王東,付紅杰,張建軍,李超
(天津市第四中心醫(yī)院,天津300140)
?
亞低溫聯(lián)合高壓氧干預(yù)對大鼠神經(jīng)干細胞RhoA/RHOCK通路的影響
王東,付紅杰,張建軍,李超
(天津市第四中心醫(yī)院,天津300140)
目的探討亞低溫聯(lián)合高壓氧干預(yù)通過RhoA/RHOCK通路對神經(jīng)干細胞凋亡、增殖、分化的影響。方法 制作大鼠神經(jīng)干細胞液壓損傷模型,并隨機分為4組。常溫組不進行任何干預(yù);亞低溫干預(yù)組于傷后1 h進行(32±0.5)℃亞低溫治療4 h;高壓氧組予以高壓氧干預(yù);聯(lián)合組在亞低溫干預(yù)同時予以高壓氧干預(yù)。采用免疫熒光檢測神經(jīng)干細胞RhoA、RHOCK、Nogo-A、NgR基因及蛋白表達,激光共聚焦顯微鏡根據(jù)熒光強度值計算神經(jīng)干細胞內(nèi)Ca2+濃度,TUNEL法檢測神經(jīng)干細胞凋亡情況。結(jié)果 體外損傷模型神經(jīng)干細胞造模后72 h,聯(lián)合組、高壓氧組、亞低溫組神經(jīng)干細胞RhoA、RHOCK、Nogo-A、NgR基因及蛋白表達較常溫組明顯降低(P均<0.05),聯(lián)合組比高壓氧組、亞低溫組降低更明顯(P均<0.01)。常溫組、亞低溫組、高壓氧組、聯(lián)合組神經(jīng)干細胞細胞內(nèi)Ca2+濃度分別為(286.6±34.7)、(236.6±21.4)、(234.6±19.0)、(202.6±15.0)nmol/L,組間比較差異均有統(tǒng)計學(xué)意義(P均<0.05)。常溫組、亞低溫組、高壓氧組、聯(lián)合組神經(jīng)干細胞凋亡率分別為(24.76±0.16) % 、(19.13±0.84)%、(18.13±0.76)%、(10.13±0.26)%,組間比較差異均有統(tǒng)計學(xué)意義(P均<0.05)。結(jié)論 亞低溫治療能通過影響RhoA/RHOCK通路發(fā)揮調(diào)控神經(jīng)干細胞凋亡、增殖、分化的作用。
脊髓損傷;亞低溫; 高壓氧;神經(jīng)干細胞;RhoA/ROCK通路;大鼠
脊髓損傷后神經(jīng)不能再生、修復(fù),是導(dǎo)致患者致殘、致死率增高的根本原因。RhoA/RHOCK通路是調(diào)節(jié)脊髓損傷后神經(jīng)軸突再生的重要信號通路,與神經(jīng)干細胞的增殖、分化密切相關(guān)[1]。大量臨床研究證明,亞低溫能有效減輕繼發(fā)性腦和脊髓損傷,對中樞神經(jīng)損傷有確切的保護作用;同時亞低溫改善脊髓損傷區(qū)域的微環(huán)境,有利于移植細胞的增殖、活化、生長[2~4]。2015年1~6月,我們采用亞低溫聯(lián)合高壓氧干預(yù)大鼠損傷造模神經(jīng)干細胞,檢測RhoA/RHOCK通路表達情況,探討亞低溫聯(lián)合高壓氧對神經(jīng)干細胞凋亡、增殖、分化的作用。
1.1神經(jīng)干細胞培養(yǎng)、鑒定 取孕14~16 d的Wistar大鼠1只,引頸處死,75%乙醇浸泡消毒。打開鼠腹取出胎鼠,將胎鼠大腦浸泡在DMEM/F12液中,去除腦膜和血管,用吸管反復(fù)吹打成懸液,過100目孔篩網(wǎng)。過濾懸液接種于培養(yǎng)瓶中,于 37 ℃、5%CO2培養(yǎng)箱中培養(yǎng)。在原代培養(yǎng)到第3天時,對培養(yǎng)細胞進行Nestin免疫熒光染色鑒定,完成PKH2染色標記過程。苔盼藍試驗檢測存活率﹥90%,提示標記后細胞存活。免疫熒光染色顯示神經(jīng)干細胞球呈Nestin強陽性表達。
1.2神經(jīng)干細胞損傷模型制備及分組自行設(shè)計液壓沖擊裝置,該裝置由壓力表、50 mL注射器、三通管、擺錘(4.8 kg)、打擊架、培養(yǎng)瓶組成。將原代培養(yǎng)神經(jīng)干細胞培養(yǎng)瓶中充滿培養(yǎng)液,通過三通管連接于液壓裝置中的壓力表和注射器(內(nèi)含25 mL培養(yǎng)液)的一端。擺錘連接于打擊架上,從一定高度落下,打擊注射器的另一端活塞,其產(chǎn)生的壓力經(jīng)注射器液體傳遞至培養(yǎng)瓶中的培養(yǎng)細胞層,對細胞造成損傷,沖擊壓力3.0 kP,作用時間20~30 s。制備大鼠神經(jīng)干細胞液壓損傷模型隨機分為常溫組、亞低溫干預(yù)組、高壓氧組、聯(lián)合組4組,每組設(shè)6個樣本。常溫組神經(jīng)干細胞常溫放置;亞低溫干預(yù)組神經(jīng)干細胞于損傷后1 h進行亞低溫干預(yù)4 h,溫度為(32±0.5)℃;高壓氧組予以高壓氧干預(yù);聯(lián)合組亞低溫干預(yù)同時予以高壓氧干預(yù)。
1.3神經(jīng)干細胞RhoA、RHOCK、Nogo-A、NgR基因及蛋白表達檢測亞低溫干預(yù)4 h后將各組神經(jīng)干細胞在玻璃蓋片上用甲醇在-20 ℃固定10 min,然后用兔抗大鼠RhoA、RHOCK、Nogo-A、NgR抗體(1∶200) 4 ℃孵育16 h;PBS溶液沖洗30 min,F(xiàn)ITC標記的山羊抗兔IgG抗體(1∶1 000)室溫孵育1 h,再用PBS溶液沖洗30 min。神經(jīng)干細胞造模后72 h,采用免疫熒光檢測神經(jīng)干細胞RhoA、RHOCK、Nogo-A、NgR基因及蛋白表達。
1.4神經(jīng)干細胞內(nèi)Ca2+濃度測定亞低溫干預(yù)4 h后,在蓋玻片上培養(yǎng)的神經(jīng)干細胞經(jīng)PBS沖洗3次,于37 ℃條件下用終濃度為10 μmol/L的Fluo-3/AM(美國Bio-Rad公司)負載45 min。蓋玻片倒置密封小室上,用Insight-Plus IQ型激光共聚焦顯微鏡(美國Meridian公司)以488 nm氫激光激發(fā)而產(chǎn)生熒光,測定其熒光強度。根據(jù)熒光強度值計算神經(jīng)干細胞內(nèi)Ca2+濃度。
1.5神經(jīng)干細胞凋亡率檢測亞低溫干預(yù)4 h后,采用TUNEL法檢測神經(jīng)干細胞凋亡,主要過程按試劑盒說明書進行。用DAB顯色,顯微鏡下觀察,細胞核被染呈棕色或棕褐色為陽性,即凋亡細胞。隨機選5個視野,400倍光鏡下計數(shù)凋亡細胞,計算凋亡率。

2.1各組神經(jīng)干細胞RhoA、RHOCK、Nogo-A、NgR mRNA表達見表1。

表1 各組RhoA、RHOCK、Nogo-A、NgR mRNA表達比較
注:與常溫組比較,△P<0.05,#P<0.01。
2.2各組神經(jīng)干細胞RhoA、RHOCK、Nogo-A、NgR蛋白表達見表2。

表2 各組RhoA、RHOCK、Nogo-A、NgR 蛋白表達比較
注:與常溫組比較,△P<0.05,#P<0.01。
2.3各組神經(jīng)干細胞內(nèi)鈣離子濃度神經(jīng)干細胞內(nèi)鈣離子濃度常溫組、亞低溫組、高壓氧組、聯(lián)合組分別為(286.6±34.7)、(236.6±21.4)、(234.6±19.0)、(202.6±15.0)nmol/L,組間比較差異有統(tǒng)計學(xué)意義(P均<0.05)。
2.4各組神經(jīng)干細胞凋亡率常溫組、亞低溫組、高壓氧組、聯(lián)合組神經(jīng)干細胞凋亡率分別為(24.76±0.16)%、(19.13±0.84)%、(18.13±0.76)、(10.13±0.26)%,各組間比較差異有統(tǒng)計學(xué)意義(P均<0.05)。
脊髓損傷后神經(jīng)不能再生、修復(fù)是導(dǎo)致患者致殘及病死率增高的根本原因。神經(jīng)干細胞具有自我增殖能力以及多向分化的潛能,在一定條件下可以分化成神經(jīng)系統(tǒng)中的各種細胞,因此在神經(jīng)損傷修復(fù)方面有著良好的應(yīng)用前景。研究表明神經(jīng)干細胞分化、增殖不局限于其來源區(qū)域,具有很強的可塑性。神經(jīng)干細胞的分化主要受基因調(diào)控,基因表達方式受其自身固有分子程序的調(diào)控和周圍微環(huán)境的影響[5~7]。
大鼠脊髓損傷后,脊髓損傷區(qū)產(chǎn)生的軸突抑制因子,通過對RhoA的調(diào)控,導(dǎo)致RhoA/RHOCK通路異常,神經(jīng)干細胞RhoA、RHOCK、Nogo-A、NgR mRNA、蛋白表達增強,引起RhoA/RHOCK通路激活、信息傳導(dǎo)抑制等一系列反應(yīng),最終使脊髓神經(jīng)組織生長錐塌陷,抑制軸突再生[8,9]。RhoA/RHOCK信號通路傳導(dǎo)過程中,RhoA、RHOCK、Nogo-A、NgR蛋白能提高神經(jīng)干細胞內(nèi)Ca2+濃度;Ca2+超載時可激活多種蛋白水解酶,其中鈣依賴性中性蛋白酶是一重要的蛋白水解酶,其所作用的底物為細胞骨架蛋白。微管相關(guān)蛋白-2(MAP-2)是細胞骨架中微管的重要組成成分之一,它可促進微絲聚合成微管,提高微管的穩(wěn)定性。亞低溫聯(lián)合高壓氧能降低神經(jīng)干細胞內(nèi)RhoA、RHOCK、Nogo-A、NgR蛋白表達,抑制神經(jīng)干細胞內(nèi)Ca2+超載,阻斷蛋白水解酶的激活,保護MAP-2正常表達,維持細胞骨架結(jié)構(gòu)穩(wěn)定,促進神經(jīng)細胞存活、增殖。亞低溫聯(lián)合高壓氧能抑制脊髓損傷后炎性因子的釋放,抑制脊髓損傷區(qū)凋亡基因、軸突生長抑制相關(guān)基因的表達,對RhoA/RHOCK通路激活環(huán)節(jié)產(chǎn)生完全阻斷或部分阻斷作用,封閉細胞內(nèi)抑制信號的傳導(dǎo)。
大量臨床研究證明,亞低溫能有效減輕繼發(fā)性腦和脊髓損傷,對脊髓損傷有確切的保護作用;同時亞低溫能改善脊髓損傷區(qū)域的微環(huán)境,有利于移植細胞的增殖、活化、生長[10~12]。本研究采用亞低溫聯(lián)合高壓氧干預(yù)大鼠損傷造模神經(jīng)干細胞,檢測RhoA/RHOCK通路表達情況、神經(jīng)干細胞內(nèi)Ca2+濃度及神經(jīng)干細胞凋亡情況,顯示聯(lián)合組、高壓氧組、亞低溫組神經(jīng)干細胞RhoA、RHOCK、Nogo-A、NgR基因及蛋白表達較常溫組明顯降低,聯(lián)合組比高壓氧組、亞低溫組降低更明顯。聯(lián)合組、亞低溫組和高壓氧組的神經(jīng)干細胞內(nèi)Ca2+濃度低于常溫組,聯(lián)合組較亞低溫組和高壓氧組神經(jīng)干細胞內(nèi)Ca2+濃度降低明顯。表明亞低溫及高壓氧都能降低神經(jīng)干細胞內(nèi)Ca2+濃度,兩者聯(lián)合具有協(xié)同作用。聯(lián)合組神經(jīng)干細胞凋亡率低于高壓氧組和亞低溫組,說明亞低溫和高壓氧均能夠減輕損傷神經(jīng)干細胞的凋亡,兩者聯(lián)合作用更明顯。
[1] Yang P, Wen HZ, Zhang JH. Expression of a dominant-negative Rho-kinase promotes neurite outgrowth in a microenvironment mimicking injured central nervous system[J]. Acta Pharmacol Sin, 2010,31(5):531-539.
[2] Darwazeh R, Yan Y. Mild hypothermia as a treatment for central nervous system injuries: Positive or negative effects[J]. Neural Regen Res, 2013,8(28):2677-2686.
[3] Strauch JT, Lauten A, Spielvogel D,et al. Mild hypothermia protects the spinal cord from ischemic injury in achronic porcine model[J]. Eur J Cardiothorac Surg, 2004,25(5):708-715.
[4] Pannu R, Christie DK, Barbosa E,et al. Post-trauma Lipitor treatment prevents endothelial dysfunction, facilitates neuroprotection, and promotes locomotor recovery following spinal cord injury[J]. J Neurochem, 2007,101(1):182-200.
[5] Dietrich WD . Therapeutic hypothermia for spinal cord injury[J]. Crit Care Med, 2009,37(7 Suppl):S238-242.
[6] Holmberg E, Zhang SX, Sarmiere PD, et al. Statins decrease chondroitin sulfate proteoglycan expression and acute astrocyte activation in central nervous system injury[J]. Exp Neurol, 2008,214(1):78-86.
[7] Zhu P, Zhao MY, Li XH, et al. Effect of lowtemperatures on BAX and BCL2 proteins in rats with spinal cord ischemiareperfusion injury[J]. Genet Mol Res, 2015,14(3):10490-10499.
[8] Wang D, Liang J, Zhang J, et al. Mild hypothermia combined with ascaffold of NgR-silenced neural stem cells/Schwann cells to treat spinal cordinjury[J]. Neural Regen Res, 2014,9(24):2189-2196.
[9] Watzlawick R, Sena ES, Dirnagl U, et al. Effect and reporting bias of RhoA/ROCK-blockade intervention onlocomotor recovery after spinal cord injury: a systematic review andmeta-analysis[J]. JAMA Neurol, 2014,71(1):91-99.
[10] Wang D, Yang Z, Zhang J. Treatment of spinal cord injury by mild hypothermia combined with bone marrow mesenchymal stem cells transplantation in rats [J].Zhongguo Xiu Fu Chong Jian Wai Ke Za Zhi, 2010,24(7):801-805.
[11] Gonzenbach RR, Zoerner B, Schnell L,et al. Delayedanti-nogo-a antibody application after spinal cord injury shows progressive loss of responsiveness[J]. J Neurotrauma, 2012,29(3):567-578.
[12]Bianchi R, Kastrisianaki E, Giambanco I,et al. S100B protein stimulates microglia migration via RAGE-dependent up-regulation of chemokine expression and release[J]. J Biol Chem, 2011,286(9):7214-7226.
天津市衛(wèi)計委科技基金資助項目(2015KR20)。
10.3969/j.issn.1002-266X.2016.33.011
R651.2
A
1002-266X(2016)33-0034-03
2016-02-10)