孫緒磊,冷義福,胡淑敏,張學奎,徐嘉君
(沈陽九州家圓醫院,遼寧 沈陽 110000)
卵母細胞和胚胎發育中的DNA雙鍵斷裂損傷
孫緒磊,冷義福,胡淑敏,張學奎,徐嘉君
(沈陽九州家圓醫院,遼寧 沈陽 110000)
在體細胞中,DNA雙鍵斷裂(DNA doubled-strand breaks,DSBs)是目前已知DNA損傷中最為嚴重的一種。進一步的研究發現,DSBs能夠引起哺乳動物卵母細胞凋亡,導致生殖能力下降。針對DSBs后機體進行的DNA損傷應答通路的研究在生殖領域也成為熱點。但是卵子發生和后期胚胎發育過程中,參與DSBs損傷修復機制的基因,是怎樣突破染色體精確結構,最終完成DNA修復,維持基因組穩定或啟動細胞凋亡過程的,這一復雜調控機制尚不十分明確,亟需進一步研究。
DSBs;DNA損傷修復;卵母細胞;胚胎發育
在體細胞中,DSBs是目前已知DNA損傷中最為嚴重的一種。DNA鏈斷裂可以在正常的生理過程中發生,如DNA復制過程中的錯配或異常的拓撲異構酶I和II活性;同時也可以由環境中的有害因素導致,如化學試劑,重金屬,紫外光以及電離輻射[1]。許多化學電離輻射誘導的細胞凋亡是阻斷DNA復制的結果,導致復制叉形成失敗和DSB的發生。DSBs如果不及時準確的修復,可能會導致基因組大范圍的畸變,從而使得細胞周期阻滯或細胞凋亡。
為了應對DSBs損傷,生命體進化DNA損傷應答(DNA-damage response,DDR)機制,DNA損傷修復基因可修復由不同原因導致的DNA損傷,防止錯誤遺傳信息的傳遞,保護遺傳信息的完整性。現在已知有兩種機制參與DNA DSBs的修復。一種是同源重組(Homologous recombination,HR),也稱為同源末端鏈接(homologous end-joining,HEJ);一種是非同源性末端鏈接(nonhomologous end-joining,NHEJ)[2]。NHEJ在有絲分裂G1/G0期中起主要作用,而HR在減數分裂,有絲分裂晚期S/G2期以及胚胎細胞修復中發揮重要作用。DSBs由包括信號(激酶)或修復活性的蛋白識別。其中最重要的成員是是共濟失調毛細血管擴張癥突變基因(ATM)和同源的ATR蛋白,兩者皆由DSBs激活[3]。一旦被激活,ATM通過Mre11-Nbs1-Rad50復合體被募集到DNA雙鏈斷裂處,ATM磷酸化并激活細胞凋亡、細胞周期停滯以及DNA修復等的多個下游效應分子。ATM和ATR有三個重要功能:調節和刺激DSB修復,細胞周期信號調控以及通過p53調控細胞凋亡[4]。
以前對于DSBs損傷修復通路研究最多最廣泛的是癌癥醫學的靶向治療方面。最初的研究發現,患癌后經過化療幸存的年輕女性,其卵巢儲備功能顯著下降,許多患者癌癥化療后生育能力顯著下降或喪失,提示化療藥物可能損傷卵巢功能和卵子質量[5]。進一步人的卵巢組織體外培養和小鼠體內實驗發現,化療藥物能夠對人和嚙齒類動物初級卵泡,卵母細胞以及顆粒細胞以劑量依賴的方式造成大量的DNA雙鍵斷裂損傷,而且這一損傷與卵母細胞凋亡以及ATM的激活有關[6]。不同的是,嚙齒類動物卵母細胞有通過基因毒性應激修復DSBs的能力[7]。乳腺癌敏感基因1即BRCA1(breast cancer susceptibility gene1)是ATM介導的DSBs修復基因家族中的關鍵成員。BRCA基因的突變,是乳腺癌、卵巢癌和其他癌癥發生的高危因素。隨后的研究發現,BRCA1突變的女性在控制性超數排卵時,往往伴隨卵巢低反應的發生,并且有卵巢早衰現象[8-9]。這些發現說明,DNA DSBs的修復能力對于卵巢儲備和卵子凋亡都有十分密切的關系。
根據哺乳動物物種的不同,卵母細胞停滯在生發泡期(germinal vesicle,GV)長達幾個月甚至幾十年之久,直至它們恢復第一次減數分裂。這一長時間的靜止期,使得卵母細胞染色質能夠遭受各種體內外因素影響,從而導致DNA發生DSBs,影響卵母細胞發育潛能和雌性生殖力。雌性的生殖力隨著年齡的增加是逐步下降,直至喪失的。隨著年齡的增加,雌性哺乳動物的卵巢儲備功能而降低,卵母細胞損失的比率明顯增高。而所有的細胞,包括卵母細胞和顆粒細胞,其DNA損傷都是隨著年齡的增加而加劇的。
γH2AX是研究DNA DSBs的標志基因。DNA雙鍵斷裂后,組蛋白H2AX在DNA雙鍵斷裂處迅速磷酸化形成γH2AX焦點(γH2AX foci),它的表達量可以衡量DSBs發生的程度。有研究發現,老齡獼猴卵泡中顆粒細胞上γH2AX表達量相較于年輕獼猴顯著增加,但是BRCA1在卵子和顆粒細胞中的表達卻是降低的[10]。人和嚙齒類動物相應的研究發現,卵母細胞中DNA DSBs隨著年齡的增長而增加,與此形成對應的是一些DSBs修復基因(如BRCA1)在卵母細胞中表達降低[11]。這說明,卵母細胞中增加的DSBs與年齡引起的DNA損傷修復水平降低有關。但是在牛上的研究結果顯示,IVM過程中DNA修復基因RAD51,APEX-1和 MLH1的表達量升高,但是只有RAD51的表達在年輕和老齡的供體牛中有差異[12]。
IVM和IVP過程中,有些研究運用了許多方法制造DNA雙鍵斷裂,如激光顯微切割和藥物處理,從而揭示DSBs對于卵母細胞減數分裂進程以及后期胚胎發育的影響。博萊霉素(Bleomycin,BLM)或激光顯微切割處理小鼠卵母細胞,能夠降低GVBD的發生,并延長GVBD的時間。第一極體的排出也受到延遲,但是一旦GVBD發生,第一極體排出并不受影響[13]。這些經過DSBs損傷最終成熟的小鼠的卵母細胞能夠被孤雌激活,但是胞質內會形成多核或多微核。這說明在小鼠上DSBs抑制或延遲G2/M轉變,但是一旦GVBD發生,DNA損傷的卵母細胞可以完成染色體分離和第一極體排出,此時紡錘體組裝檢驗點(SAC)活性很高,導致卵母細胞內形成多微核。進一步小鼠的體內外對比實驗發現,體外DSBs導致小鼠卵母細胞體外成熟過程中紡錘絲檢測點的激活,并且影響紡錘體微管著絲粒連接中斷。盡管體外培養過程中發生了嚴重的DSBs,還是會有卵母細胞能夠成熟。但是腹腔注射BLM后對小鼠進行超排,獲卵數顯著降低,且卵子凋亡比例顯著升高[14]。激光處理小鼠合子中的雄原核或雌原核,胚胎發育能力顯著降低,這些合子最終形成不了囊胚。激光處理部分卵裂球最終發生凋亡,而未處理的卵裂球則繼續發育形成囊胚,但是囊胚形成率和細胞數顯著降低[15]。BLM處理豬的卵母細胞,DSBs的發生呈劑量依賴性,但并不影響GVBD,卻阻礙卵母細胞的最終成熟,表現為第一極體不排出[16]。
體外胚胎發育過程中,DSBs修復機制的研究意義是巨大的。盡管胚胎發生DSBs后會影響發育,但是與體細胞相比,胚胎的DSBs修復機制和能力是不同的。有研究發現,豬的孤雌胚胎中,早卵裂的胚胎DSBs較少,DSBs修復基因表達水平較低。早卵裂和晚卵裂的胚胎DSBs水平,在囊胚期無差異,這表明只有較少DNA損傷或者有超強DNA修復能力的胚胎才會發育至囊胚[17]。由于與人在卵泡波出現,卵泡選擇,排卵以及和年齡相關的內分泌變化方面都特別相近,牛已被公認作為一個合適的動物模型研究生殖力保存。在牛上,體外受精胚胎合子期γH2AX的表達量顯著高于孤雌胚胎和體細胞核移植胚胎。但在隨后的發育階段,γH2AX的表達量各組相當[18]。此外,該研究中γH2AX表達量在體外培養的牛的胚胎中從1cell期到囊胚期是減少的,這說明在牛體外胚胎發育過程中DNA修復機制發生作用,但是這一機制是怎樣參與調控的目前尚無報道。
盡管DSBs影響卵子質量與胚胎發育的研究已有報道,但是只是針對某一修復通路里的某幾個關鍵基因的表達。在配子發生和胚胎發育過程中,DSBs引起的DNA修復應答機制和關鍵通路的系統研究報道較少。綜上研究顯示,DSBs對不同物種卵母細胞、顆粒細胞和胚胎發育的影響是有差異的,對同一物種體內外成熟的卵母細胞的影響也是有差異的,甚至胚胎發育進程不同的胚胎影響也有差異。這些影響與DNA修復水平密切相關,但是又存在許多差異,需要系統的研究。
在不同的外源因素和內源生理狀況下,卵子發生和后期胚胎發育過程中,參與DSBs損傷修復機制的基因,是怎樣突破染色體精確結構,最終完成DNA修復,維持基因組穩定或啟動細胞凋亡過程的,這一復雜調控機制尚不十分明確,亟需進一步研究。
[1] Roos, W.P., Kaina, B. DNA damage-induced cell death by apoptosis. Trends Mol. Med,2006,12:440-450.
[2] Liu T., Huang J.DNA End Resection: Facts and Mechanisms. Genomics Proteomics Bioinformatics,2016,14(3):126-130.
[3] Cooper TJ,Wardell K,Garcia V,Neale MJ. Homeostatic regulation of meiotic DSB formation by ATM/ATR. Exp Cell Res,2014,329(1):124-131.
[4] Lavin, M.F. et al. ATM signaling and genomic stability in response to DNA damage. Mutat,2005,569:123–132.
[5] Wenzel L, Dogan-Ates A, Habbal R, Berkowitz R, Goldstein DP, et al. Def i ning and measuring reproductive concerns of female cancer survivors. J Natl Cancer Inst Monogr,2005,34:94-98.
[6] Reza Soleimani, Elke Heytens, Zbigniew Darzynkiewicz, Kutluk Oktay. Mechanisms of chemotherapy-induced human ovarian aging: double strand DNA breaks and microvascular compromise. AGING,2011,3:782-793.
[7] L. L. Kujjo, T. Laine, R. J. Pereira, W. Kagawa, H. Kurumizaka, S. Yokoyama, G. I. Perez.Enhancing survival of mouse oocytes following chemotherapy or aging by targeting Bax and Rad51. PLoS One,2010,5:9204.
[8] K. Oktay, J. Y. Kim, D. Barad, S. N. Babayev. Association of BRCA1 mutations with occult primary ovarian insufficiency: A possible explanation for the link between infertility and breast/ ovarian cancer risks. J. Clin. Oncol,2010,28:240–244.
[9] Oktay K1, Moy F, Titus S et al. Age-related decline in DNA repair function explains diminished ovarian reserve, earlier menopause, and possible oocyte vulnerability to chemotherapy in women with BRCA mutations. J Clin Oncol,2014,32(10):1093-1094.
[10] Dongdong Zhang,Xiaoqian Zhang, Ming Zeng, Jihong Yuan, Mengyuan Liu et al. Increased DNA damage and repair def i ciency in granulosa cells are associated with ovarian aging in rhesus monkey. J Assist Reprod Genet,2015,32(7):1069-1078.
[11] Shiny Titus, Fang Li, Robert Stobezki, Komala Akula, Evrim Unsal et al. Impairment of BRCA1-Related DNA Double-Strand Break Repair Leads to Ovarian Aging in Mice and Humans. Sci Transl Med, 2013,5(172):172,21.
[12] S. Bilotto, R. Boni, G.L. Russo, M.B. Lioi. Meiosis progression and donor age affect expression prof i le of DNA repair genes in bovine oocyte. Zygote ,2013,23:11–18.
[13] Jun Yu Ma, Ying Chun ou Yang, Zhong Wei Wang, Zhen Bo Wang, Zong Zhe Jiang et al.The effects of DNA double-strand breaks on mouse oocyte meiotic maturation. Cell Cycle,2013,12(8):1233–1241.
[14] Fei Lin, Xue Shan Ma, Zhen Bo Wang, Zhong Wei Wang, Yi Bo Luo et al. Different fates of oocytes with DNA double-strand breaks in vitro and in vivo. Cell Cycle,2014,13(17):2674-2680.
[15] Zhong Wei Wang, Xue Shan Ma, Jun Yu Ma, Yi Bo Luo, Fei Lin et al. Laser microbeam-induced DNA damage inhibits cell division in fertilized eggs and early embryo. Cell Cycle,2013;12(20): 3336–3344.
[16] Zhang T, Zhang GL, Ma JY, Qi ST, Wang ZB et al. Effects of DNA damage and short-term spindle disruption on oocyte meiotic maturation. Histochem Cell Biol, 2014,142(2):185-94.
[17] Rodrigo Camponogara Bohrer, Ana Rita S. Coutinho, Raj Duggavathi, and Vilceu Bordignon. The Incidence of DNA Double-Strand Breaks Is Higher in Late-Cleaving and Less Developmentally Competent Porcine Embryo. Biol Reprod,2015,93(3): 1–8.
[18] A.F. Pereira, L.M. Melo, V.J.F. Freitas, D.F. Salamone1. Phosphorylated H2AX in parthenogenetically activated, in vitro fertilized and cloned bovine embryos. Zygote,2014,23:485-493.
本文編輯:徐 陌
R698.2
B
ISSN.2095-8803.2016.20.194.02