoflurane; Preconditioning; Hypoxia; Brain injury; Oxidative stress

1000- 4718(2017)11- 1932- 06

2017- 01- 26

2017- 09- 01

廣東省自然科學基金資助項目(No. 2017A30313514)；圍術期口服多功能液體的研發及其臨床前研究(No. 2017ZC0012)

△通訊作者 Tel： 020-38688200； E-mail： tyalan@jun.edu.cn

R363； R331.1

A

10.3969/j.issn.1000- 4718.2017.11.002