不同基因型馬鈴薯的花藥培養研究
2014-11-15 04:11:35賀苗苗
江蘇農業科學 2014年9期
摘要：針對青海省馬鈴薯資源庫中的20個資源進行花藥培養研究，結果表明：不同基因型的馬鈴薯愈傷組織誘導率存在很大差異，其中，下寨65愈傷組織誘導率最高，為25.1%；其次是青薯9號，為16.8%，紫云、紅云、冀張薯12號沒有誘導出愈傷組織；青薯2號、高原4號、青05-12-6的愈傷組織分別分化出再生植株，其余品種均未分化出再生植株。
關鍵詞：馬鈴薯；花藥培養；基因型
中圖分類號：S532.03文獻標志碼： A文章編號：1002-1302（2014）09-0090-02
收稿日期：2014-05-22
基金項目：現代農業產業技術體系專項資金（編號：CARS-10）；青海省科學技術廳資助項目（編號：2011-N-506）；青海省農林科學院創新基金（編號：2010-NKY-05）
作者簡介：賀苗苗（1983—），女，碩士，助理研究員，主要從事馬鈴薯遺傳育種研究。Tel：（0971）5310129；E-mail：hemm0505@126.com。馬鈴薯育種存在遺傳基礎狹窄、品種間親緣關系近等問題。馬鈴薯花藥培養是產生單倍體的主要方法，在馬鈴薯育種、基礎遺傳學研究中具有重要意義。自然界中可利用的馬鈴薯野生種及近緣栽培種中大部分為二倍體，限制了野生馬鈴薯種質中優良基因的開發利用[1]。因此，通過誘導獲得馬鈴薯單倍體是馬鈴薯育種成功的關鍵[2-3]。我國馬鈴薯花藥培養研究始于20世紀80年代初期，戴朝曦等以馬鈴薯四倍體普通栽培種為材料，附加不同濃度及種類的植物生長調節劑，成功誘導了再生植株[4]。朱明凱等[5]、王蒂等[6]、冉毅東等[7-8]、賀苗苗[9-10]對馬鈴薯花藥培養中高溫前處理、培養基中植物生長調節劑的種類及濃度等因素進行了研究。梁彥濤等[11]、李鳳云等[12]發現馬鈴薯花藥培養對基因型依賴性很大。由于花藥培養受植物基因型、培養基、花藥發育時期、植物激素配比等多種因素的影響，花藥培養存在誘導頻率低、植株再生率低的問題，導致花藥培養很少應用于育種實踐。本研究針對青海省馬鈴薯資源庫中的20個資源進行花藥培養研究，旨在為馬鈴薯育種提供較多的單倍體材料。
1材料與方法
1.1材料
青薯2號、高原4號、青05-12-6等20個馬鈴薯資源由青海省農林科學院生物技術研究所提供。
1.2方法
1.2.1資源種植、花藥采集將供試材料分別種植于青海省海東市樂都區、青海省西寧市湟源縣2個試驗點，海拔不同，開花期也不同。6月中旬至9月中旬都可以采集花藥。通常08：00—10：00采集花藥，將花藥置于冰壺中帶回實驗室，在40倍顯微鏡下觀察小孢子的育性、發育時期，取小孢子處于單核中后期的花蕾備用（圖1）。
1.2.2花藥預處理將花藥放在4 ℃冰箱中低溫預處理 24～48 h，接種后放在35 ℃高溫培養箱中黑暗條件下熱激處理24～48 h，之后轉入22～25 ℃培養箱中暗培養。
1.2.3消毒接種先用流水沖洗花蕾30 min，再用蒸餾水沖洗3次，轉入超凈工作臺用無菌水沖洗3次，再用75%乙醇滅菌30 s，0.1% HgCl2浸泡7～10 min，無菌水洗3～4次，置于已滅菌的培養皿上用鑷子剝開花蕾，取出花藥，去除花絲，接種到愈傷組織誘導培養基上，每皿接種25～30枚花藥。
1.2.4培養基配方誘導培養基：MS+1.0 mg/L NAA+1.0 mg/L 2，4-D+0.5 mg/L 6-BA+10 mg/L AgNO3+ 1 g/L 活性炭+30 g/L蔗糖+0.7%瓊脂，pH值為5.8。分化培養基：MS+2.0 mg/L NAA+1.0 mg/L 2，4-D+0.5 mg/L KT+1 g/L 活性炭+30 g/L蔗糖+0.7%瓊脂，pH值為5.8。
1.2.5培養條件接種后的花藥經高溫熱處理后，轉入 22～25 ℃ 培養箱中暗培養，待誘導出愈傷組織或胚狀體后（約20 d），轉入光照條件下（日光燈光強為2 500 lx，光照 16 h/d、黑暗8 h/d ）溫度為22 ℃的光照培養箱中培養，將愈傷組織或胚狀體轉入分化培養基中，待分化成苗后，轉入MS培養基中繼代繁殖。愈傷組織誘導率、再生植株分化率計算公式如下。
愈傷組織誘導率=誘導出愈傷組織的花藥數/接種花藥數×100%；（1）
再生植株分化率=分化再生植株數/愈傷組織數×100%。（2）
2結果與分析
2.1不同基因型對馬鈴薯花藥培養愈傷組織誘導率的影響
從表1可以看出，下寨65愈傷組織誘導率最高，達251%（圖2），其次是青薯9號，為16.8%。紫云、紅云及冀張薯12號可能由于基因型及培養基不太適宜，始終沒有誘導出愈傷組織。
2.2基因型對花藥培養分化再生植株的影響
不同基因型花藥培養愈傷組織分化率差異很大，20份資源中，只有青薯2號、高原4號、青05-12-6分化出了再生植株，其余品種均未分化出再生植株。將下寨65愈傷組織轉接到分化培養基上20 d后，一部分慢慢褐化，有根產生，且根生長健壯，隨著時間的推移，整個愈傷組織連同根逐步變褐，最后死亡。青薯9號（圖3）愈傷組織表面逐漸變綠、變硬、呈菜花狀，隨著培養時間的延長，愈傷組織不斷增大，經過幾次繼代培養，更換不同的分化培養基，但是均沒有分化出根或芽。脫毒175愈傷組織轉到分化培養基后迅速增大，但愈傷組織較松散，隨著培養時間的延長，愈傷組織不斷增大，最后變褐死亡。青薯2號愈傷組織在分化培養基上表面逐漸呈深綠色、變硬，分化出了再生植株，且植株健壯（圖4）。
表1不同基因型對花藥愈傷組織誘導的影響
3結論與討論
馬鈴薯花藥培養誘導的雙單倍體植株在馬鈴薯育種中發揮重要的作用，由于馬鈴薯花藥培養愈傷組織的形成受多種因素限制，植物生長調節劑、接種密度、活性炭、熱激處理時間等因子都對愈傷率有影響。本研究表明，不同基因型馬鈴薯花藥培養愈傷組織誘導率、分化率存在很大差異，這與前人研究結果[11]一致，這可能是由于基因組內存在著某種基因，該基因可調控小孢子的發育方向，也可能是因為不同基因型的花粉小孢子對離體培養的敏感度不同。相同基因型馬鈴薯種植區域及采集時間不同，愈傷組織誘導率也存在明顯的差異。因此，在馬鈴薯育種過程中，可根據育種目標先選定基因型，再根據不同的基因型篩選適宜的培養條件、培養基、添加物，以便獲得更多的單倍體植株。
參考文獻：
[1]呂文河，梁吉利. 馬鈴薯4x×2x雜種無性一代產量及產量性狀的表現[J]. 中國馬鈴薯，1997，11（3）：11-16.
[2]金黎平，屈冬玉，謝開云，等. 我國馬鈴薯種質資源和育種技術研究進展[J]. 種子，2003（5）：98-100.
[3]李克萊. 馬鈴薯育種方法研究進展（一）[J]. 內蒙古大學學報：自然科學版，2000，31（3）：333-337.
[4]戴朝曦.用花藥培養法誘導馬鈴薯產生雙單倍體植株的研究[J]. 科學通報，1982，27（24）：1529-1532.
[5]朱明凱，程天慶，高湘玲，等. 早熟馬鈴薯四倍體栽培種花藥誘導成株[J]. 園藝學報，1985，12（3）：177-180，218.
[6]王蒂，冉毅東，戴朝曦. 馬鈴薯花藥培養中高溫前處理的作用及不同基因型的反應[J]. 中國馬鈴薯，1990，4（3）：139-143.
[7]冉毅東，戴朝曦. 馬鈴薯花藥培養硝酸銀對誘導雙單倍體及一單倍體的效果[J]. 西北農業學報，1993，2（4）：43-47.
[8]冉毅東，王蒂，戴朝曦. 提高馬鈴薯雙單倍體花藥培養產生胚狀體及再生植株頻率的研究[J]. 馬鈴薯雜志，1996，10（2）：74-78.
[9]賀苗苗. 溫度預處理對不同品種馬鈴薯花藥愈傷組織誘導率的影響[J]. 江蘇農業科學，2013，41（9）：32-33.
[10]賀苗苗. 培養基中添加硝酸銀對馬鈴薯花藥培養的影響[J]. 陜西農業科學，2014，60（1）：21-23.
[11]梁彥濤，邸宏，盧翠華，等. 馬鈴薯花藥培養影響因素的研究[J]. 東北農業大學學報，2006，37（5）：604-609.
[12]李鳳云，盛萬民，田國奎，等. 不同基因型馬鈴薯的花藥培養[J]. 中國馬鈴薯，2008，22（3）：140-143. 符勇，周忠發，王昆，等. 基于貴州喀斯特高原山區的煙草種植適宜性研究[J]. 江蘇農業科學，2014，42（9）：92-95.
摘要：針對青海省馬鈴薯資源庫中的20個資源進行花藥培養研究，結果表明：不同基因型的馬鈴薯愈傷組織誘導率存在很大差異，其中，下寨65愈傷組織誘導率最高，為25.1%；其次是青薯9號，為16.8%，紫云、紅云、冀張薯12號沒有誘導出愈傷組織；青薯2號、高原4號、青05-12-6的愈傷組織分別分化出再生植株，其余品種均未分化出再生植株。
關鍵詞：馬鈴薯；花藥培養；基因型
中圖分類號：S532.03文獻標志碼： A文章編號：1002-1302（2014）09-0090-02
收稿日期：2014-05-22
基金項目：現代農業產業技術體系專項資金（編號：CARS-10）；青海省科學技術廳資助項目（編號：2011-N-506）；青海省農林科學院創新基金（編號：2010-NKY-05）
作者簡介：賀苗苗（1983—），女，碩士，助理研究員，主要從事馬鈴薯遺傳育種研究。Tel：（0971）5310129；E-mail：hemm0505@126.com。馬鈴薯育種存在遺傳基礎狹窄、品種間親緣關系近等問題。馬鈴薯花藥培養是產生單倍體的主要方法，在馬鈴薯育種、基礎遺傳學研究中具有重要意義。自然界中可利用的馬鈴薯野生種及近緣栽培種中大部分為二倍體，限制了野生馬鈴薯種質中優良基因的開發利用[1]。因此，通過誘導獲得馬鈴薯單倍體是馬鈴薯育種成功的關鍵[2-3]。我國馬鈴薯花藥培養研究始于20世紀80年代初期，戴朝曦等以馬鈴薯四倍體普通栽培種為材料，附加不同濃度及種類的植物生長調節劑，成功誘導了再生植株[4]。朱明凱等[5]、王蒂等[6]、冉毅東等[7-8]、賀苗苗[9-10]對馬鈴薯花藥培養中高溫前處理、培養基中植物生長調節劑的種類及濃度等因素進行了研究。梁彥濤等[11]、李鳳云等[12]發現馬鈴薯花藥培養對基因型依賴性很大。由于花藥培養受植物基因型、培養基、花藥發育時期、植物激素配比等多種因素的影響，花藥培養存在誘導頻率低、植株再生率低的問題，導致花藥培養很少應用于育種實踐。本研究針對青海省馬鈴薯資源庫中的20個資源進行花藥培養研究，旨在為馬鈴薯育種提供較多的單倍體材料。
1材料與方法
1.1材料
青薯2號、高原4號、青05-12-6等20個馬鈴薯資源由青海省農林科學院生物技術研究所提供。
1.2方法
1.2.1資源種植、花藥采集將供試材料分別種植于青海省海東市樂都區、青海省西寧市湟源縣2個試驗點，海拔不同，開花期也不同。6月中旬至9月中旬都可以采集花藥。通常08：00—10：00采集花藥，將花藥置于冰壺中帶回實驗室，在40倍顯微鏡下觀察小孢子的育性、發育時期，取小孢子處于單核中后期的花蕾備用（圖1）。
1.2.2花藥預處理將花藥放在4 ℃冰箱中低溫預處理 24～48 h，接種后放在35 ℃高溫培養箱中黑暗條件下熱激處理24～48 h，之后轉入22～25 ℃培養箱中暗培養。
1.2.3消毒接種先用流水沖洗花蕾30 min，再用蒸餾水沖洗3次，轉入超凈工作臺用無菌水沖洗3次，再用75%乙醇滅菌30 s，0.1% HgCl2浸泡7～10 min，無菌水洗3～4次，置于已滅菌的培養皿上用鑷子剝開花蕾，取出花藥，去除花絲，接種到愈傷組織誘導培養基上，每皿接種25～30枚花藥。
1.2.4培養基配方誘導培養基：MS+1.0 mg/L NAA+1.0 mg/L 2，4-D+0.5 mg/L 6-BA+10 mg/L AgNO3+ 1 g/L 活性炭+30 g/L蔗糖+0.7%瓊脂，pH值為5.8。分化培養基：MS+2.0 mg/L NAA+1.0 mg/L 2，4-D+0.5 mg/L KT+1 g/L 活性炭+30 g/L蔗糖+0.7%瓊脂，pH值為5.8。
1.2.5培養條件接種后的花藥經高溫熱處理后，轉入 22～25 ℃ 培養箱中暗培養，待誘導出愈傷組織或胚狀體后（約20 d），轉入光照條件下（日光燈光強為2 500 lx，光照 16 h/d、黑暗8 h/d ）溫度為22 ℃的光照培養箱中培養，將愈傷組織或胚狀體轉入分化培養基中，待分化成苗后，轉入MS培養基中繼代繁殖。愈傷組織誘導率、再生植株分化率計算公式如下。
愈傷組織誘導率=誘導出愈傷組織的花藥數/接種花藥數×100%；（1）
再生植株分化率=分化再生植株數/愈傷組織數×100%。（2）
2結果與分析
2.1不同基因型對馬鈴薯花藥培養愈傷組織誘導率的影響
從表1可以看出，下寨65愈傷組織誘導率最高，達251%（圖2），其次是青薯9號，為16.8%。紫云、紅云及冀張薯12號可能由于基因型及培養基不太適宜，始終沒有誘導出愈傷組織。
2.2基因型對花藥培養分化再生植株的影響
不同基因型花藥培養愈傷組織分化率差異很大，20份資源中，只有青薯2號、高原4號、青05-12-6分化出了再生植株，其余品種均未分化出再生植株。將下寨65愈傷組織轉接到分化培養基上20 d后，一部分慢慢褐化，有根產生，且根生長健壯，隨著時間的推移，整個愈傷組織連同根逐步變褐，最后死亡。青薯9號（圖3）愈傷組織表面逐漸變綠、變硬、呈菜花狀，隨著培養時間的延長，愈傷組織不斷增大，經過幾次繼代培養，更換不同的分化培養基，但是均沒有分化出根或芽。脫毒175愈傷組織轉到分化培養基后迅速增大，但愈傷組織較松散，隨著培養時間的延長，愈傷組織不斷增大，最后變褐死亡。青薯2號愈傷組織在分化培養基上表面逐漸呈深綠色、變硬，分化出了再生植株，且植株健壯（圖4）。
表1不同基因型對花藥愈傷組織誘導的影響
3結論與討論
馬鈴薯花藥培養誘導的雙單倍體植株在馬鈴薯育種中發揮重要的作用，由于馬鈴薯花藥培養愈傷組織的形成受多種因素限制，植物生長調節劑、接種密度、活性炭、熱激處理時間等因子都對愈傷率有影響。本研究表明，不同基因型馬鈴薯花藥培養愈傷組織誘導率、分化率存在很大差異，這與前人研究結果[11]一致，這可能是由于基因組內存在著某種基因，該基因可調控小孢子的發育方向，也可能是因為不同基因型的花粉小孢子對離體培養的敏感度不同。相同基因型馬鈴薯種植區域及采集時間不同，愈傷組織誘導率也存在明顯的差異。因此，在馬鈴薯育種過程中，可根據育種目標先選定基因型，再根據不同的基因型篩選適宜的培養條件、培養基、添加物，以便獲得更多的單倍體植株。
參考文獻：
[1]呂文河，梁吉利. 馬鈴薯4x×2x雜種無性一代產量及產量性狀的表現[J]. 中國馬鈴薯，1997，11（3）：11-16.
[2]金黎平，屈冬玉，謝開云，等. 我國馬鈴薯種質資源和育種技術研究進展[J]. 種子，2003（5）：98-100.
[3]李克萊. 馬鈴薯育種方法研究進展（一）[J]. 內蒙古大學學報：自然科學版，2000，31（3）：333-337.
[4]戴朝曦.用花藥培養法誘導馬鈴薯產生雙單倍體植株的研究[J]. 科學通報，1982，27（24）：1529-1532.
[5]朱明凱，程天慶，高湘玲，等. 早熟馬鈴薯四倍體栽培種花藥誘導成株[J]. 園藝學報，1985，12（3）：177-180，218.
[6]王蒂，冉毅東，戴朝曦. 馬鈴薯花藥培養中高溫前處理的作用及不同基因型的反應[J]. 中國馬鈴薯，1990，4（3）：139-143.
[7]冉毅東，戴朝曦. 馬鈴薯花藥培養硝酸銀對誘導雙單倍體及一單倍體的效果[J]. 西北農業學報，1993，2（4）：43-47.
[8]冉毅東，王蒂，戴朝曦. 提高馬鈴薯雙單倍體花藥培養產生胚狀體及再生植株頻率的研究[J]. 馬鈴薯雜志，1996，10（2）：74-78.
[9]賀苗苗. 溫度預處理對不同品種馬鈴薯花藥愈傷組織誘導率的影響[J]. 江蘇農業科學，2013，41（9）：32-33.
[10]賀苗苗. 培養基中添加硝酸銀對馬鈴薯花藥培養的影響[J]. 陜西農業科學，2014，60（1）：21-23.
[11]梁彥濤，邸宏，盧翠華，等. 馬鈴薯花藥培養影響因素的研究[J]. 東北農業大學學報，2006，37（5）：604-609.
[12]李鳳云，盛萬民，田國奎，等. 不同基因型馬鈴薯的花藥培養[J]. 中國馬鈴薯，2008，22（3）：140-143. 符勇，周忠發，王昆，等. 基于貴州喀斯特高原山區的煙草種植適宜性研究[J]. 江蘇農業科學，2014，42（9）：92-95.
摘要：針對青海省馬鈴薯資源庫中的20個資源進行花藥培養研究，結果表明：不同基因型的馬鈴薯愈傷組織誘導率存在很大差異，其中，下寨65愈傷組織誘導率最高，為25.1%；其次是青薯9號，為16.8%，紫云、紅云、冀張薯12號沒有誘導出愈傷組織；青薯2號、高原4號、青05-12-6的愈傷組織分別分化出再生植株，其余品種均未分化出再生植株。
關鍵詞：馬鈴薯；花藥培養；基因型
中圖分類號：S532.03文獻標志碼： A文章編號：1002-1302（2014）09-0090-02
收稿日期：2014-05-22
基金項目：現代農業產業技術體系專項資金（編號：CARS-10）；青海省科學技術廳資助項目（編號：2011-N-506）；青海省農林科學院創新基金（編號：2010-NKY-05）
作者簡介：賀苗苗（1983—），女，碩士，助理研究員，主要從事馬鈴薯遺傳育種研究。Tel：（0971）5310129；E-mail：hemm0505@126.com。馬鈴薯育種存在遺傳基礎狹窄、品種間親緣關系近等問題。馬鈴薯花藥培養是產生單倍體的主要方法，在馬鈴薯育種、基礎遺傳學研究中具有重要意義。自然界中可利用的馬鈴薯野生種及近緣栽培種中大部分為二倍體，限制了野生馬鈴薯種質中優良基因的開發利用[1]。因此，通過誘導獲得馬鈴薯單倍體是馬鈴薯育種成功的關鍵[2-3]。我國馬鈴薯花藥培養研究始于20世紀80年代初期，戴朝曦等以馬鈴薯四倍體普通栽培種為材料，附加不同濃度及種類的植物生長調節劑，成功誘導了再生植株[4]。朱明凱等[5]、王蒂等[6]、冉毅東等[7-8]、賀苗苗[9-10]對馬鈴薯花藥培養中高溫前處理、培養基中植物生長調節劑的種類及濃度等因素進行了研究。梁彥濤等[11]、李鳳云等[12]發現馬鈴薯花藥培養對基因型依賴性很大。由于花藥培養受植物基因型、培養基、花藥發育時期、植物激素配比等多種因素的影響，花藥培養存在誘導頻率低、植株再生率低的問題，導致花藥培養很少應用于育種實踐。本研究針對青海省馬鈴薯資源庫中的20個資源進行花藥培養研究，旨在為馬鈴薯育種提供較多的單倍體材料。
1材料與方法
1.1材料
青薯2號、高原4號、青05-12-6等20個馬鈴薯資源由青海省農林科學院生物技術研究所提供。
1.2方法
1.2.1資源種植、花藥采集將供試材料分別種植于青海省海東市樂都區、青海省西寧市湟源縣2個試驗點，海拔不同，開花期也不同。6月中旬至9月中旬都可以采集花藥。通常08：00—10：00采集花藥，將花藥置于冰壺中帶回實驗室，在40倍顯微鏡下觀察小孢子的育性、發育時期，取小孢子處于單核中后期的花蕾備用（圖1）。
1.2.2花藥預處理將花藥放在4 ℃冰箱中低溫預處理 24～48 h，接種后放在35 ℃高溫培養箱中黑暗條件下熱激處理24～48 h，之后轉入22～25 ℃培養箱中暗培養。
1.2.3消毒接種先用流水沖洗花蕾30 min，再用蒸餾水沖洗3次，轉入超凈工作臺用無菌水沖洗3次，再用75%乙醇滅菌30 s，0.1% HgCl2浸泡7～10 min，無菌水洗3～4次，置于已滅菌的培養皿上用鑷子剝開花蕾，取出花藥，去除花絲，接種到愈傷組織誘導培養基上，每皿接種25～30枚花藥。
1.2.4培養基配方誘導培養基：MS+1.0 mg/L NAA+1.0 mg/L 2，4-D+0.5 mg/L 6-BA+10 mg/L AgNO3+ 1 g/L 活性炭+30 g/L蔗糖+0.7%瓊脂，pH值為5.8。分化培養基：MS+2.0 mg/L NAA+1.0 mg/L 2，4-D+0.5 mg/L KT+1 g/L 活性炭+30 g/L蔗糖+0.7%瓊脂，pH值為5.8。
1.2.5培養條件接種后的花藥經高溫熱處理后，轉入 22～25 ℃ 培養箱中暗培養，待誘導出愈傷組織或胚狀體后（約20 d），轉入光照條件下（日光燈光強為2 500 lx，光照 16 h/d、黑暗8 h/d ）溫度為22 ℃的光照培養箱中培養，將愈傷組織或胚狀體轉入分化培養基中，待分化成苗后，轉入MS培養基中繼代繁殖。愈傷組織誘導率、再生植株分化率計算公式如下。
愈傷組織誘導率=誘導出愈傷組織的花藥數/接種花藥數×100%；（1）
再生植株分化率=分化再生植株數/愈傷組織數×100%。（2）
2結果與分析
2.1不同基因型對馬鈴薯花藥培養愈傷組織誘導率的影響
從表1可以看出，下寨65愈傷組織誘導率最高，達251%（圖2），其次是青薯9號，為16.8%。紫云、紅云及冀張薯12號可能由于基因型及培養基不太適宜，始終沒有誘導出愈傷組織。
2.2基因型對花藥培養分化再生植株的影響
不同基因型花藥培養愈傷組織分化率差異很大，20份資源中，只有青薯2號、高原4號、青05-12-6分化出了再生植株，其余品種均未分化出再生植株。將下寨65愈傷組織轉接到分化培養基上20 d后，一部分慢慢褐化，有根產生，且根生長健壯，隨著時間的推移，整個愈傷組織連同根逐步變褐，最后死亡。青薯9號（圖3）愈傷組織表面逐漸變綠、變硬、呈菜花狀，隨著培養時間的延長，愈傷組織不斷增大，經過幾次繼代培養，更換不同的分化培養基，但是均沒有分化出根或芽。脫毒175愈傷組織轉到分化培養基后迅速增大，但愈傷組織較松散，隨著培養時間的延長，愈傷組織不斷增大，最后變褐死亡。青薯2號愈傷組織在分化培養基上表面逐漸呈深綠色、變硬，分化出了再生植株，且植株健壯（圖4）。
表1不同基因型對花藥愈傷組織誘導的影響
3結論與討論
馬鈴薯花藥培養誘導的雙單倍體植株在馬鈴薯育種中發揮重要的作用，由于馬鈴薯花藥培養愈傷組織的形成受多種因素限制，植物生長調節劑、接種密度、活性炭、熱激處理時間等因子都對愈傷率有影響。本研究表明，不同基因型馬鈴薯花藥培養愈傷組織誘導率、分化率存在很大差異，這與前人研究結果[11]一致，這可能是由于基因組內存在著某種基因，該基因可調控小孢子的發育方向，也可能是因為不同基因型的花粉小孢子對離體培養的敏感度不同。相同基因型馬鈴薯種植區域及采集時間不同，愈傷組織誘導率也存在明顯的差異。因此，在馬鈴薯育種過程中，可根據育種目標先選定基因型，再根據不同的基因型篩選適宜的培養條件、培養基、添加物，以便獲得更多的單倍體植株。
參考文獻：
[1]呂文河，梁吉利. 馬鈴薯4x×2x雜種無性一代產量及產量性狀的表現[J]. 中國馬鈴薯，1997，11（3）：11-16.
[2]金黎平，屈冬玉，謝開云，等. 我國馬鈴薯種質資源和育種技術研究進展[J]. 種子，2003（5）：98-100.
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