高等植物葡萄糖-6-磷酸脫氫酶的研究進展

于定群，湯浩茹，張勇，羅婭，劉澤靜

四川農業大學園藝學院，四川 雅安 625014

綜 述

高等植物葡萄糖-6-磷酸脫氫酶的研究進展

于定群，湯浩茹，張勇，羅婭，劉澤靜

四川農業大學園藝學院，四川 雅安 625014

葡萄糖-6-磷酸脫氫酶是植物戊糖磷酸途徑中的一個關鍵性調控酶。其主要生理功能是產生供生物合成需要的 NADPH及一些中間產物；此外還參與各種生物和非生物脅迫的應答反應。文中主要從葡萄糖-6-磷酸脫氫酶同工酶與調節機制等方面探討了其生物學功能，再從脅迫耐受、基因克隆、酶的缺失和替代等方面的研究進行綜述, 并對已發表的高等植物中的G6PDH氨基酸序列進行聚類分析，為今后該酶的研究提供參考。

葡萄糖-6-磷酸脫氫酶，脅迫耐受，基因克隆，缺失替代，聚類分析

Abstract:Glucose-6-phosphate dehydrogenase (G6PDH) catalyzes the first and rate-limiting step of the oxidative pentose phosphate pathway, existing in both cytosolic and plastidic compartments of higher plants. Its main function is to provide reducing power (NADPH) and pentose phosphates for reductive biosynthesis and maintenance of the redox state of the cell. In addition, the expression of this enzyme is related to different biotic and abiotic stresses. In this review, we analyzed the isoenzyme, regulation and biological function of G6PDH. Meanwhile, we summarized the progress work of G6PDH involved in stress resistance, gene cloning, enzyme-deficiency and cluster analysis. Problems should be solved were also discussed.

Keywords:G6PDH, stress tolerance, gene cloning, enzyme-deficiency, cluster analysis

戊糖磷酸途徑是植物體中糖代謝的重要途徑，其主要生理功能是產生還原性的供生物合成需要的NADPH[1-2]，以及可供核酸代謝的磷酸戊糖和氨基酸與脂肪酸合成的一些中間產物[3]；同時在保持植物細胞的氧化還原平衡方面也起到非常重要的作用[4-6]。葡萄糖-6-磷酸脫氫酶(Glucose-6-phosphate dehydrogenase，G6PDH，EC1.1.1.49) 催化戊糖磷酸途徑的第一步不可逆氧化反應，是關鍵性調控酶[7](圖 1)。動物體內G6PDH為X染色體連鎖遺傳，它的缺乏會導致紅細胞代謝紊亂[8]、視網膜血管堵塞[9]、酮病[10]等，嚴重者會危及生命。而它的過表達會引起人體脂質代謝異常[11]，卻能增加果蠅的壽命[12]。在植物中，許多研究者從多種途徑研究其與植物生長發育及各種環境脅迫的關系，以期更清楚地闡述戊糖磷酸途徑及該酶可能的生理功能。文中就G6PDH的生物學特性、對各種逆境環境的響應機制、基因克隆、酶的缺失替代等方面的研究進行綜述，并對已發表的高等植物中的G6PDH氨基酸序列進行聚類分析，為今后該酶的研究提供參考。

圖1 G6PDH參與植物體內戊糖磷酸途徑及抗氧化代謝示意圖Fig.1 Role of G6PDH as rate-limiting step of the PPP for biosynthesis and anti-oxidant activity in higher plants.GS-SG: oxidized glutathione; GSH: reduced glutathione; Glc: glucose; Suc: sucrose; Hex: hexoses; G6P:glucose-6-phosphate; 6PG: 6-phosphogluconate; Ru5P: ribulose-5-phosphate; R5P: ribose-5-phosphate; E4P:erythrose-4-phosphate; SOD: superoxide dismutase; GR: glutathione reductase; GPx: glutathione peroxidase; CAT:catalase.

1 G6PDH的生物學特性研究

G6PDH是磷酸戊糖途徑的限速酶，控制著這條途徑的碳流和還原力NADPH的產生[13-14]。G6PDH催化產生的NADPH不僅為細胞內某些生物大分子的生物合成提供了還原力，而且是還原型谷胱甘肽 (Glutathione，GSH) 再生的唯一還原力[15]，因此G6PDH在細胞抵抗氧化脅迫的過程中起著重要的作用。

1.1 植物G6PDH同功酶類

在所有植物的胞質和質體中幾乎都能檢測到高濃度的G6PDH同工酶[16]。質體G6PDH氨基酸序列比胞質G6PDH多一段約60個氨基酸左右的轉運肽序列，該序列具有組織特異性，在不同的植物，即使同一植物體內同工酶間的這段序列差異也較大 (圖 2)。目前，已在植物中發現了多種形式的G6PDH的同工酶類型，如在擬南芥中發現了6種G6PDH的同工酶類型，其中2種為胞質，4種為質體類型[17]。根據其氨酸序列的差異及蛋白免疫特性，又可將質體G6PDH分為兩類：P1類型和P2類型。P1的主要特性是被還原失活；P2相對不易受到NADPH的反饋抑制。而且P2具有比P1更高的活性，P1僅在葉片等綠色組織中表達較高，P2在大多數組織中都有較高的表達，尤其在根中表達量最高[18]。

1.2 植物G6PDH的調控

植物同時存在胞質和質體氧化戊糖磷酸途徑。雖然G6PDH在提供NADPH過程中扮演著重要的角色，但胞質中的G6PDH沒有變構調節的性質，而可能受到其他復雜的調控。而質體類型的G6PDH除了受到NADPH的反饋抑制之外，還受到硫氧還原蛋白/鐵氧還原蛋白系統的調節[19]。此外，其他環境因子，如：光照、氮同化、氧化脅迫、高鹽、病原菌、糖等，也會在mRNA水平或酶活力水平調控 G6PDH酶活力。Hauschidl和von Schaewen[20]發現，胞質G6PDH活性不受滲透壓變化、磷酸化及氧化脅迫的影響，而質體G6PDH的活性受磷酸化及光暗條件的影響。因為在光下，光合作用提供充足的NADPH，為了避免無效耗能，質體G6PDH往往鈍化失活。除了這種反饋抑制外，Ben和Anderon[21]還發現，光照可以調節G6PDH從葉綠體類囊體中釋放入基質，從而實現對該酶的調控。

近年來，基因組水平上的分析表明，G6PDH酶活力還受到細胞內氧化還原環境的調節。Wenderoth等[22]發現，如果將馬鈴薯質體G6PDH氨基酸中的Cysl49和Cysl57中的任何一個替換為Ser，該酶活性就不再受氧化還原調節，證明了這兩個 Cys殘基為氧化還原調節位點。為了查明質體G6PDH氧化還原位點的保守性，Wendt等[23]比較了來自馬鈴薯、煙草、菠菜等8種植物與紅藻、綠藻共10個G6PDH氨基酸序列，發現質體G6PDH的輔酶結合區存在6個 Cys殘基，其中 3個是非常保守的，包括Cysl49和Cysl57。說明，保守氨基酸序列中Cys的氧化還原修飾也是 G6PDH酶活力的調控方式之一。

圖2 不同來源的G6PDH氨基酸序列比對Fig.2 Amino acid sequence alignment of G6PDHs from different kinds of organisms.Arabidopsis thaliana: AtCy,At3g27300.1; AtP, At5g35790.1; AtP2, At5g13110.1.Hordeum vulgare: HvP2, CAL44728.Populus trichocarpa: PtP2,estExt_Genewise1_v1.C_LG_I7789.Dunaliella bioculata: Db, AJ132346.Homo sapiens: HsCy, NP_001035810.1. Pentagram:cysteine residues.

2 G6PDH與植物生長發育及各種環境脅迫的關系

植物處于各種各樣的環境之中，許多研究報道認為，G6PDH的活性涉及到植物細胞內許多生理生化過程以及對不同環境脅迫耐受的過程。

2.1 G6PDH與植物生長發育

在與植物生長發育的關系方面，研究較多的是G6PDH酶活力與種子發芽、休眠和一些次級代謝產物等的關系。趙永華等[24]發現，呼吸抑制劑NaN3可以增加西洋參種子萌發過程中G6PDH的活性，加速西洋參種子休眠的解除，且低溫能促進NaN3的這種作用。Huang等[25]研究發現，水稻G6PDH基因在幼穗中的表達明顯高于根、葉和胚，表明水稻G6PDH與穗發育密切相關，可能是水稻幼穗 PPP代謝活躍為其發育提供所需的磷酸戊糖和其他一些中間產物。徐一蘭等[26]研究也發現，油菜開花后G6PDH活性逐漸增加，花后24～31 d達最高峰，并且與含油量也呈極顯著正相關。陳超[27]還發現，G6PDH還具有抗氧化作用，能夠延長紅豆杉細胞活力，從而提高紫杉醇產量。

在植物生長發育過程中，戊糖磷酸途徑是普遍存在的一條糖的分解代謝途徑，但在不同的組織中所占的比重不同[28]。它除提供能量外，還為其他生物合成提供多種原料。G6PDH通過調控戊糖磷酸途徑的代謝通量，從而為油料作物脂肪酸合成提供NADPH，促進含油量增加；為某些代謝活躍的組織中核苷酸的合成提供 5-磷酸核糖，為芳香族氨基酸合成提供4-磷酸赤蘚糖。此外，此途徑生成的核酮糖-5-磷酸可轉化為核酮糖-1,5-二磷酸參與光合作用，增加糖類物質的積累。G6PDH正是通過促進這些物質生成，從而促進細胞生長，調控生長發育。

2.2 G6PDH參與植物生物脅迫的應答

G6PDH與其他防御反應指標酶類似，參與植物防御反應，因它能提供更多的還原力NADPH，所以能減輕過敏反應中的氧脅迫。葉建仁等[29]研究松樹針葉組織G6PDH活性和抗松針褐斑病的關系，發現抗病針葉中的G6PDH活性明顯高于感病針葉，并認為植物染病時，戊糖磷酸途徑的中間產物可能與抗病過程中防衛反應有關。Sindelar和Sindelarova[30]用馬鈴薯花葉病毒侵染煙草后發現，隨著侵染時間延長，胞質和質體G6PDH酶活力均呈線性增加。

植物受到病原微生物侵染后，機體內發生一系列的變化，主要表現在細胞死亡和活性氧產生。一方面細胞的死亡可以有效地阻止病原菌侵染和傳播；另一方面機體內發生一系列的抗氧化代謝，產生活性氧。Scharte等[6]和 Asai等[31]研究發現，植物在病原菌侵染后，伴隨著過敏性細胞死亡和活性氧產生，G6PDH酶活力增加。G6PDH催化產生的 NADPH可以直接通過質膜上的NADPH氧化酶的作用脫氫，清除活性氧；也可以通過細胞內一系列抗氧化酶的相互作用，清除活性氧，消除細胞危害 (圖1)。

2.3 G6PDH參與植物非生物脅迫的應答

在低溫脅迫方面，Sagisak[32]研究發現，在低溫貯藏下楊樹枝條內G6PDH活性明顯增加，而這種酶的鈍化或失活會導致枝條凍害的發生；Lin等[7]在楊樹中發現，G6PDH可能參與超氧化物歧化酶 (Superoxide dismutase，SOD) 和過氧化物酶 (Peroxidase，POD) 活性的調節和抗凍性的低溫誘導。在鹽脅迫方面，王曉敏[15]發現不僅在鹽脅迫而且在正常的生長環境下，G6PDH對維持細胞內的GSH水平都起著非常重要的作用；Valderrama和 Corpas[33]發現，鹽脅迫導致了G6PDH和其他脫氫代謝酶類的活性增加，從而降低活性氧水平，由此說明，G6PDH是植物抗鹽氧化過程中的一個抗性酶；Nemoto和Sasakuma[34]發現，0.15 mol/L NaCl處理 2 h 之后，小麥G6PDH表達量開始積累，到12 h時達到最大值。此外，在紫花苜蓿受重金屬銅脅迫[35]，大豆受干旱脅迫時[36]，也發現G6PDH的活性有不同程度的提高。

植物在不適宜的環境時會產生一系列的應答反應，活性氧的產生便是其中之一。G6PDH催化產生 NADPH通過與其他抗氧化酶 SOD、POD、過氧化氫酶 (Catalase，CAT)、谷胱甘肽還原酶 (Glutathione reductase，GR)、谷胱甘肽過氧化物酶 (Glutathione peroxidase，GPx) 等的相互作用清除有害的活性氧 (圖1)。如果生物體缺乏這些保護酶機制，則很難在逆境中存活。

3 植物G6PDH基因的克隆及表達

1994年，Graeve等[37]首次從馬鈴薯的cDNA文庫中分離了馬鈴薯胞質G6PDH基因，該基因與動物[38]、酵母[39]中獲得的G6PDH的核苷酸相似性明顯高于細菌來源的G6PDH基因，推導的氨基酸序列缺少轉運肽序列以及其對二硫蘇糖醇 (Dithiothreitol，DTT) 的不敏感都證明了該cDNA編碼的是胞質G6PDH。1995年，Fahrendorf等[40]克隆得到苜蓿G6PDH基因，該基因的氨基酸序列沒有轉運肽序列，也沒有相應得氧化還原Cys位點，屬于胞質基因。2000年，Nemoto和Sasakuma[34]利用DDRT-PCR技術結合RACE的方法克隆得到小麥胞質G6PDH基因。隨后，Schaewen等[41]利用RT-PCR結合RACE技術首次得到了來源于馬鈴薯的質體G6PDH基因，其氨基酸序列 N 端明顯長于胞質基因，推測其為轉運肽序列。Knihgt等[42]在煙草中獲得了質體G6PDH基因，并且還得到了該基因的基因組序列。序列比對分析表明，該基因屬于 P2類的質體G6PDH，其基因組大小為7 kb，包括10個外顯子，編碼593個氨基酸，IDHYLGKE是G6PDH的底物激活位點，在該基因的上游找到了可能的RNA聚合酶II結合位點 (TATA box) 和2個可能的重要啟動子元件，一個是與亞硝酸鹽調節有關的 NIT2結合位點 (TATCTA/G)，另一個是熱激因子結合位點HSF (AGAAA)。他們發現，在煙草根和葉片中，KNO3能誘導該基因增強表達，而且根誘導增強的倍數要高于葉。隨著生物技術的發展，黃驥等[25]和 Hou等[43]利用新型電子克隆的方法分別克隆得到水稻胞質和質體G6PDH基因。最近，林元震等[44-45]克隆了楊樹的G6PDH基因并獲得該基因上游的啟動子序列，該序列具有啟動子的基本元件TATA-box、CAAT-box，而且還包含多個脅迫誘導元件，如低溫誘導元件LTR，鹽誘導元件GT-1，抗凍、缺水、脫落酸、抗寒元件MYB和MYC，以及光響應元件L-box、G-box、3AF-1、TC豐富區等。這些研究從基因的角度印證該酶參與各種環境脅迫的應答。

目前已在為數不多的植物中分離了G6PDH基因，但是隨著基因組學和測序技術的發展，將會獲得越來越多的G6PDH基因，為通過轉基因技術改良植物品種奠定基礎。

4 植物G6PDH的缺失和替代

隨著 Hannond等[46]、Zamore等[47]和 Gisela[48]RNAi作用機制模型的提出，RNAi已被廣泛用作研究基因功能的一種手段[49-51]。早在 2004年，Debnam等[52]研究了在轉入內源的質體 P2型的G6PDH基因的有義鏈和無義鏈后發現，轉基因煙草中P2型G6PDH基因的表達發生了巨大的改變，但對胞質G6PDH酶活力并沒有顯著的影響。并且發現，轉入有義鏈的比轉入無義鏈的蔗糖、葡萄糖和果糖的含量高。接著，Scharte等[6]將擬南芥根在氮饑餓誘導中高度表達的質體 P2型G6PDH基因，經過改造后轉入易感病型煙草，用于胞質型G6PDH基因的表達，并使用RNAi技術干擾其內源的胞質G6PDH基因表達，由此獲得了胞質G6PDH同工替代植株。研究發現，胞質同工替代酶提高了植物的防御能力，增強了植物的抗性。有意思的是在同工替代的植株中，同工替代酶的含量降低，說明同工替代系植株的抗性和酶含量是兩個獨立的過程，并且酶的質量而非數量對植物非常重要。他們認為同工替代酶在優化代謝途徑方面顯示出更大的潛力。最近，Asai等[31]將內源的胞質類型的G6PDH基因和兩種質體類型的G6PDH基因 (P1和P2) 分別轉入煙草，干擾內源基因的表達，發現在P2型基因沉默的植株過敏性細胞死亡和活性氧等物質含量下降，認為質體P2型G6PDH與植物過敏性細胞死亡和活性氧的產生相關。

5 已報道的植物G6PDH的關系

參照Cardi等[53]的方法，利用從NCBI蛋白質序列數據庫中搜索獲得的擬南芥質體P2-G6PDH的蛋白質序列，采用 BlastP 或者tblastn的方式在NCBI數據庫中和其他基因組數據庫中進行搜索。所有的數據獲得來自 NCBI database (http://www.ncbi.nlm.nih.gov),Arabidopsis thaliana(http://www.arabidopsis.org/),Oryza sativa(http://rice.plantbiology.msu.edu/),Sorghum bicolor(http://genome.jgipsf.org/Sorbi1/Sorbi1.home.html),Populus trichocarpa(http://genome.jgipsf.org/poptr1_1/Poptr1_1.home.html)。核苷酸序列比對采用 ClustalW (www.ebi.ac.uk/Tools/clustalw2/index.html)，分子量和等電點的采用ExPASy (http://www.expasy.org/tools/pi_tool.html)，轉運肽切割位點采用 ChloroP[54]和 TargetP[55]預測，系統發育樹的構建采用 MEGA 4的 NJ構建[56]。

將擬南芥胞質、質體P1和P2三種類型，大麥 P2類型，楊樹 P2類型，杜氏藻以及人的G6PDH氨基酸序列進行序列比對。其分別代表單/雙子葉植物、木本植物、低等植物、哺乳動物以及胞質、P1、P2三種類型的G6PDH氨基酸序列的差異，結果見圖2。不同來源G6PDH的序列比對發現，胞質和質體源于不同的進化歷程。胞質 G6PDH約含有 510個氨基酸，分子量約58 kDa；P2比 P1多 10個左右氨基酸，約含有590個氨基酸，分子量約為66 kDa。質體氨基酸序列在N-端比胞質G6PDH多一段約60個氨基酸左右的轉運肽序列，該序列在被運輸入質體之后將被切除，切后的蛋白質序列與胞質的蛋白質類似。7種 G6PDH序列均含有保守的 rossman結構域、活性部位以及 NADP+結合位點。這結果與Wakao和Benning[17]以及Cardi等[53]的結果一致，但與 UniProtKB/Swiss-Pro數據庫的數據不同，因此有必要對該酶的蛋白質結構進行深入研究。此外，在保守的 NADP+結合位點結構中第3位的氨基酸不同，在胞質中為苯丙氨酸，而在質體和人體中則為亮氨酸，這可能與特定區域NADP+的結合有關。

根據擬南芥 P2序列分析質體序列中的半胱氨酸的保守性，發現 5個半胱氨酸殘基，即Cysl38、Cysl68、Cys176、Cys187 和 Cys235。其中Cysl68、Cys176、Cys187在高等植物及藻類植物中都是高度保守的。Cysl38在一些植物的 P1中為色氨酸，在藻類中為亮氨酸；而Cys235在一些植物的P1中為絲氨酸氨酸，在藻類中為甘氨酸。而且藻類與質體類型G6PDH氨基酸序列相似性大，支持綠藻是高等植物祖先的觀點。

已報道的37條高等植物G6PDH氨基酸序列聚類結果見圖3，序列的分子量、等電點及預測的轉運肽切割位點見表1。所選擇的37條序列相似性從80%～99%，可聚為3類，即Cluster I為胞質類型、Cluster II為質體P2類型和Cluster III質體P1類型。Cluster I包含單子葉植物和雙子葉植物2個子群，各類群內序列相似性大。單子葉植物子群包含禾本科大麥、小麥、玉米、高粱等植物，雙子葉子群包含擬南芥、煙草、馬鈴薯、楊樹等植物。在質體類型Cluster II和Cluster III中同樣如此。植物胞質或質體同一類型的酶氨基酸序列可能會有多條，如楊樹質體P2和擬南芥的胞質中發現兩條G6PDH序列，這可能源于基因的特殊復制事件。這些與Wakao和Benning[17]、Asai等[31]和Cardi等[54]的研究結果一致。此外，等電點預測結果表明，P2的等電點大于P1的等電點大于胞質的等電點，這可能與其適應不同的環境以及酶活性調控有關。

圖3 高等植物37條G6PDHs的聚類分析Fig.3 Cluster analysis of 37 G6PDHs in higher plants.Cy: cytosolic-G6PDH; P1: P1-G6PDH; P2: P2-G6PDH.

表1 序列名稱和登錄號Table 1 Sequence and accession number

續表1

6 展望

雖然隨著基因組和蛋白質組的發展，許多研究者獲得了大量轉錄序列，但是分析催化特定生化通路中單一路徑反應的酶，仍然是一種十分重要的策略[57]。

已有研究報道人體的G6PDH晶體結構[58]及三維結構模型[59]，以探討G6PDH缺失突變體對機體的影響。但植物G6PDH結構的研究目前還未見報道。G6PDHs作為植物PPP途徑中起關鍵性調控酶，對其結構研究將有助于更深入了解該酶調控機制，從而進一步了解此G6PDHs在植物中的規律和功能，為基因改良植物做準備。

雖然眾多研究認為質體P2型G6PDHs在植物中發揮著重要的作用，推測其可能是因為質體G6PDH保守氨基酸序列中的Cys殘基的氧化還原修飾有關，但其半胱氨酸的具體氧化還原調節的分子機理仍然不清楚。因此，今后有必要對其進行深入研究，以了解其具體調控機制。

由于RNAi具有高度的序列專一性和有效的干擾活力，因此，它可以在不破壞基因結構或不引起基因突變的情況下，敲除某種基因，以研究它的功能。已有研究表明RNAi能夠在哺乳動物中抑制特定基因的表達，制作多種表型，而且抑制基因表達的時間可以控制在發育的任何階段，產生類似基因敲除的效應。但是，它用于轉基因植物G6PDHs的研究才剛剛開始。因此，有必要運用這種新技術，研究各種質體和胞質G6PDHs基因參與植物生長發育及抵抗各種生物和非生物的環境脅迫的調控機制，將有利于我們全面地認識G6PDH的功能。

REFERENCES

[1] Esposito S, Massaro G, Vona V, et al. Glutamate synthesis in barley roots: the role of the plastidial glucose-6-phosphate dehydrogenase. Planta, 2003,216: 639?647.

[2] Hutchings D, Rawsthorne S, Emes MJ. Fatty acid synthesis and the oxidative pentose phosphate pathway in developing embryos of oilseed rape(Brassica napusL.). J Exp Bot, 2005, 56(412):577?585.

[3] Huang J, Wang JF, Zhang HS. Advances on plant pentose phosphate pathway and its key enzymes.Chin Bull Bot, 2004, 21(2): 139?145.

黃驥, 王建飛, 張紅生. 植物戊糖磷酸途徑及其兩個關鍵酶的研究進展. 植物學通報, 2004,21(2): 139?145.

[4] Kruger NJ, Von Schaewen A. The oxidative pentose phosphate pathway: structure and organisation. Curr Opin Plant Biol, 2003, 6(3):236?246.

[5] Scheibe R. Malate valves to balance cellular energy supply. Physiol Plant, 2004, 120(1): 21?26.

[6] Scharte J, Sch?n H, Tjaden Z, et al. Isoenzyme replacement of glucose-6-phosphate dehydrogenase in the cytosol improves stress tolerance in plants.Proc Natl Acad Sci USA, 2009, 106(19):8061?8066.

[7] Lin SZ, Zhang ZY, Liu WF, et al. Role of glucose-6-phosphate dehydrogenase in freezing-induced freezing resistance ofPopulus suaveolens. J Plant Physiol Mol Biol, 2005, 31(1): 34?40.

[8] Spolarics Z, Condon MR, Siddiqi M, et al. Red blood cell dysfunction in septic glucose-6-phosphate dehydrogenase-deficient mice. Am J Physiol Heart Circ Physiol, 2004, 286(6):H2118?H2126.

[9] Pinna A, Carru C, Solinas G, et al.Glucose-6-phosphate dehydrogenase deficiency in retinal vein occlusion. Invest Ophthalmol Vis Sci,2007, 48(6): 2747?2752.

[10] Sobngwi E, Gautier JF, Kevorkian JP, et al. High prevalence of glucose-6-phosphate dehydrogenase deficiency without gene mutation suggests a novel genetic mechanism predisposing to ketosis-prone diabetes. J Clin Endocrinol Metab, 2005, 90(8):4446?4451.

[11] Park J, Rho HK, Kim KH, et al. Overexpression of glucose-6-phosphate dehydrogenase is associated with lipid dysregulation and insulin resistance in obesity. Mol Cell Biol, 2005, 25(12): 5146?5157.

[12] Legan SK, Rebrin I, Mockett RJ, et al.Overexpression of glucose-6-phosphate dehydrogenase extends the life span ofDrosophila melanogaster. J Biol Chem, 2008, 283(47):32492?32499.

[13] Geigenberger P, Kolbe A, Tiessen A. Redox regulation of carbon storage and partitioning in response to light and sugars. J Exp Bot, 2005,56(416): 1469?1479.

[14] Eicks M, Maurino V, Knappe S, et al. The plastidic pentose phosphate translocator represents a link between the cytosolic and the plastidic pentose phosphate pathways in plants. Plant Physiol, 2002,128(2): 512?522.

[15] Wang XM. Studies on the mechanism of regulations of glucose-6-phosphate dehydrogenase in the adaptation of reed callus to salt stress[D].Lanzhou: Lanzhou University, 2008.

王曉敏. 葡萄糖-6-磷酸脫氫酶在蘆葦愈傷組織鹽適應性中調節作用的機理研究[D]. 蘭州: 蘭州大學, 2008.

[16] Dennis DT, Miernyk JA. Compartmentation of nonphotosynthetic carbohydrate metabolism. Annu Rev Plant Metab, 1982, 33: 23?50.

[17] Wakao S, Benning C. Genome-wide analysis of glucose-6-phosphate dehydrogenases inArabidopsis. Plant J, 2004, 41(2): 243?256.

[18] Wendt UK, Wenderoth I, Tegeler A, et al.Molecular characterization of a novel glucose-6-phosphate dehydrogenase from potato(Solanum tuberosumL.). Plant J, 2000, 23(6):723?733.

[19] Wakao S, Andre C, Benning C. Functional analyses of cytosolic glucose-6-phosphate dehydrogenases and their contribution to seed oil accumulation inArabidopsis. Plant Physiol, 2008, 146(1): 277–288.

[20] Hauschiid R, Von Schaewen A. Differential regulation of glucose-6-phosphate dehydrogenase isoenzyme activities in potato. Plant Physiol, 2003,133(1): 47?62.

[21] Ben-Bassat D, Anderson LE. Light-induced release of bound glucose-6-phosphate dehydrogenase to the stroma in pea chloroplasts. Plant Physiol, 1981,68(2): 279?283.

[22] Wenderoth I, Scheibe R, Von Schaewen A.Identification of the cysteine residues involved in redox modification of plant plastidic glucose-6-phosphate dehydrogenase. J Biol Chem, 1997,272(43): 26985?26989.

[23] Wendt UK, Hauschiid R, Lange C, et al.Evidence for functional convergence of redox regulation in G6PDH isoforms of cyanobacteria and higher plant. Plant Mol Biol, 1999, 40(3):487?494.

[24] Zhao YH, Liu HQ, Yang SL, et al. Affection of respiratory inhibitor NaN3on dormancy relieving and germination ofPanax quinquefoliumseed and its synegistic effect with low temperature. Prim J Chin Mat Med, 2000, 14(4): 6?7.

趙永華, 劉惠卿, 楊世林, 等. 呼吸抑制劑 NaN3對西洋參種子休眠和萌發的影響及其與溫度的相互作用. 基層中藥雜志, 2000, 14(4): 6?7.

[25] Huang J, Zhang HS, Wang JF, et al. Molecular cloning and characterization of rice 6-phosphogluconate dehydrogenase gene that is up-regulated by salt stress. Mol Biol Rep, 2003,30(4): 223?227.

[26] Xu YL, Guan CY, Tan TL, et al. Changes of oil content and oil biosynthesis-related enzymes activities and their correlation during seed formation inBrassica napus. Acta Agron Sin,2008, 34(10): 1854?1857.

徐一蘭, 官春云, 譚太龍, 等. 油菜種子形成中含油量與其合成相關酶活性的變化及其相關性.作物學報, 2008, 34(10): 1854?1857.

[27] Chen C. Study on the role of G6PD in the elicitor-mediated taxol biosynthesis and the mechanism of its antioxidation [D]. Wuhan:Huazhong University of Science and Technology,2004.

陳超. G6PD在誘導合成紫杉醇中的作用及其抗氧化機理研究[D]. 武漢: 華中科技大學, 2004.

[28] Wang Z. Plant Physiology. Beijing: China Agriculture Press, 2002.

王忠. 植物生理學. 北京: 中國農業出版社,2002.

[29] Ye JR, Huang SH, Li CD, et al. Studies on the relation of glucose-6-phosphate dehydrogenase and phenylalanine ammonia lyase in slash needles with resistance to brown spot needle blight. Sci Silvae Sin, 1994, 30(5): 430?435.

葉建仁, 黃素紅, 李傳道, 等. 磷酸葡萄糖脫氫酶和苯丙氨酸解氨酶與抗松針褐斑病的關系. 林業科學, 1994, 30(5): 430?435.

[30] ?indelá? L, ?indelá?ová M. Correlation of viral RNA biosynthesis with glucose-6-phosphate dehydrogenase activity and host resistance. Planta,2002, 215(5): 862?869.

[31] Asai S, Yoshioka M, Nomura H, et al. A plastidic glucose-6-phosphate dehydrogenase is responsible for hypersensitive response cell death and reactive oxygen species production. J Gen Plant Pathol,2011, 77(3): 152?162.

[32] Sagisaka S. Injuries of cold acclimatized poplar twigs resulting from enzyme inactivation and substrate depression during frozen storage at ambient temperatures for a long period. Plant Cell Physiol, 1985, 26(6): 1135?1145.

[33] Valderrama R, Corpas FJ, Carreras A, et al. The dehydrogenase-mediated recycling of NADPH is a key antioxidant system against salt-induced oxidative stress in olive plants. Plant Cell Environ,2006, 29: 1449?1459.

[34] Nemoto Y, Sasakuma T. Specific expression of glucose-6-phosphate dehydrogenase (G6PDH) gene by salt stress in wheat (Triticum aestivumL.). Plant Sci, 2000, 158(1/2): 53?60.

[35] Wang SH, Zhang H, He QY. Effects of copper stress onMedicago sativaseedlings leaf antioxidative system. Chin J Appl Ecol, 2011,22(9): 2285?2290.

王松華, 張華, 何慶元. 銅脅迫對紫花苜蓿幼苗葉片抗氧化系統的影響. 應用生態學報, 2011,22(9): 2285?2290.

[36] Wang H. Methyl jasmonate in soybean the protective effect of drought adaptation in the physiological response[D]. Beijing: Central University for Nationalities, 2011.

王慧. 茉莉酸甲酯在大豆抗旱適應中保護作用的生理響應[D]. 北京: 中央民族大學, 2011.

[37] Graeve K, Schaewen A, Scheibe R. Purification,characterization and cDNA sequence of glucose-6-phosphate dehydrogenase from potato.Plant J, 1994, 5(3): 353?361.

[38] Persico MG, Viglietto G, Martini G, et a1. Isolation of human glucose-6-pbosphate debydrogenase(G6PD) cDNA clones: primary structure of the protein and unusual 5’non-coding region. Nude Acids Res, 1986, 14(6): 2511?2522.

[39] Thomas D, Cherest H, Surdin-Kerjan Y.Identification of the structural gene for glucose-6-phosphate dehydrogenase in yeast.Inactivation leads to a nutritional requirement for organic sulfur. EMBO J, 1991, 10(3): 547?553.

[40] Fahrendorf T, Ni WT, Shorrosh BS, et a1. Stress responses in alfalfa (Medicago sativaL.) XIX.Transcriptional activation of oxidative pentose phosphate pathway genes at the onset of the isoflavonoid phytoalexin response. Plant Mol Biol,1995, 28(5): 885?900.

[41] von Schaewen A, Langenkamoer G, Graeve K, et al. Molecular characterization of the plastidic glucose-6-phosphate dehydrogenase from potato in comparison to its cytosolic counterpart. Plant Physiol, 1995, 109(4): 1327?1335.

[42] Knight JS, Emes MJ, Debnam PM. Isolation and characterisation of a full-length genomic cloneencoding a plastidic glucose-6-phosphate dehydrogenase fromNicotiana tabacum. Planta,2001, 212(4): 499?507.

[43] Hou FY, Huang J, Lu JF. Isolation and expression analysis of plastidic glucose-6-phosphate dehydrogenase gene from rice (Oryza sativaL.).Acta Gen Sin, 2006, 33(5): 441?448.

[44] Lin YZ. Gene cloning, structure analysis and function identification of glucose-6-phosphate dehydrogenase fromPopulus suaveolens[D].Beijing: Beijing Forestry University, 2006.

林元震. 甜楊葡萄糖-6-磷酸脫氫酶基因克隆及結構分析與功能鑒定[D]. 北京: 北京林業大學,2006.

[45] Lin YZ, Zhang ZY, Guo H, et al. Isolation and analysis of glucose-6-phosphate dehydrogenase(G6PDH) promoter from poplar. Gen Appl Biol,2009, 28(3): 445?449.

林元震, 張志毅, 郭海, 等. 楊樹葡萄糖-6-磷酸脫氫酶(G6PDH)基因啟動子的克隆與分析. 基因組學與應用生物學, 2009, 28(3): 445?449.

[46] Hammond SM, Bernstein E, Beach D, et al. An RNA-directed nuclease mediates post-transcriptional gene silencing inDrosophilacells. Nature, 2000,404(6775): 293?296.

[47] Zamore PD, Tuschl T, Sharp PA, et al. RNAi:double-stranded RNA directs the ATP-dependent cleavage of mRNA at 21 to 23 nucleotide intervals.Cell, 2000, 101(1): 25?33.

[48] Storz G. An expanding universe of noncoding RNAs. Science, 2002, 296(5571): 1260?1263.

[49] Montgomery MK. RNA interference: historical overview and significance. Methods Mol Biol,2004, 265: 3?21.

[50] Kavi HH, Fernandez H, Xie WW, et al. Genetics and biochemistry of RNAi inDrosophila. Curr Top Microbiol Immunol, 2008, 320: 37?75.

[51] Nowotny M, Yang W. Structural and functional modules in RNA interference. Curr Opin Struct Biol, 2009, 19(3): 286?293.

[52] Debnam PM, Fernie AR, Leisse A, et al. Altered activity of the P2 isoform of plastidic glucose 6-phosphate dehydrogenase in tobacco (Nicotiana tabacumcv. samsun) causes changes in carbohydrate metabolism and response to oxidative stress in leaves. Plant J, 2004, 38(1): 49?59.

[53] Cardi M, Chibani K, Cafasso D, et al. Abscisic acid effects on activity and expression of barley(Hordeum vulgare) plastidial glucose-6-phosphate dehydrogenase. J Exp Bot, 2011, 62(11):4013?4023.

[54] Emanuelsson O, Nielsen H, von Heijne G. ChloroP,a neural network-based method for predicting chloroplast transit peptides and their cleavage sites.Protein Sci, 1999, 8(5): 978?984.

[55] Emanuelsson O, Nielsen H, Brunak S, et al.Predicting subcellular localization of proteins based on their N-terminal amino acid sequence. J Mol Biol, 2000, 300(4): 1005?1016.

[56] Tamura K, Dudley J, Nei M, et al. MEGA4:molecular evolutionary genetics analysis (MEGA)software version 4.0. Mol Biol Evol, 2007, 24(8):1596?1599.

[57] White JA, Todd J, Newman T, et al. A new set of arabidopsis expressed sequence tags from developing seeds. The metabolic pathway from carbohydrates to seed oil. Plant Physiol, 2000,124(4): 1582?1594.

[58] Au SWN, Gover S, Lam VMS, et al. Human glucose-6-phosphate dehydrogenase: the crystal structure reveals a structural NADP+molecule and provides insights into enzyme deficiency. Structure,2000, 8(3): 293?303.

[59] Kiani F, Schwarzl S, Fischer S, et al.Three-dimensional modeling of glucose-6-phosphate dehydrogenase-deficient variants from German ancestry. PLoS One, 200, 2(7): e625.

Research progress in glucose-6-phosphate dehydrogenase in higher plants

Dingqun Yu, Haoru Tang, Yong Zhang, Ya Luo, and Zejing Liu

College of Horticulture,Sichuan Agricultural University,Ya'an625014,Sichuan,China

于定群, 湯浩茹, 張勇, 等. 高等植物葡萄糖-6-磷酸脫氫酶的研究進展. 生物工程學報, 2012, 28(7): 800?812.

Yu DQ, Tang HR, Zhang Y, et al. Research progress in glucose-6-phosphate dehydrogenase in higher plants. Chin J Biotech,2012, 28(7): 800?812.

Received:December 9, 2011;Accepted:February 21, 2012

Supported by:Scientific Research Fundation of the Education Department of Sichuan Province (No. 09ZB050).

Corresponding author:Haoru Tang. Tel/Fax: +86-835-2882515; E-mail: htang@sicau.edu.cn

四川省教育廳青年基金項目 (No. 09ZB050) 資助。