植物磷轉運子 PHT1 家族研究進展

董旭，王雪，石磊，蔡紅梅，徐芳森，丁廣大

植物磷轉運子 PHT1 家族研究進展

董旭，王雪，石磊，蔡紅梅，徐芳森，丁廣大*

（華中農業大學微量元素研究中心/資源與環境學院，武漢 430070）

【目的】磷是植物生長發育所必需的大量營養元素。植物 PHT1 磷轉運蛋白家族在植物磷吸收、運轉及再利用等過程中發揮了重要作用。迄今已在多種高等植物中相繼分離出大量 PHT1 家族基因。本文綜述了國內外關于植物 PHT1 家族的主要研究進展，詳細闡述了植物 PHT1 家族的表達模式、功能及可能的調控途徑。【主要進展】植物 PHT1 家族屬于 MFS (major facilitator superfamily) 超家族，不同物種 PHT1 家族蛋白的結構非常保守，通常具有 12 個親脂跨膜結構域，形成“6 螺旋–親水大環–6 螺旋”式的結構鑲嵌于質膜當中。同時，該家族具有 H2PO4–/nH+共運子、糖轉運子和 MFS 通用轉運子等特征結構域和一段保守的氨基酸特征序列GGDYPLSATIMSE。一般情況，植物 PHT1 家族基因吸收轉運 1 個無機磷需要 2～4 個質子協同進入質膜，并伴隨膜電位的變化。植物 PHT1 家族的磷轉運特性差異較大，其動力學參數 Km 值差別較大。高等植物 PHT1家族成員眾多。在擬南芥、水稻、大豆、茄科植物及其他物種中的研究發現，PHT1 家族各成員間的時空表達模式存在差異，多數成員受低磷信號調控且主要在根部表達，少部分成員在除根以外的其他器官中表達，并行使相應的磷轉運功能。已有研究表明，植物 PHT1 家族基因的轉錄水平受到多因素的調控，例如外界環境中的無機磷濃度，轉錄因子如 MYB 家族、WRKY 家族以及 ZAT6 等基因能與 PHT1 家族基因啟動子區的特殊調控元件如 MYCS 元件、P1BS 元件及 W-box 元件等結合，調控基因的轉錄。此外，部分 PHT1 家族基因的轉錄水平受叢枝菌根真菌 (arbuscular mycorrhizal fungi，AMF) 的調控。除了轉錄水平的調控，關于植物 PHT1 家族轉錄后水平的調控途徑同樣取得了較大進展。PHF1 基因、含 SPX 結構域的蛋白家族、MicroRNA、蛋白磷酸化與去磷酸化、染色質修飾及其他等一系列調控途徑均參與到 PHT1 家族基因的轉錄后調控及信號轉導。植物激素如生長素、乙烯和細胞分裂素等也參與這一調控過程。 【建議與展望】植物對磷吸收利用的分子調控機理及信號轉導途徑十分復雜，因此，培育磷高效利用基因型作物任重而道遠。關于植物 PHT1 家族基因的研究已從模式植物向作物及其他高等植物中擴展，然而對該家族蛋白的生化及結構生物學等研究還待進一步深入。同時，對于一些基因組較復雜的多倍體物種如甘藍型油菜、小麥、大麥及棉花等，仍有待開展進一步研究。

高等植物；磷轉運；PHT1 家族；轉錄調控；信號轉導通路

磷是植物生長發育所必需的大量營養元素。雖然土壤中總磷的含量非常高，但大約 80% 的磷以有機態的形式存在，并且可溶性磷酸根離子極易被酸性土壤中的鐵鋁氧化物及石灰性土壤中的碳酸鹽化合物吸附固定，而難以被植物吸收利用。因此，土壤中實際可溶性磷的濃度遠遠低于植物組織中的磷濃度[1]。植物 PHT1 磷轉運蛋白家族是一類高親和性的磷轉運蛋白，它在植物磷吸收、轉運、體內磷分配及再利用等過程中發揮了重要作用[2–4]。近年來，隨著研究的不斷深入，全世界的研究人員相繼發表了大量關于植物 PHT1 家族基因參與磷吸收轉運過程及其調控途徑等方面的研究報道，逐漸揭開了高等植物磷吸收轉運及調控的奧秘。

1 植物 PHT1 家族基因的發現及特征

從 20 世紀 90 年代開始，PHT1 家族基因逐漸被發現，它們是定位于細胞膜負責吸收和轉運磷的蛋白。釀酒酵母 PHO84 是第一個被發現的高親和磷轉運子[5]。隨后，研究人員以酵母 PHO84 的 EST (expressed sequence tag) 序列作為探針，首次在高等植物擬南芥中分離到 2 個磷轉運子基因 AtPT1 和 AtPT2[6]。之后，幾個研究團隊幾乎同時從擬南芥中分離出若干相同的高親和磷轉運子，分別命名為 PT 或 PHT。直到 2000 年，擬南芥全基因組測序工作完成，9 個PHT1 家族成員被全部確定下來，并被統一命名為PHT1;1-PHT1;9[7]，但是在某些物種如大豆、番茄、小麥等中仍然沿用 PT 的命名方式[8–10]。截止目前，在高等植物中相繼分離出大量的 PHT1 家族同源基因，物種包括擬南芥、水稻、玉米、大豆、大麥、小麥、番茄、土豆、辣椒、茄子、煙草、甘藍型油菜、菊花等[2–4]。

已有研究表明，植物 PHT1 家族屬于 MFS (major facilitator superfamily) 超家族的第九亞家族，不同物種 PHT1 家族蛋白的結構非常保守。一般情況，該家族蛋白的等電點為 7.6～9.2，分子量約為 57～61 kDa，含有 520～560 個氨基酸殘基，通常具有 12 個親脂跨膜結構域，主要由含 17～25 個氨基酸殘基的α 螺旋構成，在第六個與第七個跨膜區間普遍存在一個親水環，約由 60 個氨基酸殘基構成，最終形成“6 螺旋–親水大環–6 螺旋”式的結構，其中 C-端、N-端和親水大環都在質膜內部[11–15]。同時，該家族還具有 H2PO4–/nH+共運子、糖轉運子和 MFS 通用轉運子等的特征結構域和一段保守的氨基酸特征序列GGDYPLSATIMSE[16–17]。

2 植物 PHT1 家族基因對磷的轉運及親和力

研究表明，在多種類型的細胞中，無機磷的吸收是與質子共轉運的過程，這一過程需要能量介導，并會導致膜外介質 pH 值的升高，而且磷吸收活性受質子載體效率的限制[18-19]。一般情況，轉運1個磷酸根離子需要 2～4 個質子協同進入質膜，磷與質子共轉運的同時會引起膜電位的變化，從而使硫酸根離子及少量的硝酸根離子和氯離子轉運至膜內[20–22]。

PHT1 家族非常龐大，其成員對磷的轉運特性存在較大差別。根據其動力學參數 Km 值，植物磷轉運子可以分為高親和力磷轉運系統和低親和力磷轉運系統兩類。但是對兩種轉運子的劃分依據眾說紛紜，究其原因在于對 Km 值界限、轉運子構象改變或個別氨基酸變異引起的 Km 值變化等界定不清晰。一般認為，高親和 PHT1 基因受磷脅迫誘導，可將膜外低濃度磷轉運到膜內，其 Km 值在幾十毫摩爾級別；而低親和 PHT1 基因是組成型表達，只有在磷充足供應時才將膜外的磷轉運到膜內，其表達水平不受外界磷濃度影響，其 Km 值在幾十毫摩爾到上百毫摩爾甚至更高級別[1, 23]。

目前對 PHT1 轉運子的磷轉運動力學研究主要利用酵母突變體 pho84/pho89 (酵母中主要的高親和磷轉運子) 進行酵母互補試驗來測試。利用該技術檢測的 PHT1 家族成員 Km 值變化較大，例如菊花 CmPT1為 35.2 μmol/L[24]，小麥 TaPHT1;4 為 35.3 μmol/L[25]，大豆 GmPT1 和 GmPT2 分別為 6.65 和 6.63 mmol/L[13]。蒺藜狀苜蓿 MtPT1、MtPT2、MtPT3 和 MtPT5 分別為 587 ± 60、641 ± 64、858 ± 91 和 13 ± 2 μmol/L[26]，水稻 OsPHT1;8 為 21 μmol/L[27]。利用酵母互補試驗測算植物 PHT1 轉運子 Km 值有其弊端。該方法只能估算 PHT1 基因在酵母中 Km 的大致范圍，而且不同研究得到的 Km 值可能存在較大差異，且與植物本體 PHT1 轉運子 Km 值有明顯差別[12]。因此，在酵母中的 Km 測值只能部分代表植物 PHT1 轉運子的真實轉運活力。為了更準確地測試各種植物 PHT1 轉運子的轉運效率，通常用幾種方法驗證同一 PHT1 基因的轉運活性，如瓜蟾卵母細胞試驗、植物懸浮細胞試驗等[28]。

此外，PHT1 轉運子序列變異可能會引起 Km 值的變化。例如，蒺藜苜蓿 MtPT5 與 MtPT1、MtPT2、MtPT3 有 84% 的氨基酸序列相似性，但表現出對磷酸鹽不同的親和性 (MtPT5 為高親和性，MtPT1、MtPT2、MtPT3 為低親和性)，研究人員對這 4 個基因編碼的氨基酸序列進行比較和建模發現，MtPT5和其他 3 個基因編碼的氨基酸序列存在 2 個片段的差異[26]。擬南芥 AtPHT1;1 轉運子的 312 位絡氨酸作為無機磷酸鹽結合位點，將其突變為丙氨酸或者苯丙氨酸不會影響 PHT1;1 轉運活力，而將其突變為天冬氨酸時，AtPHT1;1 編碼蛋白的同源多聚體瓦解，由此可推測植物PHT1蛋白之間會通過形成復合物降低轉運磷素效率進而調控體內磷平衡[29]。

3 植物 PHT1 家族基因的表達模式及功能

高等植物 PHT1 家族成員眾多，各成員間的時空表達模式有相似之處，但也存在較大差異。一般認為，PHT1 家族大多數成員受低磷信號調控且主要在根部表達。至今發現擬南芥除 PHT1;6 以外的 8 個成員至少在根中表達，其表達部位分布在主根皮層、中柱，根毛區表皮、皮層、中柱，側根以及根冠等[3]。下面以擬南芥、水稻、大豆、茄科作物及其他高等植物為例簡要綜述各物種中 PHT1 家族成員的時空表達模式及功能。

3.1 擬南芥

研究表明，擬南芥中的 PHT1 家族有 9 個成員[30]，AtPHT1;1、AtPHT1;2 和 AtPHT1;3 對磷吸收的貢獻相當高，而 AtPHT1;1 在長距離轉運磷的過程中也發揮重要作用[31]。除 AtPHT1;6 主要在花器官中表達外，其余 8 個在根中表達的 PHT1 基因中，AtPHT1;1和 AtPHT1;4 轉錄水平最高，且這 2 個基因都是高親和轉運子[3]。低磷培養下，PHT1;4 突變體對磷的吸收顯著減少 40%，而在高磷培養下 AtPHT1;1/AtPHT1;4雙突變體對磷的吸收減少 75%，表明 AtPHT1;1 和AtPHT1;4 無論在低磷還是高磷下對磷的吸收都起到重要作用[32–33]。AtPHT1;5 超表達會增加角果無機磷含量，提高一些負責清除多余磷相關基因的轉錄水平，而 AtPHT1;5 突變導致磷酸鹽向地上部的分配減少。因此 AtPHT1;5 可能對無機磷從源到庫的分配是至關重要的[34]。AtPHT1;8 和 AtPHT1;9 在根中受缺磷強烈誘導表達，研究表明這 2 個基因在長期低磷脅迫下發揮了重要作用[35]。通過對 AtPHT1;8 和 AtPHT1;9突變體磷的吸收和積累量進行分析，發現它們都參與磷從根部向地上部運輸。抑制 AtPHT1;5 或 AtPHT1;9的表達會引起其它磷響應基因轉錄水平的變化[34, 36]。

3.2 水稻

研究表明，水稻 PHT1 家族成員共有 13 個[37]。在磷充足的條件下，OsPT1 超表達株系磷含量顯著提高而 RNAi 干涉株系表型相反，研究表明高磷背景下 OsPT1 是吸收和轉運磷的關鍵 PHT1 成員[38]。缺磷能顯著誘導 OsPT2、OsPT4、OsPT8、OsPT9 和OsPT10 等的表達，OsPT2 僅在主根和側根的中柱中表達，而 OsPT6 在新生根的表皮細胞和皮層細胞中表達。Ai 等[39]研究表明 OsPT2 是低親和磷轉運子，主要負責轉運和積累磷，而 OsPT6 對整個植株的磷吸收轉運起到廣泛作用。OsPT4 在根、葉、舌葉、雄蕊和穎果中都有表達，主要負責向根、莖和糙米中轉運累積磷[40]。另有研究發現，OsPT4 在根和胚中的表達非常強，超表達或 knockout/knockdown OsPT4會改變植株磷積累，同時影響胚的發育和種子的形成[41]。OsPT8 幾乎在每個器官都有強烈表達，似乎是組成型轉運子，但仍受缺磷誘導。在正常磷條件下，超表達 OsPT8 會使轉基因植株表現出生長遲緩、植株矮小和葉片發黃等典型的磷中毒癥狀[27]。OsPT8 下調表達會導致老葉磷含量上升、新葉磷含量下降，在灌漿期胚乳和胚中的磷含量都急劇下降，表明該基因對磷素從源到庫的再分配方面起到關鍵作用[42]。OsPT9 和 OsPT10 在根表皮、根毛及側根中表達，無論在高磷還是低磷下，基因超表達體都會顯著增強對磷的吸收[43]。

3.3 大豆

研究人員通過對大豆的基因組數據庫進行檢索發現大豆有 14 個 PHT1 家族成員[44]。RT-PCR 分析表明大豆 GmPT1 和 GmPT2 等 2 個基因在幼苗根部和地上部表達，缺磷使 GmPT1 和 GmPT2 的表達發生輕微變化[13]。GmPT5 主要在根與新生成結瘤的連接處、幼嫩或成熟結瘤的叢枝中表達，意味著 GmPT5可能負責將磷從根維管組織向結瘤中轉運，尤其在缺磷脅迫下 GmPT5 轉運活力更強，因此 GmPT5 可能是調控結瘤磷穩態的關鍵轉運子[44]。GmPT7 在根部成熟的叢枝菌根 (arbuscular mycorrhiza，AM)皮層細胞、根冠小柱細胞和無菌根組織的側根原基細胞表達，在衰老葉片的維管束末端局部管胞細胞也有表達，主要負責把再活化的磷向種子轉運[8]。研究表明，GmPT7、GmPT10 和 GmPT11 受 AM 誘導表達[45]。

3.4 茄科作物

茄科作物 (Solanaceous species) 是僅次于禾本科和豆科作物的世界第三大類經濟作物，共超過200000 種茄科作物可與 AM 真菌形成共生菌根[46]。低磷會誘導番茄 LePT1 和 LePT2 兩基因在根和葉中大量表達，在高磷條件下轉入番茄 LePT1 或 LePT2的水稻植株有效磷出現過量積累，導致植株矮小、分蘗數減少[47]。同時，也有研究表明 LePT1 和 LePT7被檢測到在所有組織中都有表達，低磷促使 LePT2和 LePT6 主要在根中表達，而 LePT3、LePT4 和LePT5 僅在低磷條件下受菌根菌強烈誘導表達，高磷條件下則不會被菌根誘導[9]。土豆與番茄 PHT1;1～PHT1;5 同源基因的表達模式相似：缺磷增強葉片和根部 PHT1;1 的表達，無磷特異誘導根部 PHT1;2 的表達，菌根能增強 PHT1;3 表達，并誘導 PHT1;4 和PHT1;5 的表達[48]。PHT1 家族同源基因在辣椒、茄子和煙草中也具有相似的表達模式：PHT1;1 在根系中的表達量高于葉片，而 PHT1;2 只在根系中有表達；PHT1;1 和 PHT1;2 受缺磷信號誘導上調表達，但是接種菌根菌后 2 個基因的表達量均下降；在高磷供應下，被菌根菌侵染后植株中的 PHT1;2 在根系中表達增強；PHT1;3 被菌根誘導增強表達，PHT1;4和 PHT1;5 為菌根特異性誘導表達[23, 49]。

小麥 TaPT2 受缺磷誘導表達，其表達水平與外界磷酸鹽濃度密切相關且只在根中表達[10]。小麥TaPHT1;4 同樣在根中受低磷脅迫誘導表達，有趣的是 TaPHT1;4 白天表達量高，夜間表達量低[25]。大麥HORvu;PHT1;1 只在根中表達且強烈受到缺磷誘導，而 HORvu;PHT1;6 在葉片和葉耳的維管束韌皮部表達[15]。HvPHT1;1 和 HvPHT1;2 的表達模式相似，受缺磷誘導，且都在次生根根毛的生毛細胞和節生根的中柱有高水平表達，葉片表達相對較低[50]。甘藍型油菜 BnPHT1;4 主要在根部表達，在擬南芥中超表達BnPHT1;4 能促進主根生長，抑制側根生長并提高磷利用率[51]。Liu 等[24]研究發現菊花 CmPT1 受低磷誘導表達，在根、莖、葉中的表達量依次降低，超表達CmPT1 使植物的株高、根體積、生物量、磷吸收量等增加。研究人員 2011 年首次對大葉楊的 12 個 PHT1家族基因進行研究，發現低磷脅迫使大多數 PHT1家族成員上調表達，尤其是 PHT1;9 和 PHT1;11，而PHT1;10 僅在 AM 中強烈轉錄[52]。

4 植物 PHT1 家族基因的轉錄調控

4.1 介質無機磷濃度

外界環境中的無機磷 (inorganic phosphate，Pi)濃度是調控 PHT1 表達水平的重要因子之一，Pi 可以作為信號分子調控部分 PHT1 家族成員的轉錄水平 (詳見本文第三部分)[3]。例如，Misson 等[33]利用GUS 報告基因和原位雜交技術分析了不同無機磷水平下擬南芥磷轉運子基因 Pht1;4 的轉錄水平，結果發現 AtPht1;4 在低磷濃度的介質中主要在根表皮、皮層和根冠中表達，該基因突變可以使植物磷吸收能力下降 40%。有意思的是，植物 PHT1 家族基因的表達水平不但受到介質磷濃度的調控，而且不同磷濃度對 PHT1 基因轉錄的調控程度不同。在外界無機磷濃度低于 10 μmol/L 的時候，基因的表達顯著上升，而當外界無機磷濃度高于 250 μmol/L 的時候，基因的表達則維持在較低的水平，而且這種表達變化反應非常迅速[3, 33]。

4.2 啟動子元件

基因表達是由眾多順式作用元件和反式作用因子相互作用調控的。研究表明，在植物 PHT1 家族基因的啟動子區存在一些特殊的元件，通過與其他基因相互作用調控 PHT1 家族基因的表達水平。分析發現在茄子和煙草 PHT1 家族同源基因的啟動子區至少包括 MYCS (TTTCTTGTTCT) 和 P1BS (GNATATNC) 2 個順式調控元件，負責激活菌根誘導 PHT1 轉運子基因的轉錄，對 2 個元件的任意一個進行缺失或部分突變都會造成啟動子活性顯著減弱甚至全部喪失。因此，可以推測在雙子葉植物中，叢枝菌根真菌 (arbuscular mycorrhizal fungi，AMF) 介導的無機磷吸收過程至少受 MYCS 和 P1BS元件的調控[53]。甘藍型油菜 BnPHT1;4 啟動子區有 2個 P1BS 元件和 2 個 W-box (TTGAC/T) 元件。研究表明，P1BS 元件是該基因被缺磷信號誘導表達的必需序列，而 W-box 對 WRKY75 結合 BnPHT1;4 啟動子是重要的[51]。此外，除了上述順式作用元件外，研究人員還發現了另一類似于 P1BS 的元件，命名為P1BS-like 元件，該元件同樣可以調控 PHT1 家族基因的表達。例如，Schünmann 等[50]發現大麥 PHT1 家族基因的啟動子區都包含 P1BS-like 元件，該元件能促進 HvPHT1;1 和 HvPHT1;2 等基因在低磷脅迫下表達上升。大麥 HvPHT1;1 啟動子區包含 1 個 PHO-like motif 和 3 個與雙子葉植物 P1BS 元件相似的motifs，把啟動子區的 3 個 P1BS 縮減為一個后會增加 HvPHT1;1 對低磷脅迫的響應[54]。

4.3 轉錄因子 (TF)

PHR1 基因屬于 MYB 超家族轉錄因子。該基因可以結合到磷脅迫誘導基因啟動子區的 P1BS 元件上，進而調控基因的表達[3, 28, 55–57]。受 PHR1 基因調控的基因包括 PHT1 家族基因、PHO1、At4 和miRNA399 等 (圖 1)[28, 53, 55–57]。AtPHR1 是第一個在維管植物中分離的參與低磷脅迫轉錄調控的 MYB 超家族轉錄因子[57]。水稻中分離到 2 個 AtPHR1 同源基因(OsPHR1 和 OsPHR2)，其中 OsPHR2 的功能與AtPHR1 類似。正常供磷條件下，超表達 OsPHR2 會使水稻地上部 OsPT1、OsPT5、OsPT7、OsPT9 和OsPT12 等的表達上調[58]。同樣，在油菜和擬南芥中超表達油菜 BnPHR1 同源基因會使高親和磷轉運子BnPT2 及 ATPT2 的表達量顯著升高[59]。對小麥 PHR1同源基因 Ta-PHR1-A1 的研究結果顯示該基因可以激活 Ta-PHT1.2 的表達[60]。然而 MYB 家族的另外一個轉錄因子 MYB62 與 PHR1 的作用正好相反，超表達該基因會顯著抑制 Pht1;1 和 Pht1;4 的表達[61]。

WRKY 轉錄因子家族基因在調控 PHT1 轉錄中同樣扮演了重要角色，該家族可以結合到基因啟動子區的 W-box 元件上，調控基因的轉錄 (圖 1)。擬南芥 WRKY75 受缺磷誘導表達，調節磷的吸收和根系的發育。抑制該基因的表達導致 Pht1;1 和 Pht1;4的表達下降，進而影響植株磷吸收[62]。Wang 等[63]研究發現擬南芥 WRKY45 可以與 PHT1;1 啟動子區的 2個 W-box 結合，進而激活 PHT1;1 基因的轉錄，超表達 WRKY45 基因使得 PHT1;1 基因的表達顯著上升，而抑制 WRKY45 基因的表達則出現相反的結果。此外，當磷供應充足時，擬南芥 WRKY42 蛋白同樣通過與 PHT1;1 啟動子區結合正調控該基因的轉錄，在缺磷條件下因 WRKY42 蛋白的降解而導致調控解除[64]。

Vessel Scheduling Optimization in Two-Way Traffic Ports

圖1 植物 PHT1 家族基因可能的調控途徑Fig. 1 Possible regulation pathway of plant PHT1 family genes[注（Note）：圖中綠色箭頭代表正調控，紅色“T”型線條代表負調控 Green arrows denote positive effect; whereas red lines ending with short bars indicate negative effect.]

除此之外，其它轉錄因子基因在 PHT1 家族基因的轉錄調控中起作用。例如，擬南芥 ZAT6 基因是一個編碼具有 C2H2 (cysteine-2/histidine-2) 鋅指結構的轉錄因子，超表達 AtZAT6 可以抑制 Pht1;1 和 Pht1;4的表達，減少轉基因植株的磷吸收量[65]。

4.4 叢枝菌根

叢枝菌根 (arbuscular mycorrhiza，AM) 是植物根部和真菌互惠共生的結果，大多數維管開花植物都能形成菌根。一般認為營養交換是菌根共生的重要特征，AMF 在協助植物從土壤中吸收磷酸鹽的同時從宿主植物中獲得碳[66]。例如，有研究表明水稻吸收的磷酸鹽 70% 來自共生菌根[67]，而且不同種類的菌根真菌與宿主的結合程度強烈影響菌根對磷酸鹽的吸收[2]。研究表明，AM 可以誘導植物根系中高親和磷轉運基因的表達 (圖 1)[68]。目前在很多植物中均發現受菌根誘導表達的 PHT1 家族基因。例如水稻OsPT11 和 OsPT13[69]，玉米 ZmPT6[70]，馬鈴薯 StPT3、StPT4 和 StPT5[71]，大豆 GmPT10 和 GmPT11[45]，番茄 LePT3、LePT4 和 LePT5[48, 72]，苜蓿 MtPT4[73]，矮牽?；?PhPT4[74]，白楊 PtPT8 及 PtPT10[52]，栗SiPHT1;8 和 SiPHT1;9[14]，以及在其它植物中的同源基因等[75–77]。這些 PHT1 家族基因的表達水平會隨著磷及菌根的存在與否而發生變化。有些磷轉運子受菌根誘導表達，如 OsPT11、MtPT4 等，而有些磷轉運子尤其是位于根系表皮中的磷轉運子則受到菌根抑制表達，如 OsPHT1;1、MtPHT1;1 等。植物利用磷轉運子基因通過根系表皮途徑以及菌根途徑進行磷的吸收，并保持很好的平衡[78]。同時，Xie 等[79]研究發現，在低磷條件下紫云英 AsPT1 和 AsPT4 基因在菌根皮層細胞被誘導表達，AsPT1 的超表達能提高菌根的生物量，而 AsPT1 的表達受到抑制時植株的叢枝會出現退化或死亡現象，Aspt4 沉默株系出現相同表型。這些結果表明 AM 共生體系依賴于 PHT1家族基因 AsPT1 和 AsPT4 的表達。

5 調控植物 PHT1 家族成員轉錄的信號轉導通路

5.1 PHOSPHATE TRANSPORTER TRAFFIC FACILITATOR 1 (PHF1)

磷轉運子的活性取決于其向質膜的轉運過程。擬南芥 AtPHF1 基因編碼的蛋白主要負責將 PHT1 轉運蛋白從內質網運輸至質膜，參與 PHT1 蛋白的細胞內運輸調節 (圖 1)。該基因主要在根系、花和衰老的葉片中表達。當 AtPHF1 發生突變時，內質網中的AtPHT1;1 磷轉運蛋白發生滯留，質膜上的 Pht1;1 磷轉運蛋白減少，植株體內磷的累積下降。同時該基因的轉錄受 PHR1 基因的正調控[80]。水稻同源基因OsPHF1 的功能與 AtPHF1 類似，當該基因發生突變時，磷轉運子基因 OsPT2 和 OsPT8 在內質網上發生滯留，導致植物整體磷積累不足。但與 AtPHF1 基因不同的是 OsPHF1 基因的轉錄并不受 AtPHR1 同源基因 OsPHR2 的調控[81]。

5.2 磷酸化 (phosphorylation)

研究表明，磷酸化在 PHT1 基因翻譯后調控的過程中發揮了重要作用[3, 28]。Bayle 等[82]發現擬南芥PHT1;1 從內質網的運出受它的第 514 位絲氨酸磷酸化水平的調節。低磷脅迫時，未被磷酸化的 PHT1蛋白在 PHF1 的協助下，從內質網轉移至細胞膜上，幫助植物吸收轉運磷。而磷供應充足時，PHT1;1 蛋白的第 514 位絲氨酸位點發生磷酸化，導致 PHF1 無法與該蛋白結合，從而使得該蛋白從內質網向質膜的運輸受阻，導致其滯留在內質網內。Chen 等[83]在水稻中的研究發現，CK2α3/β3 激酶在正常磷水平下可使 PT8 發生磷酸化，抑制 PT8 與 PHF1 的互作，進而影響 PT8 從內質網向質膜的運輸。然而，磷脅迫會使 CK2α3/β3 激酶的 β3 亞基發生去磷酸化而降解，而使這種抑制作用解除進而促進磷的吸收，緩解植物的磷饑餓。因此，水稻 CK2α3/β3 激酶主要通過磷酸化 PHT1 蛋白負調控磷的吸收，而其自身的轉錄又受磷水平的調控 (圖 1)。

5.3 含 SPX 結構域的蛋白家族

很多含 SPX (SYG/Pho81/XPR1) 功能域的基因參與了植物磷信號的傳導途徑，表明該類基因在植物磷信號傳遞及磷動態平衡過程中發揮著重要的作用[28, 55–56]。擬南芥和水稻中分別發現了 4 個和 6 個SPX 家族基因，命名為 AtSPX1-4 和 OsSPX1-6[84-85]。擬南芥 AtSPX1 和 AtSPX3 受缺磷強烈誘導表達。抑制 AtSPX3 的表達使地上部 Pht1;4 和 Pht1;5 的表達量顯著上升，表明 AtSPX3 基因對 PHT1 家族基因起負調控的作用。同時 AtSPX3 自身的轉錄水平受到AtPHR1 基因的正調控 (圖 1)[84]。水稻 OsSPX1 同樣受低磷特異誘導，超表達 OsSPX1 會抑制 OsPT2、OsPT3、OsPT6 和 OsPT8 等 PHT1 家族基因的表達，而抑制 OsSPX1 的表達則會引起植株體內磷的超積累，說明 OsSPX1 負調控 PHT1 家族基因，進而影響磷的吸收。同時研究表明 OsSPX1 在磷調控網絡中位于 OsPHR2 和 PHO2 的下游[85]。

近年來，研究人員發現了另外一類含 SPX 結構域的基因 NLA，該基因編碼一個泛素 E3 連接酶，屬于 SPX-RING (really interesting new gene) 蛋白家族，除了含有 SPX 結構域外還含有 RING 結構域[86]。研究表明，NLA 基因能促使 PHO2 編碼的 E2 結合酶UBC24 對質膜 PHT1 蛋白的泛素化，進而參與對PHT1 家族基因的翻譯后調控。當磷供應充足時，NLA 和 PHO2 (UBC24) 形成復合體對 PHT1;4 進行泛素化作用，促使細胞質膜上的 PHT1;4 蛋白通過內吞作用在液泡內進行。然而，NLA 和 PHO2 是 miR827和 miR399 的下游靶基因，當磷缺乏時 NLA 和 PHO2的轉錄本分別被 miR827 和 miR399 裂解，進而解除對 PHT1;4 蛋白的抑制，促進無機磷的吸收 (圖 1)[86–87]。因此，NLA 和 PHO2 都是植物磷吸收的負調控因子。5.4MicroRNA

非編碼 RNA 雖然不能編碼蛋白質，但是可以產生具有生物學功能的 microRNA，進而參與植物發育調控和逆境響應等重要過程。已有研究表明，microRNA可以作為長距離信號參與植物低磷脅迫響應[28, 55–56]。目前研究較為清楚的是擬南芥 miR399，該基因受缺磷誘導表達。研究表明，miR399 能直接作用于 PHO2基因的 5’-UTR 區，降解 PHO2 基因的 mRNA。PHO2 (UBC24) 基因編碼一個 E2 泛素連接酶。在磷充足條件下該基因在植株根系中大量表達，并負調控高親和磷轉運子 Pht1;8 和 Pht1;9 的表達，抑制磷的吸收，而在缺磷的條件下，轉錄因子 PHR1 基因能激活 miRNA399 的轉錄，miR399 大量增加抑制了PHO2 的表達，從而使植株啟動高親和磷轉運系統，促進植株磷的吸收 (圖 1)[56, 88–89]。

另一個報道與植物響應低磷脅迫信號途徑相關的 microRNA 是 miRNA827。在缺磷的條件下，miR827表達上升，降解 AtNLA 的 mRNA，從而激活植株磷的吸收以及磷從根系到地上部的轉運 (如本文 5.3 所述)。最新的研究發現除了 miR399 和 miRNA827 外，miRNA778 也參與植物磷動態平衡過程。在低磷環境下，超表達 miR778 導致 miR399、Pht1;4 等基因的表達量上升，地上部無機磷和花青素的累積增加[90]。miR778的靶基因 SUVH6 編碼 H3K9 甲基轉移酶，其表達水平受磷水平的調控，然而 SUVH6 參與植物響應低磷脅迫的機理仍需進一步研究。

5.5 植物激素

植物激素如生長素 (auxin)、乙烯 (ethylene) 和細胞分裂素 (cytokinin) 等在植物響應低磷脅迫的過程中發揮了重要作用[55]。研究表明，生長素和細胞分裂素能抑制擬南芥高親和磷轉運子 AtPT1 的表達[91]。Wang 等[92]在水稻中克隆一個生長素響應因子基因OsARF12，該基因發生突變時，參與水稻低磷脅迫調控的重要基因 OsPHR2 上調，其下游 PHT1 家族基因如 OsPT3、OsPT6、OsPT8 及 OsPT9 等的表達也顯著增加，植株磷吸收增加，表明 OsARF12 作為負調控因子影響水稻磷的吸收和轉運，而 OsARF12的突變同樣會影響缺磷條件下生長素的積累。OsARF16基因是近年來在水稻中克隆的另外一個生長素響應因子。研究表明，該基因的表達同時受生長素和低磷脅迫的誘導。OsARF16 基因突變會影響生長素的極性運輸，導致根系發育對生長素信號不敏感，以及對缺磷脅迫的響應能力減弱，表明 OsARF16 基因在生長素和磷脅迫信號感知的過程中發揮重要作用[93]。有趣的是，OsARF16 基因參與磷脅迫響應過程同時受細胞分裂素的調控。細胞分裂素會誘導OsARF16 的轉錄，抑制 PHT1 家族基因的表達，降低磷從根系向地上部的轉運。當 OsARF16 基因發生突變時，OsPTs 基因的表達與野生型材料在磷脅迫條件下外源添加細胞分裂素相比顯著增加，表明OsARF16 基因參與了細胞分裂素介導的水稻磷轉運和磷信號抑制過程[94]。此外，Talboys 等研究發現解淀粉芽孢桿菌 FZB42 (根際細菌) 能分泌生長素促進小麥根系生長，但強烈抑制 TaPHT1;8 和 TaPHT1.10的表達，進而降低磷的吸收[95]。

細胞分裂素的主要功能是誘導植物細胞分裂。CRE1 基因編碼一個組氨酸蛋白激酶，作為細胞分裂素受體參與激素信號感知過程。研究表明，細胞分裂素可以誘導該基因的表達，而低磷脅迫則會抑制其轉錄水平。當 CRE1 基因發生突變時，AtPT1 的轉錄水平上升[96]。

植株器官衰老期間，大分子物質程序性降解，使得衰老組織中的養分被再活化進而轉運到新生組織中。研究表明，乙烯參與了牽牛花中核酸降解的調控過程，并且外源添加乙烯使花中 PhPht1;1 轉錄上升，表明乙烯可能在衰老期對磷的再移動發揮重要作用[97]。擬南芥 Pht1;5 基因主要在子葉、下胚軸、花蕾和老葉中表達，負責“源”和“庫”器官間磷酸鹽的移動。超表達 Pht1;5 基因會促進根毛的形成而抑制主根的生長。然而抑制轉基因植株乙烯合成和信號感知時，該表型幾乎恢復至野生型水平，表明乙烯信號與 PHT1 家族基因存在顯著的互作關系[34]。

5.6 其他調控途徑

除上述信號調控途徑參與 PHT1 家族的調控外，其他調控途徑也有相關報道，包括染色質修飾、PHT1 家族基因互作，以及鈣信號等。ARP6 基因編碼一個核肌動蛋白相關蛋白 (nuclear actin-related protein)，是 SWR1 染色質重構復合體的關鍵成分。該基因主要通過 H2A.Z 型組蛋白在染色質上的沉積來調控 PHT1 家族基因的轉錄[98]。

PHT1 家族基因間的互作也會影響基因的表達。例如，在擬南芥中敲除 AtPHT1;8 基因會改變AtPHT1;5 和 AtPHT1;7 的轉錄本，AtPHT1;9 的突變會改變 AtPHT1;7 的轉錄本[36]。下調水稻 OsPT9 或OsPT10 的表達并不引起植株無機磷含量的改變，但同時下調這 2 個基因的表達會引起無機磷含量顯著降低，表明 OsPT9 和 OsPT10 對磷的吸收功能可能發生重疊[43]。

此外，研究表明鈣離子及相關蛋白參與植物響應非生物脅迫的調節過程。破壞擬南芥液泡 Ca2+/H+轉運子 CAX1 和 CAX3 基因會引起地上部磷酸鹽等離子組成的顯著變化。磷脅迫時，地上部 CAX1 基因的表達受到抑制，地上部 Ca2+穩態被打破，激發系統信號，由地上部傳遞至根系，進而對 PHT1 家族基因進行翻譯后調控，影響根系磷轉運系統的活性[99]。

6 總結與展望

磷是植物生長發育所必需的大量營養元素，是植物體內核酸、磷脂和 ATP 的重要組成成分。土壤總磷含量較高，然而植物可利用的有效磷含量卻很低。究其原因，主要是因為磷在土壤中容易被吸附固定，移動性很差，導致植物吸收磷不足[1]。農業上往往大量施用磷肥以滿足植物生長需要，但是磷肥利用率偏低，且磷礦資源儲量有限。為實現農業可持續發展的要求，通過分子生物學技術和遺傳育種的辦法改良作物磷吸收率和利用率，成為解決農業生產中磷缺乏脅迫的關鍵手段。目前，有關植物應對磷缺乏脅迫機制的研究很多，也克隆出一些與磷吸收利用相關的基因，但是結果表明植物對磷吸收利用的分子調控機理相當復雜，所以培育磷高效利用基因型作物任重而道遠。

植物 PHT1 磷轉運蛋白家族在植物磷吸收、轉運、體內磷分配及再利用等過程中發揮了重要作用[3–4, 28, 55–56]。自 1996 年在高等植物中克隆出第一個磷轉運基因以來，植物 PHT1 家族的克隆與功能研究不斷推進并取得了長足的進展。這一研究領域已從模式植物、作物向其他高等植物中擴展，同時也進一步拓寬我們對高等植物 PHT1 家族的認識。已有研究表明，植物 PHT1 家族是一個龐大的家族，基因功能各異，基因表達調控機理復雜，涉及磷信號的感知、響應，轉錄水平的調控，以及功能基因蛋白 (PHT/PT) 活性的修飾等一系列過程 (圖 1)。然而，對該家族蛋白的生化及結構生物學研究還待進一步深入。此外，對于一些基因組較復雜的多倍體物種如甘藍型油菜、小麥、大麥及棉花等，關于PHT1 家族與磷吸收轉運的調控機理研究仍需要大量努力。然而，隨著研究技術的不斷成熟及新的生物技術的不斷涌現，我們相信關于植物 PHT1 家族的認知必將推向一個新的高度。

[1]Schachtman DP, Reid RJ, Ayling SM. Phosphorus uptake by plants: From soil to cell[J]. Plant Physiology, 1998, 116: 447–453.

[2]Walder F, Brulé D, Koegel S, et al. Plant phosphorus acquisition in a common mycorrhizal network: regulation of phosphate transporter genes of the Pht1 family in sorghum and flax[J]. New Phytologist, 2015, 205(4): 1632–1645.

[3]Nussaume L, Kanno S, Javot H, et al. Phosphate import in plants: focus on the PHT1 transporters[J]. Frontiers in Plant Science, 2011, 2: 83.

[4]丁廣大, 陳水森, 石磊, 等. 植物耐低磷脅迫的遺傳調控機理研究進展[J]. 植物營養與肥料學報, 2013, 19(3): 733–744. Ding GD, Chen SS, Shi L, et al. Advances in genetic regulation mechanism of plant tolerance to phosphorus deficiency[J]. Journal of Plant Nutrition and Fertilizer, 2013, 19(3): 733–744.

[5]Bun-Ya M, Nishimura M, Harashima S, Oshima Y. The PHO84 gene of Saccharomyces cerevisiae encodes an inorganic phosphate transporter[J]. Molecular and Cellular Biology, 1991, 11: 3229–3238.

[6]Muchhal US, Pardo JM, Raghothama KG. Phosphate transporters from the higher plant Arabidopsis thaliana[J]. Proceedings of the National Academy of Sciences, 1996, 93: 10519–10523.

[7]Rausch C, Bucher M. Molecular mechanisms of phosphate transport in plants[J]. Planta, 2002, 216: 23–37.

[8]Inoue Y, Kobae Y, Omoto E, et al. The soybean mycorrhizainducible phosphate transporter gene, GmPT7, also shows localized expression at the tips of vein endings of senescent leaves[J]. Plant and Cell Physiology, 2014, 55(12): 2102–2111.

[9]Chen AQ, Chen X, Wang HM, et al. Genome-wide investigation and expression analysis suggest diverse roles and genetic redundancy of Pht1 family genes in response to Pi deficiency in tomato[J]. BMC Plant Biology, 2014, 14: 61.

[10]Guo CJ, Guo L, Li XJ, et al. TaPT2, a high-affinity phosphate transporter gene in wheat (Triticum aestivum L.), is crucial in plant Pi uptake under phosphorus deprivation[J]. Acta Physiologiae Plantarum, 2014, 36: 1373–1384.

[11]Poirier Y, Bucher M. Phosphate transport and homeostasis in Arabidopsis[J]. The Arabidopsis Book, 2002, : e0024.

[12]Qin L, Guo Y, Chen L, et al. Functional characterization of 14 Pht1 family genes in yeast and their expressions in response to nutrient starvation in soybean[J]. PLoS One, 2012, 7(10): e47726.

[13]Wu Z, Zhao J, Gao R, et al. Molecular cloning, characterization and expression analysis of two members of the Pht1 family of phosphate transporters in Glycine max[J]. PLoS One, 2011, 6(6): e19752.

[14]Ceasar SA, Hodge A, Baker A, et al. Phosphate concentration and arbuscular mycorrhizal colonisation influence the growth, yield and expression of twelve PHT1 family phosphate transporters in foxtail millet (Setaria italica)[J]. PLoS One, 2014, 9(9): e108459.

[15]Anne LR, Daisy H, Janine MJ, Frank WS. Characterization of two phosphate transporters from barley; evidence for diverse function and kinetic properties among members of the Pht1 family[J]. Plant Molecular Biology, 2003, 53: 27–36.

[16]李慧, 叢郁, 常有宏, 等. 豆梨磷轉運蛋白質基因(PcPht1)的克隆,表達及啟動子分析[J]. 江蘇農業學報, 2013, 29(4): 842–850. Li H, Cong Y, Chang YH, et al. Cloning, expression and promoter analysis of aphosphate transporter protein gene PcPht1 from Pyrus calleryana Dcne[J]. Jiangsu Journal of Agricultural Sciences, 2013, 29(4): 842–850.

[17]Karandashov V, Bucher M. Symbiotic phosphate transport in arbuscular mycorrhizas[J]. Trends in Plant Science, 2005, 10(1): 22–29.

[18]Ullrich CI, Novacky AJ. Extra- and intracellular pH and membrane potential changes induced by K, Cl, H2PO4, and NO3-uptake and fusicoccin in root hairs of Limnobium stoloniferum[J]. Plant Physiology, 1990, 94: 1561–1567.

[19]Norihiro M, Satoru O, Yumiko S, et al. Overexpression of an Arabidopsis thaliana high-affinity phosphate transporter gene in tobacco cultured cells enhances cell growth under phosphate-limited conditions[J]. Plant Biology, 1997, 94: 7098–7102.

[20]Ullrich-Eberius CI, Novacky A, Fischer E, Luttge U. Relationship between energy-dependent phosphate uptake and the electrical membrane potential in Lemnagibba G1[J]. Plant Physiology, 1981, 67: 797–801.

[21]Ullrich-Eberius CI, Novacky A, Van BA JE. Phosphate uptake in Lemnagibba G1: energetics and kinetics[J]. Planta, 1984, 161: 46–52.

[22]Preuss CP, Huang CY, Gilliham M, et al. Channel-like characteristics of the low-affinity barley phosphate transporter PHT1;6 when expressed in Xenopus oocytes[J]. Plant Physiology, 2010, 152(3): 1431–1441.

[23]陳愛群. 三種茄科作物Pht1家族磷轉運蛋白基因的克隆及表達調控分析[D]. 南京: 南京農業大學博士學位論文, 2009. Chen AQ. Isolation and analysis of expressional regulation of phosphate transporter genes in pht1 family from three solanaceous species[D]. Nanjing: PhD Dissertation of Nanjing Agricultural University, 2009.

[24]Liu P, Chen S, Song A, et al. A putative high affinity phosphate transporter, CmPT1, enhances tolerance to Pi deficiency of chrysanthemum[J]. BMC Plant Biology, 2014, 14: 18.

[25]Liu XM, Zhao XL, Zhang LJ, et al. TaPht1;4, a high-affinity phosphate transporter gene in wheat (Triticum aestivum), plays an important role in plant phosphate acquisition under phosphorus deprivation[J]. Functional Plant Biology, 2013, 40: 329–341.

[26]Liu JY, Versaw WK, Pumplin N, et al. Closely related members of the medicago truncatula PHT1 phosphate transporter gene family encode phosphate transporters with distinct biochemical activities[J]. The Journal of Biological Chemistry, 2008, 283(36): 24673–24681.

[27]賈宏昉. 水稻高親和磷轉運蛋白基因OsPhtl;8的功能研究[D]. 南京: 南京農業大學博士學位論文, 2011. Jia HF. Functional analysis of aphosphate transporter gene OsPht1;8 in rice[D]. Nanjing: PhD Dissertation of Nanjing Agricultural University, 2011.

[28]Baker A, Ceasar SA, Palmer AJ, et al. Replace, reuse, recycle: improving the sustainable use of phosphorus by plants[J]. Journal of Experimental Botany, 2015, 66(12): 3523–3540.

[29]Fontenot EB, Ditusa SF, Kato N, et al. Increased phosphate transport of Arabidopsis thaliana Pht1;1 by site-directed mutagenesis of tyrosine 312 may be attributed to the disruption of homomeric interactions[J]. Plant, Cell and Environment, 2015, 38: 2012–2022.

[30]Mudge SR, Rae AL, Diatloff E, et al. Expression analysis suggests novel roles for members of the Pht1 family of phosphate transporters in Arabidopsis[J]. The Plant Journal, 2002, 31: 341–353.

[31]Ayadi A, David P, Arrighi JF, et al. Reducing the genetic redundancy of Arabidopsis Phosphate transporter 1 transporters to study phosphate uptake and signaling[J]. Plant Physiology, 2015, 167: 1511–1526.

[32]Shin, H, Shin HS, Dewbre GR, Harrison MJ. Phosphate transport in Arabidopsis: Pht1;1 and Pht1;4 play amajor role in phosphate acquisition from both low- and high-phosphate environments[J]. The Plant Journal, 2004, 39: 629–642.

[33]Misson J, Thibaud MC, Bechtold N, et al. Transcriptional regulation and functional properties of Arabidopsis Pht1;4, a high affinity transporter contributing greatly to phosphate uptake in phosphate deprived plants[J]. Plant Molecular Biology, 2004, 55: 727–741.

[34]Nagarajan VK, Jain A, Poling MD, et al. Arabidopsis Pht1;5 mobilizes phosphate between source and sink organs and influences the interaction between phosphate homeostasis and ethylene signaling[J]. Plant Physiology, 2011, 156: 1149–1163.

[35]Remy E, Cabrito TR, Batista RA, et al. The Pht1;9 and Pht1;8 transporters mediate inorganic phosphate acquisition by the Arabidopsis thaliana root during phosphorus starvation[J]. New Phytologist, 2012, 195: 356–371.

[36]Lapis-Gaza HR, Jost R, Finnegan PM. Arabidopsis phosphate transporter 1 genes PHT1;8 and PHT1;9 are involved in root-to-shoot translocation of orthophosphate[J]. BMC Plant Biology, 2014, 14(1): 334.

[37]Goff SA, Ricke D, Lan TH, et al. A draft sequence of the rice genome (Oryza sativa L. ssp japonica)[J]. Science, 2002, 296: 92–100.

[38]Sun SB, Gu M, Cao Y, et al. A constitutive expressed phosphate transporter, OsPht1;1, modulates phosphate uptake and translocation in phosphate-replete rice[J]. Plant Physiology, 2012, 159: 1571–1581.

[39]Ai PH, Sun SB, Zhao JN, et al. Two rice phosphate transporters, OsPht1;2 and OsPht1;6, have different functions and kinetic properties in uptake and translocation[J]. The Plant Journal, 2009, 57: 798–809.

[40]Ye Y, Yuan J, Chang X, et al. The phosphate transporter gene OsPht1;4 is involved in phosphate homeostasis in rice[J]. PLoS One, 2015, 10(5): e0126186.

[41]Zhang F, Sun YF, Pei WX, et al. Involvement of OsPht1;4 in phosphate acquisition and mobilization facilitates embryo development in rice[J]. The Plant Journal, 2015, 82: 556–569.

[42]Li YT, Zhang J, Zhang X, et al. Phosphate transporter OsPht1;8 in rice plays an important role in phosphorus redistribution from source to sink organs and allocation between embryo and endosperm of seeds[J]. Plant Science, 2015, 230: 23–32.

[43]Wang XF, Wang YF, Miguel AP, et al. Phosphate transporters OsPHT1;9 and OsPHT1;10 are involved in phosphate uptake in rice[J]. Plant, Cell and Environment, 2014, 37: 1159–1170.

[44]Qin L, Zhao J, Tian J, et al. The high-affinity phosphate transporter GmPT5 regulates phosphate transport to nodules and nodulation in soybean[J]. Plant Physiology, 2012, 159: 1634–1643.

[45]Tamura Y, Kobae Y, Mizuno T, et al. Identification and expression analysis of arbuscular mycorrhiza-inducible phosphate transporter genes of soybean[J]. Bioscience, Biotechnology, and Biochemistry, 2012, 76: 309–313.

[46]Nagy R, Karandashov V, Chague V, et al. The characterization of novel mycorrhiza-specific phosphate transporters from Lycopersicon esculentum and Solanum tuberosum uncovers functional redundancy in symbiotic phosphate transport in solanaceous species[J]. The Plant Journal, 2005, 42: 236–250.

[47]洪帥. 番茄磷轉運蛋白基因LePT1和LePT2在水稻中的功能鑒定[D]. 南京: 南京農業大學碩士學位論文, 2011. Hong S. Function identification of two tomato phosphater transporter LePT1 and LePT2 genes in rice[D]. Nanjing: MS Thesis of Nanjing Agricultural University, 2011.

[48]Chen AQ, Hu J, Sun S, et al. Conservation and divergence of both phosphate- and mycorrhiza-regulated physiological responses and expression patterns of phosphate transporters in solanaceous species[J]. New Physiology, 2007, 173(4): 817–831.

[49]Tan ZJ, Hu Y, Lin Z. Expression of NtPT5 is correlated with the degree of colonization in tobacco roots inoculated with Glomus etunicatum[J]. Plant Molecular Biology Reporter, 2012, 30: 885–893.

[50]Schünmann PH D, Richardson AE, Smith FW, Delhaize E. Characterization of promoter expression patterns derived from the Pht1 phosphate transporter genes of barley (Hordeum vulgare L.)[J]. Journal of Experimental Botany, 2004, 55(398): 855–865.

[51]Ren F, Zhao CZ, Liu CS, et al. A Brassica napus PHT1 phosphate transporter, BnPHT1;4, promotes phosphate uptake and affects roots architecture of transgenic Arabidopsis[J]. Plant Molecular Biology, 2014, 86: 595–607.

[52]Loth-Pereda V, Orsini E, Courty PE, et al. Structure and expression profile of the phosphate PHT1 transporter gene family in mycorrhizal Populus trichocarpa[J]. Plant Physiology, 2011, 156: 2141–2154.

[53]Chen AQ, Gu M, Sun S, et al. Identification of two conserved cis-acting elements, MYCS and P1BS, involved in the regulation of mycorrhiza-activated phosphate transporters in eudicot species[J]. New Phytologist, 2011, 189: 1157–1169.

[54]Schünmann PH D, Richardson AE, Vickers CE, Delhaize E. Promoter analysis of the barley phosphate transporter gene identifies regions controlling root expression and responsiveness to phosphate deprivation[J]. Plant Physiology, 2004, 136: 4205–4214.

[55]Chiou TJ, Lin SI. Signaling network in sensing phosphate availability in plants[J]. Annual Review of Plant Biology, 2011, 62: 185–206.

[56]López-Arredondo DL, Leyva-González MA, González-Morales SI, et al. Phosphate nutrition: improving low-phosphate tolerance in crops[J]. Annual Review of Plant Biology, 2014, 65: 95–123.

[57]Rubio V, Linhares F, Solano R, et al. A conserved MYB transcription factor involved in phosphate starvation signaling both in vascular plants and in unicellular algae[J]. Genes & Development, 2001, 15(16): 2122–2133.

[58]Zhou J, Jiao FC, Wu Z, et al. OsPHR2 is involved in phosphatestarvation signaling and excessive phosphate accumulation in shoots of plants[J]. Plant Physiology, 2008, 146(4): 1673–1686.

[59]Ren F, Guo QQ, Chang LL, et al. Brassica napus PHR1 gene encoding aMYB-like protein functions in response to phosphate starvation[J]. PLoS One, 2012, 7(8): e44005.

[60]Wang J, Sun J, Miao J, et al. A wheat phosphate starvation response regulator Ta-PHR1 is involved in phosphate signalling and increases grain yield in wheat[J]. Annals of Botany, 2013, 111: 1139–1153.

[61]Devaiah BN, Madhuvanthi R, Karthikeyan AS, Raghothama KG. Phosphate starvation responses and gibberellic acid biosynthesis are regulated by the MYB62 transcription factor in Arabidopsis[J]. Molecular Plant, 2009, 2(1): 43–58.

[62]Devaiah BN, Karthikeyan AS, Raghothama KG. WRKY75 transcription factor is amodulator of phosphate acquisition and root development in Arabidopsis[J]. Plant Physiology, 2007, 143(4): 1789–1801.

[63]Wang H, Xu Q, Kong YH, et al. Arabidopsis WRKY45 transcription factor activates PHOSPHATE TRANSPORTER1; 1 expression in response to phosphate starvation[J]. Plant Physiology, 2014, 164(4): 2020–2029.

[64]Su T, Xu Q, Zhang FC, et al. WRKY42 modulates phosphate homeostasis through regulating phosphate translocation and acquisition in Arabidopsis[J]. Plant Physiology, 2015, 167(4): 1579–1591.

[65]Devaiah BN, Nagarajan VK, Raghothama KG. Phosphate homeostasis and root development in Arabidopsis are synchronized by the zinc finger transcription factor ZAT6[J]. Plant Physiology, 2007, 145(1): 147–159.

[66]Javot H, Penmetsa RV, Terzaghi N, et al. A Medicago truncatula phosphate transporter indispensable for the arbuscular mycorrhizal symbiosis[J]. Proceedings of the National Academy of Sciences, 2007, 104(5): 1720–1725.

[67]Yang SY, Gr?nlund M, Jakobsen I, et al. Nonredundant regulation of rice arbuscular mycorrhizal symbiosis by two members of the PHOSPHATE TRANSPORTER1 gene family[J]. The Plant Cell, 2012, 24(10): 4236–4251.

[68]Smith SE, Jakobsen I, Gr?nlund M, et al. Roles of arbuscular mycorrhizas in plant phosphorus nutrition: interactions between pathways of phosphorus uptake in arbuscular mycorrhizal roots have important implications for understanding and manipulating plant phosphorus acquisition[J]. Plant Physiology, 2011, 156(3): 1050–1057.

[69]Paszkowski U, Kroken S, Roux C, et al. Rice phosphate transporters include an evolutionarily divergent gene specifically activated in arbuscular mycorrhizal symbiosis[J]. Proceedings of the National Academy of Sciences, 2002, 99: 13324–13329.

[70]Glassop D, Smith SE, Smith FW. Cereal phosphate transporters associated with the mycorrhizal pathway of phosphate uptake into roots[J]. Planta, 2005, 222(4): 688–698.

[71]Rausch C, Daram P, Brunner S, et al. A phosphate transporter expressed in arbuscule-containing cells in potato[J]. Nature, 2001, 414: 462–466.

[72]Nagy R, Drissner D, Amrhein N, et al. Mycorrhizal phosphate uptake pathway in tomato is phosphorus-repressible and transcriptionally regulated[J]. New Phytology, 2009, 181(4): 950–959.

[73]Harrison MJ, Dewbre GR, Liu J. A phosphate transporter from Medicago truncatula involved in the acquisition of phosphate released by arbuscular mycorrhizal fungi[J]. Plant Cell, 2002, 14(10): 2413–2429.

[74]Tan Z, Hu Y, Lin Z. PhPT4 is amycorrhizal-phosphate transporter suppressed by lysophosphatidylcholine in petunia roots[J]. Plant Molecular Biology Reporter, 2012, 30: 1480–1487.

[75]Shu B, Xia RX, Wang P. Differential regulation of PHT1 phosphate transporters from trifoliate orange (Poncirus trifoliata L. Raf) seedlings[J]. Scientia Horticulturae, 2012, 146: 115–123.

[76]Wegmüller S, Svistoonoff S, Reinhardt D, et al. A transgenic dTph1 insertional mutagenesis system for forward genetics in mycorrhizal phosphate transport of Petunia[J]. The Plant Journal, 2008, 54: 1115–1127.

[77]Saia S, Rappa V, Ruisi P, et al. Soil inoculation with symbiotic microorganisms promotes plant growth and nutrient transporter genes expression in durum wheat[J]. Frontiers in Plant Science, 2015, 6.

[78]Javot H, Pumplin N, Harrison MJ. Phosphate in the arbuscular mycorrhizal symbiosis: transport properties and regulatory roles[J]. Plant Cell & Environment, 2007, 30: 310–322.

[79]Xie X, Huang W, Liu F, et al. Functional analysis of the novel mycorrhiza-specific phosphate transporter AsPT1 and PHT1 family from Astragalus sinicus during the arbuscular mycorrhizal symbiosis[J]. New Phytologist, 2013, 198(3): 836–852.

[80]González E, Solano R, Rubio V, et al. Phosphate transporter traffic facilitator 1 is aplant-specific SEC12-related protein that enables the endoplasmic reticulum exit of ahigh-affinity phosphate transporter in Arabidopsis[J]. The Plant Cell, 2005, 17(12): 3500–3512.

[81]Chen J, Liu Y, Ni J, et al. OsPHF1 regulates the plasma membrane localization of low-and high-affinity inorganic phosphate transporters and determines inorganic phosphate uptake and translocation in rice[J]. Plant Physiology, 2011, 157(1): 269–278.

[82]Bayle V, Arrighi JF, Creff A, et al. Arabidopsis thaliana high-affinity phosphate transporters exhibit multiple levels of posttranslational regulation[J]. The Plant Cell, 2011, 23(4): 1523–1535.

[83]Chen J, Wang Y, Wang F, et al. The rice CK2 kinase regulates trafficking of phosphate transporters in response to phosphate levels[J]. The Plant Cell, 2015, 27(3): 711–723.

[84]Duan K, Yi K, Dang L, et al. Characterization of asub-family of Arabidopsis genes with the SPX domain reveals their diverse functions in plant tolerance to phosphorus starvation[J]. The Plant Journal, 2008, 54(6): 965–975.

[85]Wang C, Ying S, Huang H, et al. Involvement of OsSPX1 in phosphate homeostasis in rice[J]. The Plant Journal, 2009, 57(5): 895–904.

[86]Lin WY, Huang TK, Chiou TJ. NITROGEN LIMITATION ADAPTATION, a target of microRNA827, mediates degradation of plasma membrane-localized phosphate transporters to maintain phosphate homeostasis in Arabidopsis[J]. The Plant Cell, 2013, 25(10): 4061–4074.

[87]Park BS, Seo JS, Chua NH. NITROGEN LIMITATION ADAPTATION recruits PHOSPHATE2 to target the phosphate transporter PT2 for degradation during the regulation of Arabidopsis phosphate homeostasis[J]. The Plant Cell, 2014, 26(1): 454–464.

[88]Bari R, Pant BD, Stitt M, et al. PHO2, microRNA399, and PHR1 define aphosphate-signaling pathway in plants[J]. Plant Physiology, 2006, 141(3): 988–999.

[89]Huang TK, Han CL, Lin SI, et al. Identification of downstream components of ubiquitin-conjugating enzyme PHOSPHATE2 by quantitative membrane proteomics in Arabidopsis roots[J]. The Plant Cell, 2013, 25(10): 4044–4060.

[90]Wang L, ZengJ HQ, Song J, et al. miRNA778 and SUVH6 are involved in phosphate homeostasis in Arabidopsis[J]. Plant Science, 2015, 238: 273–285.

[91]Karthikeyan AS, Varadarajan DK, Mukatira UT, et al. Regulated expression of Arabidopsis phosphate transporters[J]. Plant Physiology, 2002, 130(1): 221–233.

[92]Wang SK, Zhang SN, Sun CD, et al. Auxin response factor (OsARF12), a novel regulator for phosphate homeostasis in rice (Oryza sativa)[J]. New Phytologist, 2014, 201(1): 91–103.

[93]Shen C, Wang S, Zhang S, et al. OsARF16, a transcription factor, is required for auxin and phosphate starvation response in rice (Oryza sativa L.)[J]. Plant, Cell & Environment, 2013, 36(3): 607–620.

[94]Shen C, Yue R, Yang Y, et al. OsARF16 is involved in cytokininmediated inhibition of phosphate transport and phosphate signaling in rice (Oryza sativa L.)[J]. PLoS One, 2014, 9(11): e112906.

[95]Talboys PJ, Owen DW, Healey JR, et al. Auxin secretion by Bacillus amyloliquefaciens FZB42 both stimulates root exudation and limits phosphorus uptake in Triticum aestivium[J]. BMC Plant Biology, 2014, 14(1): 1.

[96]Franco-Zorrilla JM, Martin AC, Solano R, et al. Mutations at CRE1 impair cytokinin-induced repression of phosphate starvation responses in Arabidopsis[J]. The Plant Journal, 2002, 32(3): 353–360.

[97]Chapin LJ, Jones ML. Ethylene regulates phosphorus remobilization and expression of aphosphate transporter (PhPT1) during petunia corolla senescence[J]. Journal of Experimental Botany, 2009, 60(7): 2179–2190.

[98]Smith AP, Jain A, Deal RB, et al. Histone H2A.Z regulates the expression of several classes of phosphate starvation response genes but not as atranscriptional activator[J]. Plant Physiology, 2010, 152(1): 217–225.

[99]Liu TY, Aung K, Tseng CY, et al. Vacuolar Ca2+/H+transport activity is required for systemic phosphate homeostasis involving shoot-to-root signaling in Arabidopsis[J]. Plant Physiology, 2011, 156(3): 1176–1189.

Advances in plant PHT1 phosphate transporter family research

DONG Xu, WANG Xue, SHI Lei, CAI Hong-mei, XU Fang-sen, DING Guang-da*
( Microelement Research Centre/College of Resources and Environment, Huazhong Agricultural University, Wuhan 430070, China )

【Objectives】Phosphorus (P) is one of the essential macronutrients for plants. Plant PHT1 family proteins have vital roles in plant Pabsorption, mobilization and re-utilization. Numerous members of the PHT1 family have been cloned from various higher plant species. In this paper, researches in plant PHT1 phosphate transporter family were summarized, including gene expression profiles, gene function and possible regulation mechanism. 【Major advances】Plant PHT1 family belongs to amajor facilitator superfamily (MFS). The protein structure of PHT1 genes is extraordinarily conserved, sharing acommon topology with 12 membranespanning domains, which are separated into two groups of six domains by acharged hydrophilic loop, with the protein inserted in the plasma membrane. Meanwhile, PHT1 family genes have the same characterized domains asin Pi: H+co-transporters, sugar transporters, and MFS transporters as well as aconserved amino acid sequence (GGDYPLSATIMSE). Generally, two to four protons enter the plasma membrane simultaneously while plants uptake one phosphate ion via PHT1 family genes, with changes in membrane potential. There are massive members of PHT1 family in plants which are rather different from each other in transport characteristics. The variation of PHT1 gene sequences can give rise to significant changes of their kinetic parameters of Km value. Until now, a huge number of PHT1 family members have been identified in higher plants such as arabidopsis, rice, soybean, solanaceae etc. The expression profiles of PHT1 family genes vary largely. It is generally recognized that most of the PHT1 family members can be regulated by the signal of low Pstress and express in plant roots, while the expression of part of the family members can be detected in other organs of plants, and these genes function distinctly. The transcriptional levels of PHT1 family genes can be regulated by many factors such as external inorganic Pconcentration. Some transcriptional factors from MYB family and WRKY family as well as ZAT6 can interact with PHT1 family genes by binding with some special cis-elements existing in the promoter region of plant PHT1 family genes, such as MYCS element, P1BS element and W-box element, to regulate the expression levels of PHT1 family genes. Besides, the expression levels of PHT1 family genes can also be regulated by arbuscular mycorrhiza fugi (AMF). In addition to transcriptional regulation, post-transcriptional regulation and signal transduction pathway involved in the expression of PHT1 family genes are reported by different research groups. It shows that numerous genes including PHF1, genes containing SPX domain, MicroRNA, and other genes related to protein phosphorylation and chromatin modification are involved in the process of post-transcriptional regulation of PHT1 family members, as well as plant hormones such as auxin, ethylene and cytokinin etc. 【Suggestions and Expectations】There is an increasingly number of reports on the mechanism of how plants response to low Pstress until now, and some genes are cloned involving Pabsorption and utilization. The results show that complex mechanism exists in the process of Pabsorption and utilization as well as signal transduction pathway. Thus, it is along way to breeding genetically modified cultivars with enhanced Pefficiency. In terms of researches on PHT1 family genes, it has changed recently from model plants to crops and other higher plants. However, further researches might be conducted on biochemistry and structural biology of proteins of PHT1 family members. In addition, more researches about PHT1 family genes might also be performed towards polyploid species such as Brassica napus, wheat, barley, cotton etc.

higher plants; phosphate transport; PHT1 family; transcriptional regulation; signal transduction pathway

2016–06–03 接受日期：2016–09–12

國家自然科學基金項目（31672215，31201672）；中央高?；究蒲袠I務費專項資金項目（2016PY051）資助。

董旭（1992—），男，內蒙古包頭人，碩士研究生，主要從事油菜磷高效分子機理研究。

E-mail：dongjiuri@webmail.hzau.edu.cn *通信作者 Tel：027-87286872，E-mail：dgd@mail.hzau.edu.cn