不同取膠方式對蜂膠品質影響的比較研究

王 勇，張中印，陳 芳，張金振，薛曉鋒，魏 月，吳黎明,

（1.中 國農業科學院蜜蜂研究所，農業部蜂產品質量監督檢驗測試中 心，北京 100093；2.河南科技學院資源與環境學院，河南 新鄉 453003）

不同取膠方式對蜂膠品質影響的比較研究

王 勇1，張中印2，陳 芳1，張金振1，薛曉鋒1，魏 月1，吳黎明1,*

（1.中 國農業科學院蜜蜂研究所，農業部蜂產品質量監督檢驗測試中 心，北京 100093；2.河南科技學院資源與環境學院，河南 新鄉 453003）

采用塑料取膠器、尼龍紗網、覆布以及從框梁縫隙刮取4 種取膠方式采集蜂膠，分析不同取膠方式所得蜂膠樣品的乙醇 提取物含量、8 種黃酮含量、總黃酮含量。結果表明：取膠方式對蜂膠品質的影響很大；尼龍紗網方式收集所得蜂膠的品質最好，3 個品質指標均極顯著的優于其他取膠方式；塑料取膠器和從框梁縫隙處刮取的蜂膠品質次之，兩種取膠方式間無顯著差異但都顯著的優于覆布取膠；采用覆布方式收集所得蜂膠的品質最差。由此提示，通過縮小取膠器空隙可以提升所采集蜂膠品質。

蜂膠；取膠方式；乙醇提取物含量；總黃酮；高效液相色譜法

蜂膠是西方蜜蜂從植物的芽苞、樹皮或莖干傷口采集的樹脂等分泌物，與部分蜂蠟和花粉以及蜜蜂上頜腺分泌物混合而成的芳香黏性固體[1-2]。蜂膠化學成分復雜[3]，含有豐富的黃酮類、萜烯類、酚酸類等生物活性物質。現代大量的生理藥理學研究表明，蜂膠具有抗菌、抗病毒、抗氧化、防衰老、抗腫瘤、消炎、增強機體免疫力、降低血糖血脂、鎮靜、麻醉等多種藥理活性[4-10]。因此，近十幾年來蜂膠成為蜂產品研究開發的熱點，越來越受到食品、保健品、醫藥、日化、農牧業及廣大人民群眾的關注[11]。

我國疆域遼闊，森林植被資源豐富，可供蜜蜂采集的膠源植物種類眾多。在眾多膠源植物中楊樹屬及其雜交屬分布廣泛，種植面積大，是我國蜂膠的主要植物來源[12]。獲取蜂膠的方式有很多，可以用起刮刀直接從蜂箱框梁和箱沿等處刮取，也可從覆布或副蓋上獲取。目前較為常用的取膠方式有4 種[13]：1）從框梁縫隙等處刮取：在日常開箱檢查蜂群時直接用起刮刀刮取蜂箱內壁和框梁等處的蜂膠，其操作簡單，是獲取蜂膠最常見、最直接的方法；2）覆布法：將覆布蓋在副蓋上，待蜂膠在覆布上積聚后收集覆蓋上的蜂膠，覆布取膠操作費時費力，產量低，且所得蜂膠容易受覆布染料污染；3）塑料副蓋式取膠器取膠：副蓋通常有鐵絲網和竹柵式兩種，從鐵紗蓋上取膠操作相對簡單，但鐵制紗蓋容易生銹，使用壽命短，而且采集的蜂膠還極容易受到重金屬污染，是逐漸被摒棄的取膠方式。當前市場上出售的取膠專用設備——塑料副蓋式取膠器，是從竹柵式副蓋演變而來的專業取膠方式，其取膠操作方便，成本較低，衛生安全；4）尼龍紗網取膠[14]：取一塊55 cm×45 cm 的雙層尼龍紗網放于上梁與覆布之間，框梁與尼龍紗網之間保持2～3 mm的距離，蜜蜂采集蜂膠于尼龍紗網上。這種方式蜂膠產量高，雜質少，取膠所用尼龍紗材料便宜常見。

蜂膠的植物來源不是影響蜂膠氣味、顏色、質地和化學組分的唯一因素，其地理來源和氣候條件也是影響蜂膠性質的重要因素[15]，此外取膠方式也能影響蜂膠的組成和特性[16]。有人曾報道過取膠方式對蜂膠中鉛含量[17]和蜂膠抗氧化活性的影響[18]，甚至有人報道可以用核磁共振技術來溯源生產蜂膠所采用的取膠方式[19]。國內專業檢測機構和蜂膠制品企業日常主要通過測定以下指標來控制和評價蜂膠品質：乙醇提取物含量、總黃酮含量、8 種黃酮含量、蜂膠摻假檢測等。GB/T 19427—2003《蜂膠中蘆丁、楊梅酮、槲皮素、莰菲醇、芹菜素、松屬素、苛因、高良姜素含量的測定方法：液相色譜-串聯質譜檢測法和液相色譜紫外檢測法》規定了蜂膠中8 種黃酮的檢測方法，其檢測的黃酮類物質分別是蘆丁、楊梅酮、槲皮素、山柰素、芹菜素、柯因、松屬素、高良姜素的含量[20]。

本研究通過測定4 種取膠方式所得蜂膠樣品的乙醇提取物、總黃酮和8 種黃酮的含量，比較了不同取膠方式對蜂膠品質指標的影響，以期為蜂膠生產實踐中取膠方式的選擇和取膠器的改進提供理論依據。

1 材料與方法

1.1 材料及處理

試驗設計采用非配對設計，選取河南省林州市山區某定地試驗蜂場群勢相同的40 群蜜蜂，隨機分成4 組，每組10 群，分別以塑料副蓋式取膠器、尼龍紗網、覆布以及從框梁等縫隙處直接刮取的方式收集蜂膠。蜂場所在地的主要膠源植物是楊樹屬植物，收集的蜂膠樣品屬于楊樹型蜂膠。

為了減少和消除蜂種、地源、氣候、植物源、日常管理和其他未知因素對蜂膠品質的影響，試驗蜂群選取群勢和品種都相同意大利蜜蜂；試驗蜂場是位于某山區的定地蜂場，以確保地理和環境因素對每個蜂群中的蜂膠品質有相同的影響；試驗蜂群由專人飼養，試驗蜂群的日常管理一致。

塑料取膠器和尼龍網紗代替蜂箱中的副蓋，覆布置于副蓋上，同時放入蜂群，3 個月后取出，經冷凍處理，收集脫落蜂膠；日常開箱檢查蜂群時直接用起刮刀刮取蜂箱內壁和框梁等處的蜂膠。

樣品的粉碎：將蜂膠原料放置于-10 ℃冰箱中冷凍24 h，用錘子砸碎，之后迅速于高速粉碎機內粉碎，粉碎后的樣品置于自封袋內冷凍保存，待用。

1.2 試劑

蘆丁、楊梅酮、槲皮素、莰菲醇、芹菜素、松屬素、苛因、高良姜素標準品（純度大于98%） 美國Sigma公司；95%乙醇、苯（均為分析純） 北京化工廠；50 μg/mL蘆丁標準儲備液：取5.0 mg蘆丁標準品，加甲醇溶解并定容至100 mL；聚酰胺粉（100～200 目）西安樸天吸附材料有限公司；甲醇（分析純） 國藥集團化學試劑有限公司；甲醇（色譜純） 賽默飛世爾科技（中國）有限公司。

1.3 儀器與設備

QB-208多用途旋轉搖床 海門市其林貝爾儀器制造有限公司；KQ-100E超聲波清洗儀 昆山市超聲儀器有限公司；Himac CR 22GII高速離心機 日本日立公司；HH-W三用恒溫水箱 江蘇金壇市醫療儀器廠；電熱鼓風干燥箱 上海一恒科學儀器有限公司；電子分析天平德國Satorius公司；UV2550紫外-可見分光光度計 日本島津公司；1 200 Series液相色譜儀（配有二極管陣列檢測器） 美國安捷倫公司。

1.4 方法

1.4.1 蜂膠乙醇提取物含量測定

準確稱取粉碎過的蜂膠樣品1.0 g，置于50 mL 離心管，加入30 mL 的95%乙醇溶液，旋轉振蕩提取1 h，2 000 r/min離心5 min，上清液倒入干燥稱量過的濾紙和玻璃漏斗中，過濾到100 mL容量瓶內，再次加入30 mL的95%乙醇溶液于離心管中，放于超聲波清洗儀中超聲提取20 min，過濾，15 mL乙醇洗滌離心管和濾紙，上述洗滌步驟重復2 次，最后用95%乙醇將濾液定容至100 mL。乙醇不溶物和濾紙及玻璃漏斗在50 ℃烘箱內干燥至質量恒定，分析天平精確稱量其質量，求得醇不溶物的質量，按公式（1）計算乙醇提取物含量。

式中：X為蜂膠乙醇提取物含量/%；m1為蜂膠樣品質量/g；m2為醇不溶物質量/g。

1.4.2 蜂膠中總黃酮含量測定

參照GB/T 24283—2009《蜂膠》中總黃酮的測定方法。

1.4.2.1 蘆丁標準曲線的繪制

分別取50 μg/mL的蘆丁標準儲備溶液0、1、2、3、4、5 mL于10 mL容量瓶中，用甲醇定容，搖勻，置于1 cm樣品池，用甲醇溶液作參比，在波長360 nm處測定吸光度，繪制標準曲線，計算回歸方程。

1.4.2.2 蜂膠樣液吸光度測定

用移液槍準確吸取1.4.1節中定容至100 mL的濾液1 mL于玻璃蒸發皿中，加入5 mL 95%的乙醇及1 g左右的聚酰胺粉，蒸發皿置于60 ℃水浴中，揮干乙醇，蒸干的聚酰胺粉填入關閉活塞的層析柱內。量筒量取20 mL苯液，分3 次清洗玻璃蒸發皿后，轉入層析柱內。靜置20 min后，棄去苯液，關閉活塞。量取20 mL甲醇，分3 次清洗玻璃蒸發皿后，轉入層析柱內，15 min后開啟活塞，25 mL容量瓶收集甲醇洗脫液，用甲醇定容至刻度。定容后的甲醇洗脫液置于1 cm樣品池，甲醇溶液置于參比池，于波長360 nm處測定吸光度。

1.4.2.3 總黃酮含量的計算

1.4.2.2 節所測定的吸光度，可根據1.4.2.1節方法繪制的蘆丁標準曲線定量。按公式（2）計算樣品總黃酮含量。

式中：A為蜂膠試樣中總黃酮含量/（mg/g）；c為由標準曲線算得的被測甲醇溶液中總黃酮質量濃度/（μg/mL）；m1為蜂膠樣品質量/g。

1.4.3 蜂膠中蘆丁、楊梅酮、槲皮素、莰菲醇、芹菜素、松屬素、苛因、高良姜素含量的測定

稱取蜂膠樣品0.3 g（精確到0.001 g），放入50 mL 容量瓶中，加入40 mL 甲醇，在超聲波水浴槽超聲至樣品溶解，待恢復室溫后，甲醇定容，0.45 μm的濾膜過濾，所得濾液作液相色譜分析。

色譜條件：色譜柱 Ecilipse XDB-C18（4.6 mm×150 mm，5 μm）；流動相：0.05%磷酸溶液（A）-甲醇（B）；流速0.8 mL/min；檢測波長270 nm；進樣體積5 μL；柱溫箱溫度30 ℃。

表1 梯度洗脫程序Table1 HPLC gradient elution program

1.5 數據處理與統計分析

蜂膠樣品的每個質量指標均重復測定3 次，其算術平均值作為最終的結果。測定結果經SPSS 21.0軟件方差齊性檢驗和方差分析后，LSD法多重比較，取顯著水平a=0.05。

2 結果與分析

2.1 不同取膠方式對蜂膠乙醇提取物含量的影響

不同提取方式的所得乙醇提取物含量見表1。測定數據的方差齊性檢驗結果顯示方差不齊（P＜0.01），因此采用均數相等的穩健性檢驗進行差異顯著性檢驗，結果表明4 種取膠方式所得蜂膠的乙醇提取物含量差異極顯著（P＜0.01），說明采用不同的取膠方式取膠，所獲得的蜂膠乙醇提取物含量不同。Games-Howell多重比較的結果顯示：尼龍紗網所得蜂膠的乙醇提取物含量與其他3 種取膠方式之間均有極顯著差異；塑料取膠器與覆布之間有極顯著差異，但塑料取膠器與框梁刮取的蜂膠間未達到顯著性差異水平；框梁刮取的蜂膠與覆布間也未達到顯著性差異水平（表2）。由以上結果可以認為，尼龍紗網所得蜂膠的的乙醇提取物含量最高，塑料取膠器次之，框梁等處刮取的蜂膠再次之，覆布最低。

表1 不同取膠方式所得蜂膠乙醇提取物含量Table1 Ethanol extractable contents of propolis obtained by different harvesting methods

表2 4 種取膠方式所得蜂膠的乙醇提取物含量多重比較表（Games-Howell法）Table2 Multiple comparisons of ethanol extractable contents (Games-Howell)

2.2 不同取膠方式對蜂膠總黃酮含量的影響

表3 不同取膠方式所得蜂膠總黃酮含量Table3 Total flavonoid contents of propolis obtained by different harvesting methods

表3測定數據的方差齊性檢驗結果顯示方差齊（P＞0.05），可以直接采用方差分析進行差異顯著性檢驗，結果表明4 種取膠方式所得蜂膠的總黃酮含量差異極顯著（P＜0.01），說明采用不同的取膠方式取膠，所獲得的蜂膠總黃酮含量不同。LSD多重比較的結果顯示：尼龍紗網所得蜂膠的總黃酮含量與其他3 種取膠方式之間均有極顯著差異；塑料取膠器與覆布之間有顯著差異，塑料取膠器與框梁刮取的蜂膠間沒有顯著差異；框梁縫隙與覆布間有顯著差異（表4）。

由以上多重比較的結果可以認為，尼龍紗網所得蜂膠的的總黃酮含量最高，塑料取膠器和框梁縫隙居中，覆布最低。

表4 4 種取膠方式所得蜂膠的總黃酮含量多重比較表（LSD法）Table4 Multiple comparisons of total flavanoids contents (LSD)

2.3 不同取膠方式對蜂膠8 種黃酮含量的影響

表5 不同取膠方式所得蜂膠8 種黃酮含量Table5 The total contents of 8 flavonids of propolis obtained by different harvesting methods

表5測定數據的方差齊性檢驗結果顯示方差齊（P＞0.05），可以直接采用方差分析進行差異顯著性檢驗，結果表明4 種取膠方式所得蜂膠的8 種黃酮含量差異極顯著（P＜0.01），說明采用不同的取膠方式取膠，所得蜂膠8 種黃酮含量是不同的。LSD多重比較的結果顯示：尼龍紗網所得蜂膠的8 種黃酮含量與其他3 種取膠方式之間均有極顯著差異；塑料取膠器與框梁縫隙和覆布間沒有顯著差異；框梁縫隙與覆布之間有顯著差異（表6）。

由以上多重比較的結果可以認為，尼龍紗網所得蜂膠的的8 種黃酮含量最高，框梁縫隙次之，塑料取膠器再次之，覆布最低。

表6 4 種取膠方式所得蜂膠的8 種黃酮含量多重比較表（LSD法）Table6 Multiple comparisons of total contents of 8 flavanoids (LSD)

3 討 論

總黃酮含量、乙醇提取物含量是蜂膠質量標準中重要的理化指標[21]，3 個指標的結果均表明尼龍紗網采集所得的蜂膠品質最好。尼龍紗網取膠具有成本低、制作簡單、使用方便等特點，加之因蜂膠品質好（尤其是含膠量和黃酮含量高）能形成較高的交易價格，是一種值得推廣的取膠方式。

含膠量是蜂膠的一項重要特征指標，因為含膠量越高，就意味著蜂膠中蜂蠟和不溶性物質得含量越低，生物活性物質含量越高[5]。取膠方式影響蜂膠品質的原因可能與蜜蜂的行為學有關。蜜蜂采集蜂膠的目的之一是用來堵塞蜂箱縫隙，以維持蜂箱內適宜的溫度和濕度，為整個蜂群的活動和生長繁殖提供良好的條件。蜜蜂有可能傾向于采集樹脂來堵塞和填補孔徑小的縫隙，因此所得蜂膠的醇溶物含量高，生物活性物質含量也較高；而對于孔徑較大的縫隙，為了盡快填塞縫隙，蜜蜂可能會傾向于分泌更多的蜂蠟來加速填補，因此相對而言，此種蜂膠中含膠量降低，生物活性物質的含量也較低，品質變差。尼龍紗網比塑料取膠器的縫隙小很多，因此尼龍紗網收集所得的蜂膠品質會優于塑料取膠器，由此也提示，可以適當改進目前取膠器的設置，通過縮小取膠器空隙來達到提升所采集蜂膠品質的目的。日常檢查蜂群時用起刮刀刮取的蜂膠和塑料取膠器所得的品質相當，但是其品質的穩定性較差，變化幅度較大，這可能與日常刮膠操作較難維持穩定有關。覆布的主要作用是保溫和保濕，質地緊密基本沒有縫隙，蜜蜂會在覆布上制造大量的贅蠟，影響蜂膠的品質，因此覆布法所得蜂膠品質最差。

4 結 論

4.1 取膠方式對蜂膠品質有很大影響。

4.2 采用尼龍紗網收集所得蜂膠的乙醇提取物含量、8 種黃酮含量、總黃酮含量均顯著高于其他3 種取膠方式，以現有國家標準的理化指標要求衡量，尼龍紗網所采集的蜂膠品質最優，其品質極顯著的優于其他3 種取膠方式。

4.3 采用塑料取膠器和從框梁縫隙處收集所得蜂膠的品質次之，兩種取膠方式所得蜂膠的品質無顯著差異但都顯著的優于覆布取膠。

4.4 采用覆布方式收集所得蜂膠的品質最差。

4.5 通過縮小取膠器空隙可以實現提升所采集蜂膠品質的目的，這也為取膠器的合理設置提供了理論基礎。

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Effects of Different Harvesting Methods on Propolis Quality

WANG Yong1, ZHANG Zhong-yin2, CHEN Fang1, ZHANG Jin-zhen1, XUE Xiao-feng1, WEI Yue1, WU Li-ming1,*
(1. Institute of Apicultural Research, Bee Products Quality Supervision and Inspection Center, Ministry of Agriculture, Chinese Academy of Agricultural Sciences, Beijing 100093, China; 2. College of Resources and Environment, Henan Institute of Science and Technology, Xinxiang 453003, China)

Propolis samples were obtained by 4 harvesting methods, nylon net, plastic mat, covering fabric and scraping from frame gaps. Ethanol extractable content, total content of 8 flavanoids and total flavanoid content of four propolis samples were analyzed. The results showed that 3 quality indexes varied significantly among samples obtained by different harvesting methods. The quality of propolis obtained by nylon net was significantly superior to that of those from the three other methods. The quality of propolis obtained from plastic mat and frame gaps was not significantly different, but significantly better than that obtained with covering fabric. The quality of propolis obtained by covering fabric was the worst. These results suggest that proplis quality could be improved through narrowing the mesh of propolis harvesting im plement.

propolis; harvesting methods; ethanol extractable content; total flavanoids; high performance liquid chromatograph (HPLC)

S896.6

A

1002-6630（2014）10-0052-05

10.7506/spkx1002-6630-201410010

2013-11-26

國家現代農業（蜂）產業技術體系建設專項（CARS45）；公益性行業（農業）科研專項（201203046）

王勇（1988—），男，碩士研究生，研究方向為蜂產品質量與安全。E-mail：thebraveking@163.com

*通信作者：吳黎明（1973—），男，研究員，博士，研究方向為蜂產品質量與安全。E-mail：apiswu@126.com