普通小麥抽穗期控制基因TaHd1研究進展與展望

摘要：抽穗期是對普通小麥（Triticum aestivum L.）安全生產有重要影響的農藝性狀，也是一個復雜的受多基因協調互作控制的性狀。對普通小麥抽穗期基因控制系統、普通小麥抽穗期基因之一——TaHd1的克隆與功能、基因組定位、直向同源區微進化研究進展等方面進行了概述，以期為普通小麥抽穗期性狀改良提供一定的理論參考。

關鍵詞：普通小麥 （Triticum aestivum L.）；抽穗期；TaHd1；直向同源區

中圖分類號：S512.1；S311；Q78 文獻標識碼：A 文章編號：0439-8114（2015）05-1031-04

DOI：10.14088/j.cnki.issn0439-8114.2015.05.002

Abstract： Heading date is one of the important agronomic traits affecting production safety of common wheat， and is also a complex trait controlled by interaction of multiple genes. In this paper， the aspects including gene controlling systems of heading date， the cloning and function of TaHd1（one of controlling loci of heading date）， genomic location of TaHd1， the prospects about microevolution among TaHd1 orthologous region were reviewed. It will provide some reference for studying the heading date and improving common wheat.

Key words： common wheat （Triticum aestivum L.）； heading date； TaHd1； orthologous region

抽穗期作為普通小麥（Triticum aestivum L.）的重要農藝性狀之一，對普通小麥適應不同生態環境條件具有至關重要的作用，不但直接決定了普通小麥育成品種的推廣范圍與季節，而且對普通小麥品種的產量、品質、抗逆性等重要性狀都有影響[1]。對于普通小麥野生近緣植物來說，抽穗開花期是與其棲息地的生態地理條件相適應的。從野生狀態的生態地理條件適應性到不同農業生態環境條件的廣泛適應性表明，普通小麥起源、演化過程中抽穗期這一性狀經歷了嚴格的馴化選擇[2]。

近年來，嚴重影響小麥生產的各種不良災害性天氣如倒春寒、暖冬、干熱風等頻繁出現。為了小麥生產安全，迫切需要根據新的氣候變化趨勢，通過遺傳改良來調整小麥的抽穗開花期，使其與光、溫等環境因子變化密切協調，從而使小麥適應新的氣候條件，提高穩產性[3]。因此，開展小麥抽穗期相關基因的研究是小麥生產上十分重要的任務，該研究將為小麥生態育種奠定良好的基礎[4]。本文對近年來小麥抽穗期基因控制系統中關鍵成員之一 ——TaHd1基因的研究進展進行了概述，并對其相關研究發展趨勢進行了展望。

1 植物抽穗開花的基因控制系統

對雙子葉植物擬南芥的研究表明，對其開花的控制有4種途徑：光周期途徑、春化途徑、自主途徑（固有早熟性）和赤霉素（GA）途徑，其中一個途徑受阻將會影響開花時間，但不會完全阻止發育轉換[5，6]。與雙子葉植物相類似，普通小麥抽穗期也受多基因系統的協調互作控制，從對環境信號反應的差異來看，可將這些基因分為三大類[1]：春化基因（Vrn）、光周期基因（Ppd）和早熟性基因（Eps），其中春化基因和光周期基因的定位及作用機理研究比較深入，已經從擬南芥、水稻、大麥、普通小麥等植物中克隆了約40個相關基因[7]。擬南芥中光周期控制途徑已基本闡明，該途徑由葉片中的光敏色素（即光受體）感受晝夜長短和光的強弱等光信號開始，產生晝夜節律，晝夜節律基因[8-10]（TOC1、CCA1、ZTL、LUX、ELF3、FKF1、LHY、LKP2等）感受晝夜變化而引起自身表達量的變化，該變化被GI和CDF1捕獲，進而激活了葉片中的CONSTANS（CO）基因，當CO表達量超過特定臨界值時， FT（FLOWERINGLOCUST）的表達被激活，進而啟動抽薹開花過程[11，12]。由此可見，光周期控制通路中的CO基因（短日照的水稻中直向同源基因為Hd1[13]）是光周期信號傳遞過程中的關鍵基因之一[14]，本文主要概述了CO/Hd1基因在普通小麥中的研究進展及展望。

2 普通小麥抽穗期控制基因TaHd1的克隆及其功能

Nemoto等[15]根據CO/Hd1基因的高度保守序列，在普通小麥中克隆到Hd1的直向同源基因有TaHd1-A、TaHd1-B、TaHd1-D。TaHd1具有與水稻Hd1高度相似的結構，均包含鋅指基序和CCT結構域。用中國春的基因組DNA片段（含TaHd1-A）對粳稻日本晴Hd1沒有功能的近等基因系植株進行轉化，結果表明，T2代中含有TaHd1-A的轉基因植株比轉化前的近等基因系植株在短日照條件下抽穗期提早了約10 d，在長日照條件下推遲了約25 d。可見，TaHd1-A能夠對水稻中Hd1的功能進行互補。從CO/Hd1在光周期途徑中所處的位置看，其有雙重功能，即短日照植物（如水稻）中在短日照條件下促進植株的抽穗開花，長日照植物（如擬南芥）中在長日照條件下促進植株抽穗開花[2，13，16]。但在普通小麥中由于沒有合適的突變體，至今未見有關TaHd1-A基因在普通小麥中對抽穗期影響的報道。

TaHd1-B在啟動子區因存在63 bp的缺失而不能轉錄，但編碼區結構正常；TaHd1-D的mRNA具有與TaHd1-A相同的結構，顯然，普通小麥基因組中3個TaHd1基因至少2個有潛在功能。多倍體中經常是冗余基因發生假基因化，進而降低基因劑量效應對生物體正常生長發育的影響，但異源六倍體普通小麥中TaHd1基因位點3個拷貝結構都正常，而且至少有2個拷貝具有功能，說明該基因對普通小麥生長發育十分重要，除了參與光周期反應外，可能還參與調控其他重要性狀，如在水稻中就發現了一個同時影響抽穗期、株高、每穗粒數的QTL[17]。

3 普通小麥抽穗期控制基因TaHd1的基因組定位

TaHd1的3個基因都位于普通小麥基因組第六染色體同源群的長臂上。水稻的第六染色體與小麥族植物的第七染色體間有共線性，水稻中Hd1位于第六染色體的短臂上，而且Hd1兩側RFLP標記Xrz588、Xcdo17均位于小麥族的第七染色體同源群上。由此可見，現在位于普通小麥第六染色體同源群的TaHd1應是由于進化歷史上普通小麥染色體重排過程中發生了易位所致[15]。前人的研究也證實，小麥族基因組中該染色體區域在進化過程中發生過高度重排。與水稻相比，高粱中Hd1直向同源區發生過包括基因易位、基因附加等在內的微重排[6，15]。

綜上所述，迄今關于普通小麥抽穗期TaHd1這一重要農藝性狀位點已經圍繞基因定位、基因克隆、基因功能等進行了深入研究，但也留下了許多亟待解決的問題，如TaHd1的可能屬于功能冗余的3個同源基因是如何選擇性保留的；如果并非屬于功能冗余基因，是否存在一因多效效應或該區段是否為含有幾個重要農藝性狀基因的基因密集區；該效應是否受到TaHd1在普通小麥進化過程中發生的染色體重排的影響；影響該位點染色體重排的機理何在，是否由于該位點周圍存在導致染色體重排的已知遺傳元件或新的遺傳元件等等。

4 普通小麥及其近緣屬中TaHd1位點的研究展望

利用親緣關系較近的多個物種進行直向同源區序列比較研究是揭開基因組區段進化機制的重要手段[18，19]。筆者及合作者前期開展了稻屬多個重要農藝性狀基因（如MOC1，Adh1，Shattering4和Hd1等）直向同源區比較研究，發現多倍體中及二倍體發生基因串聯復制的基因組區段中，常常出現冗余基因由于編碼區小的插入/缺失或編碼密碼子突變為終止密碼子而導致的假基因化[20，21]；稻屬AA基因組中有4個（18、19、21、28）新基因可能通過denovo機制形成[21]；在稻屬中還發現有基因組片段移動現象，但在該同源區及其側翼區沒有發現目前已知的能介導基因移動的Pack-MULE、逆轉座子、Helitron等元件，暗示其移動機制有新的未知形式[21]；直向同源區存在基因共線性，共線性程度差異具有種屬特異性，該特異性與LTR型逆轉座子活動有關，轉座子是影響基因組大小、基因密度、特定基因組變異的主要因素[21-23]。此外，四倍體硬粒小麥A、B基因組中含醇溶蛋白基因、較低的相對分子質量麥谷蛋白基因區的序列的比較研究也證明，逆轉座子的快速擴增、基因移動、多輪的區段復制是造成該位點進化快、組織結構復雜、共線性較差的主要原因[24]。因此，親緣關系較近的不同物種中直向同源區的微共線性研究可以使人們從較長DNA區段上了解物種進化、基因組內在結構及其形成機制、直向同源基因的內部結構和組織，而同一物種類型的栽培種與近緣野生種之間的直向同源區序列比較分析，則提供了物種進化和馴化過程中DNA水平信息[22]。可見，對于小麥TaHd1位點來說，開展序列水平的基因組直向同源區比較研究是解決上述問題的關鍵。

小麥屬及其近緣屬中蘊含了豐富的優異基因，是拓寬普通小麥育種親本遺傳基礎、進行普通小麥遺傳改良的寶貴基因庫[25]。小麥屬及其近緣屬中有二倍體（AB）、四倍體（AABB、AAGG）、六倍體（AABBDD）等不同的基因組類型，各類型中又存在野生種、原始種及栽培種等亞類，是研究普通小麥起源、演化的良好系統[26，27]。但由于小麥屬中多數植物基因組巨大，重復序列含量很高，普通小麥至今沒有完成全基因組測序。

以BAC載體為工具構建的一系列普通小麥及其近緣種的基因組DNA大片段插入文庫，為研究普通小麥基因組區段進化提供了良好的平臺，是進入普通小麥及其近緣植物全基因組水平研究前的必然選擇[28]。第二代高通量測序儀的出現及其越來越廣泛的應用[29，30]，為進行多物種、大片段基因組DNA同源區序列測定提供了價低、質優的便利條件。但對于沒有完成近緣種全基因組測序、重復序列含量又高的普通小麥及其近緣種來說，單獨應用二代測序技術在序列組裝時存在一定困難。2013年由中國科學家公布的小麥A、D基因組草圖序列為開展小麥基因組區段進化研究提供了寶貴的參考序列，但由于是序列框架圖階段，序列中Gap很多，難以滿足同源區序列分析要求[26，27]。2012年英國、美國等科學家完成了普通小麥中國春基因組草圖測序[31]，但是筆者用多個重要農藝性狀基因（抽穗期基因TaHd1、矮稈基因Rht1、條銹病抗病基因Yr10等）序列在該基因組數據庫中比對搜索結果表明，比對在顯著水平（BlastN，1e-10）以上的基因組組裝序列都比較短（<10 kb），且Gap很多，不能滿足進行大片段（～150 kb）同源區序列比較分析的需要。

上述國內外研究現狀說明，普通小麥TaHd1、水稻Hd1等許多控制抽穗開花的基因均已被定位、克隆，并進行了功能研究；已對稻屬中Hd1、MOC1、Adh1等位點直向同源區及四倍體硬粒小麥A、B基因組中醇溶蛋白基因、較低的相對分子質量麥谷蛋白基因同源區進行了系統深入研究。但普通小麥及其近緣種中TaHd1區域比較研究還未見報道，需要開展深入研究。

另外，從測序手段來看，已報道的幾個位點同源區序列比較研究中測序采用的都是傳統Sanger測序法，測序成本較高，而采用二代測序和Sanger測序相結合的方法進行同源區序列測定目前還未見報道。因此，采用二代高通量測序與傳統測序技術相結合的方法，對普通小麥及其近緣種A、B、D基因組中重要農藝性狀位點TaHd1區域進行比較研究，面臨重大機遇，研究將為闡明普通小麥及其近緣種中TaHd1區域基因組區段進化機制、基因及轉座子進化機制等重要生物學問題提供深層次理解，也將為普通小麥野生近緣植物中優異基因的發掘與利用提供有價值的參考。

參考文獻：

[1] 宋彥霞，景蕊蓮，霍納新，等.普通小麥（T. aestivum L.）不同作圖群體抽穗期QTL分析[J].中國農業科學，2006，39（11）：2186-2193.

[2] HIGGINS J A， BAILEY P C， LAURIE D A. Comparative genomics of flowering time pathways using Brachypodium distachyon as a model for the temperate grasses[J]. PLoS One， 2010， 5（4）： e10065.

[3] 孫道杰，馮 毅，王 輝，等.小麥TaFT基因編碼區序列多態性及其與開花期的關系[J].作物學報，2008，34（11）：1953-1957.

[4] 宋彥霞.小麥抽穗期及其它農藝性狀的QTL分析[D].四川雅安：四川農業大學，2005.

[5] KOMEDA Y. Genetic regulation of time to flower in Arabidopsis thaliana[J]. Annual Review of Plant Biology，2004，55： 521-535.

[6] MOURADOV A， CREMER F， COUPLAND G. Control of flowering time： interacting pathways as a basis for diversity[J]. Plant Cell， 2002，14 （Suppl1）：111-130.

[7] DISTELFELD A， DUBCOVSKY J. Characterization of the maintained vegetative phase deletions from diploid wheat and their effect on VRN2 and FT transcript levels[J]. Molecular Genetics and Genomics， 2010， 283（3）： 223-232.

[8] TAKANO M， INAGAKI N， XIE X， et al. Distinct and cooperative functions of phytochromes A， B， and C in the control of deetiolation and flowering in rice[J]. Plant Cell，2005，17（12）： 3311-3325.

[9] DOYLE M R， DAVIS S J， BASTOW R M， et al. The ELF4 gene controls circadian rhythms and flowering time in Arabidopsis thaliana[J]. Nature， 2002， 419（6902）： 74-77.

[10] HAZEN S P， SCHULTZ T F， PRUNEDA-PAZ J L， et al. LUX ARRHYTHMO encodes a Myb domain protein essential for circadian rhythms[J]. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America，2005，102（29）： 10387-10392.

[11] IMAIZUMI T， TRAN H G， SWARTZ T E， et al. FKF1 is essential for photoperiodic-specific light signalling in Arabidopsis[J]. Nature， 2003， 426（6964）： 302-306.

[12] VALVERDE F， MOURADOV A， SOPPE W， et al. Photoreceptor regulation of CONSTANS protein in photoperiodic flowering[J]. Science， 2004， 303（5660）： 1003-1006.

[13] YANO M， KATAYOSE Y， ASHIKARI M， et al. Hd1， a major photoperiod sensitivity quantitative trait locus in rice， is closely related to the Arabidopsis flowering time gene CONSTANS[J]. Plant Cell， 2000， 12（12）： 2473-2484.

[14] GRIFFITHS S， DUNFORD R P， COUPLAND G， et al. The evolution of CONSTANS-like gene families in barley， rice， and Arabidopsis[J]. Plant Physiology， 2003， 131（4）： 1855-1867.

[15] NEMOTO Y， KISAKA M， FUSE T， et al. Characterization and functional analysis of three wheat genes with homology to the CONSTANS flowering time gene in transgenic rice[J]. The Plant Journal， 2003， 36（1）： 82-93.

[16] TURCK F， FORNARA F， COUPLAND G. Regulation and identity of florigen： FLOWERING LOCUS T moves center stage[J]. Annu Rev Plant Biol， 2008， 59：573-594.

[17] 唐為江.精細定位控制抽穗期、株高和每穗穎花數的QTL與圖位克隆汕優63中控制膠稠度、糊化溫度的基因[D].武漢：華中農業大學，2008.

[18] 潘增祥，許 丹，張金璧，等.基于直向同源序列的比較基因組學研究[J].遺傳，2009，31（5）：457-463.

[19] 王 磊，陳景堂，張祖新.主要禾谷類作物比較基因組學研究策略與進展[J].遺傳，2007，29（9）：1055-1060.

[20] 張勝利.稻屬分蘗控制基因（MOC1）直向同源區的比較序列分析[D].陜西楊凌：西北農林科技大學，2007.

[21] LU F， AMMIRAJU J S S， SANYAL A， et al. Comparative sequence analysis of MONOCULM1-orthologous regions in 14 Oryza genomes[J]. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America， 2009， 106（6）： 2071-2076.

[22] SANYAL A， AMMIRAJU J S， LU F， et al. Orthologous comparisons of the Hd1 region across genera reveal Hd1 gene liability within diploid Oryza species and disruptions to microsynteny in Sorghum[J]. Molecular Biology and Evolution， 2010， 27（11）： 2487-2506.

[23] AMMIRAJU J S， LU F， SANYAL A， et al. Dynamic evolution of Oryza genomes is revealed by comparative genomic analysis of a genus-wide vertical data set[J]. Plant Cell， 2008， 20（12）： 3191-3209.

[24] KONG X Y， GU Y Q， YOU F M， et al. Dynamics of the evolution of orthologous and paralogous portions of a complex locus region in two genomes of allopolyploid wheat[J]. Plant Molecular Biology， 2004， 54（1）： 55-69.

[25] LI B， XU W， XU Y， et al. Integrative study on proteomics， molecular physiology， and genetics reveals an accumulation of cyclophilin-like protein， TaCYP20-2， leading to an increase of Rht protein and dwarf in a novel GA-insensitive mutant （gaid） in wheat[J]. Journal of Proteome Research， 2010， 9（8）： 4242-4253.

[26] JIA J， ZHAO S， KONG X， et al. Aegilops tauschii draft genome sequence reveals a gene repertoire for wheat adaptation[J]. Nature， 2013， 496（7443）： 91-95.

[27] LING H Q， ZHAO S， LIU D， et al. Draft genome of the wheat A-genome progenitor Triticum urartu[J]. Nature， 2013， 496（7443）： 87-90.

[28] 劉 越.矮敗—中國春小麥品系BAC文庫的構建與篩選[D].北京：中國農業科學院，2003.

[29] LI S， WANG S， DENG Q， et al. Identification of genome-wide variations among three elite restorer lines for hybrid-rice[J]. PLoS One， 2012， 7（2）： e30952.

[30] SAHU B B， SUMIT R， SRIVASTAVA S K， et al. Sequence based polymorphic（SBP） marker technology for targeted genomic regions： Its application in generating a molecular map of the Arabidopsis thaliana genome[J]. BMC Genomics， 2012， 13（1）： 20.

[31] BRENCHLEY R， SPANNAGL M， PFEIFER M， et al. Analysis of the bread wheat genome using whole-genome shotgun sequencing[J]. Nature， 2012， 491（7426）： 705-710.