家蠶墨蝶呤還原酶基因的體外表達及酶活性研究＊

李聞天，龔美霞，戴偉宏，張 蕾，王文靜，劉朝良，孟 艷

(安徽農業大學生命科學學院，安徽 合肥 230036)

家蠶(Bombyx mori)基因組框架圖、精細圖以及各種數據庫的相繼建立和不斷完善，為發掘和鑒定家蠶基因、研究基因的生物學功能及應用前景奠定了良好的信息平臺基礎［1-3］。lemon(lem)是一種典型的黃體色家蠶突變體，其幼蟲體表富含墨蝶呤(sepiapterin，SP)［4］。SP屬于喋啶類化合物，是 GTP 分解代謝途徑的中間產物。在高等動物中，SP是補救途徑合成四氫生物蝶呤(tetrahydrobiopterin，BH4)的前體，經墨蝶呤還原酶(sepiapterin reductase，SPR)和二氫葉酸還原酶(dihydrobiopterin reductase，DHFR)催化完成(圖 1)［5，6］。

SPR是以NADPH為輔酶催化蝶啶衍生物代謝的醛酮還原酶［7］，由GTP分解到BH4生成的從頭合成途徑中，SPR是催化最后一步反應的必需酶［7］，對于生物體合成BH4具有非常重要的生理功能。BH4是芳香族氨基酸羥化酶的必需輔酶，也是一氧化氮合酶的重要輔助因子。BH4的合成不足會導致神經遞質的缺乏以及細胞內皮功能障礙，引發多種神經性生理代謝疾病［8-10］。

圖1 四氫生物蝶呤的補救合成途徑Fig.1 Salvage pathway of tetrahydrobiopteri synthesis.BH2，dihydrobiopterin，DHFR，dihyrofolate reductase

我們的前期研究表明，家蠶SPR(BmSPR，Gen-Bank登錄號:AB465548)基因(BmSpr)的全長ORF為801 bp。與哺乳動物 SPR類似，BmSPR是家蠶體內合成BH4的重要酶之一，其活性的嚴重缺乏會導致幼蟲因BH4的合成不足而死亡［11］。家蠶lem突變體是提取和純化獲得天然 SP的重要遺傳資源。為了將從lem中大量提純的SP應用于BH4的體外生物合成研究，本文對重組質粒pET-24b-BmSpr的原核表達系統進行了優化，得到了穩定表達BmSPR融合蛋白的實驗條件，并對純化獲得的重組蛋白進行了酶學鑒定及活性分析。

1 材料與方法

1.1 材料及主要試劑

重組質粒6×His pET-24b-BmSpr由本實驗室前期構建;E.coli感受態細胞 Rosetta(DE3)和BL21(DE3)購自北京全式金公司;PCR擴增相關試劑購自TaKaRa公司;Anti-His Antibody、羊抗鼠 IgG-HRP、HRP-DAB底物顯色試劑盒為 Tiangen公司產品;蛋白純化、蛋白定量試劑盒分別為 QIAGEN公司和上海生工生物工程有限公司產品;PD-10蛋白脫鹽柱購自GE公司;Immobilon-P PVDF膜為Millipore公司產品;SP標準品及 NADPH購自 Sigma公司，其他試劑均為國產分析純。

1.2 菌落 PCR

1.2.1 檢測陽性克隆的引物序列

正向引物:M13F，5＇-GTTTTCCCAGTCACGAC-3＇;

反向引物:M13R，5＇-CAGGAAACAGCTATGAC-3＇。

1.2.2 PCR反應體系 25 μL反應體系中含10×擴增緩沖液 2.5 μL，0.3 U Tag 酶和 0.2 ～0.5 μg 模板 DNA，dNTP Mix、正反向引物的終濃度分別為0.8 mmol/L、0.4 μmol/L 和 0.4 μmol/L，最后用 ddH2O補齊。

1.2.3 PCR反應參數的設定 95℃預變性10 min，反應25個循環，每個循環包括94℃變性55 s，54℃退火58 s，72℃延伸1 min。循環結束后72℃延伸10 min，反應產物用1%瓊脂糖凝膠電泳檢測確認。

1.3 優化重組蛋白表達條件

運用熱擊法將pET-24b-BmSpr重組質粒分別轉化到BL21(DE3)及Rosetta(DE3)菌株感受態細胞，37℃，150 r/min活化一個小時后，將100 μL菌液均勻涂布于 LB 平板(含15 μg/mL Kanamycin)，37℃培養過夜。挑取經菌落PCR鑒定的陽性克隆，接種到含Kanamycin的LB液體培養基中，37℃，180 r/min震蕩培養至 OD600≈0.5時，加入 1.0 mmol/L 的IPTG誘導重組蛋白的表達，對照組不加 IPTG。誘導4 h后，收集菌體，超聲波破碎，離心，分別收集上清和細胞沉淀，進行SDS-PAGE檢測［12］，分析不同菌株中重組BmSPR蛋白的表達情況。

以1.0 mmol/L的 IPTG誘導濃度，對照組不加IPTG，分別使用4℃、16℃、28℃和37℃誘導培養4 h后，收集菌體總蛋白進行SDS-PAGE檢測，分析不同誘導溫度下重組BmSPR蛋白在Rosetta(DE3)宿主菌中的表達情況。使用不同濃度梯度的 IPTG(0.2、0.4 、0.6 、0.8 、1.0 、1.2 、1.5 和 2.0 mmol/L)和不同誘導培養時間(0、1、2、3、4、5 和 6 h)，于37℃誘導重組蛋白在Rosetta(DE3)中的表達。收集菌體總蛋白進行 SDS-PAGE檢測，分析重組蛋白在不同誘導條件下的表達情況。

1.4 大量誘導表達融合蛋白

在37℃培養條件下，用250 mL的LB液體培養基培養含重組質粒pET-24b-BmSpr的E.coli Rosetta(DE3)的陽性菌株，用 0.4 mmol/L的IPTG誘導重組蛋白的表達，最后破碎細胞收集上清液，進行 SDSPAGE檢測。

1.5 蛋白純化及免疫印跡檢測

擴大培養后，4℃ 8000 r/min離心10 min收集E.coli細胞，超聲破碎，并收集細胞破碎上清液。參照說明書，用Ni-NTA親和層析柱(QIAGEN)對重組蛋白進行純化。經10%SDS-PAGE電泳檢測確認后，將凝膠上的蛋白轉至PVDF膜上，以His-Tag單克隆抗體(Tiangen)為一抗，羊抗鼠IgG-HRP抗體(Tiangen)為二抗，進行Western blot分析，然后參照HRP-DAB顯色試劑盒 (Tiangen)說明書進行顯色反應［13］

1.6 酶活特性分析

使用BCA法試劑盒(上海生工)對純化后的蛋白進行定量，并參照Katoh［14］的方法，進行SPR酶活性分析。反應體系為0.1 mL(含100 mmol/L磷酸鉀緩沖液 pH 6.4，SP 50 μmol/L，NADPH 100 μmol/L)，加入0.2 μg重組酶蛋白，37℃反應 10 min后，在420 nm處測定底物SP的OD值變化。對照組則不加重組蛋白。根據反應前后SP吸光值的變化和標準曲線計算酶活單位。酶活力單位定義為:每分鐘還原1 nmol SP所需的酶量 (nmol/min·μg-1)。設定不同梯度的溫度(20-90℃)和反應液 pH(20 mmol/L Britton-Robinson buffer，pH 2.0-12.0)，檢測不同溫度及pH對酶活性的影響，探究重組蛋白的最適反應條件。

2 結果與分析

2.1 BmSPR體外表達條件的優化

篩選轉化成功的重組質粒陽性克隆，經菌落PCR排除假陽性，并經測序(上海生工)確認序列準確無誤，用IPTG(1.0 mmol/L)誘導重組子在不同宿主細胞的表達。菌落PCR結果如圖2所示，PCR產物大小約為800 bp，與預期相符。SDS-PAGE結果顯示，經IPTG誘導后，在E.coli菌株 Rosetta(DE3)及BL21(DE3)的細胞破碎上清液中均出現大小約為30 kDa的特異性條帶，與目的蛋白的預測分子量相符，且兩菌株之間的表達量沒有明顯差異 (圖3)，在細胞沉淀中目的蛋白的表達量相對較少(數據未附)。

圖2 陽性克隆的菌落PCR鑒定Fig.2 Identification of pET-24b-BmSpr positive transformants by colony PCR

以Rosetta(DE3)為宿主菌，使用1.0 mmol/L的IPTG誘導，分別以4℃、16℃、28℃和37℃誘導表達4 h，分析重組蛋白在不同誘導溫度條件下的表達情況。結果如圖4所示，無 IPTG誘導時，SDS-PAGE未檢測到目的蛋白的表達，37℃誘導條件下目的蛋白的表達量明顯高于其他誘導溫度。

以Rosetta(DE3)為宿主菌，在37℃的培養條件下，通過改變IPTG濃度 (0.2-2.0 mmol/L)及培養時間(1-6 h)，分析重組蛋白在不同誘導培養條件下的表達情況。結果如圖5所示，無IPTG誘導時，SDS-PAGE未檢測到目的蛋白的表達，而不同IPTG誘導濃度(圖5A)之間及不同誘導時間(圖5B)之間對目的蛋白的表達量幾乎沒有影響，表明重組蛋白在該表達系統能夠穩定表達。

圖3 重組BmSPR在不同E.coli菌株中的表達情況Fig.3 Expression of recombinant BmSPR in different E.coli strains

圖4 不同誘導溫度下重組BmSPR表達量的SDSPAGE分析Fig.4 SDS-PAGE analysis of the expression of recombinant protein at different inducing temperature

圖5 不同濃度IPTG(A)及不同培養時間(B)對重組BmSPR誘導表達的SDS-PAGE分析Fig.5 SDS-PAGE analysis of the induced expression of recombinant BmSPR by different concentrations of IPTG(A)and different incubation time(B)

2.2 BmSPR蛋白的純化及 Western blot檢測

根據上述表達條件的優化結果，以E.coli Rosetta(DE3)菌株為宿主菌，用 0.4 mmol/L IPTG大量誘導BmSPR的體外表達，培養3 h后破碎細胞，收集上清液蛋白，SDS-PAGE確認了重組蛋白的表達(圖 6A)。

用Ni-NTA親和層析柱對重組BmSPR蛋白進行純化，SDS-PAGE檢測得到符合預期分子量大小的單一條帶，初步說明重組蛋白純化效果較佳 (圖6B)。Western blot檢測發現，經IPTG誘導且純化過的蛋白得到特異性條帶，而對照組(未經誘導)沒有檢出信號，再次證明了所表達和純化的蛋白為目的重組蛋白 BmSPR(圖6C)。

圖6 重組BmSPR的表達(A)、純化(B)與鑒定(C)Fig.6 SDS-PAGE analysis of the expression(A)and purification(B)and western blot analysis of the identification(C)of recombinant BmSPR

2.3 BmSPR的酶活性分析

如圖7A所示，BmSPR在40-70℃的溫度范圍內，保持較高的活性，50℃為最適反應溫度。為分析pH對BmSPR活性的影響，使用終濃度為50 mmol/L不同 pH(2.0-12.0)的 Britton-Robinson buffer，酶蛋白加入各反應體系，于37℃反應10 min后計算酶活性。如圖7B所示，BmSPR在 pH 4-6之間表現出較高的酶活性，pH 5為最適pH值。

圖7 不同反應溫度(A)和pH(B)對BmSPR酶活性的影響Fig.7 Relative enzymatic activities of BmSPR at different reaction temperatures(A)and pH values(B)

3 討論

本實驗用 E.coli不同菌株 (圖3)，通過改變誘導溫度、IPTG誘導濃度和誘導時間對家蠶SPR的體外表達條件進行了優化 (圖4，圖5)，最終選用 E.coli Rosetta(DE3)對其進行大量誘導表達分析，SDS-PAGE和 Western blot的檢測結果表明BmSPR融合蛋白能夠在原核表達系統中穩定表達(圖6)。以SP為反應底物，用分光光度法分析所純化蛋白的酶活性的數據顯示，當溫度為50℃、pH值為5時，BmSPR對SP表現出良好的催化活性(圖7)，為通過表達重組BmSPR的方式，開展體外合成制備BH4的課題研究提供了重要依據。

作為芳香族氨基酸羥化酶和一氧化氮合酶的重要輔酶，BH4的合成缺陷會引起肌張力低下、不明原因的高熱、發育遲緩、腦脊液中神經遞質代謝產物的濃度偏低等神經系統疾病［15，16］;同時也是導致高血壓、動脈粥樣硬化、糖尿病等內皮功能異常的重要原因［16］。口服BH4已被作為臨床治療其中某些疾病的常規方案［17-19］。然而經化工合成市售的 BH4價格非常昂貴［18］。因此，低耗高效的BH4生產工藝的開發創立顯得十分必要［20］。隨著與BH4合成相關的酶如 GTPCHI［21］、PTPS［22］、DHPR［23］、SPR［11，24］以及DHFR［25］等的研究日益增多，酶基因的克隆與功能鑒定，蛋白質晶體結構的探明，使得BH4合成代謝的調控通路愈發清楚。這些研究一方面有助于加速對BH4缺乏癥實現基因治療的進程，另一方面為非化工途徑合成BH4的應用基礎研究奠定必要的理論基礎。

原核表達系統是目前應用最普遍的基因工程蛋白表達系統，具有操作簡單、高效低廉等明顯優勢［26］。我們利用大腸桿菌表達系統，獲得了純度較高、催化活性較好的重組 BmSPR(圖6，7)和BmDHFR［25］。家蠶 lem突變體的幼蟲體表沉積大量的SP［4，27］，本課題組已建立了從 lem 蠶高效地分離純化SP的實驗體系［27］，并且對BH4的補救合成途徑所需要的兩個酶進行了分子克隆和功能分析［11，25］。下一步我們打算利用從lem突變體大量提取的SP為底物，篩選共表達BmSPR和BmDHFR的工程菌，進行體外合成制備BH4的研究試驗，以期獲得一種較為簡便有效的合成BH4的方法。

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