血管組織工程的進展

Vascular tissue engineering

血管病變尤其是冠狀動脈的閉塞性病變為人類的主要病死原因之一。其主要的治療方法是血管搭橋手術，需要各種直徑的血管移植物作為修補材料。臨床已經應用的血管移植物包括自體血管、異體血管和合成材料管道。然而目前無論那種血管移植物都無法滿足臨床需要，臨床需要一種新的血管替代物，這種管道應具有高度的組織相容性、可生長性及外科易操作性，且應無排異反應、無血栓形成、不易感染等優勢，移植后能維持管腔的長期通暢，從而提高血管移植手術的長期療效。組織工程學的出現為這種血管移植物的研發提供了可能。但血管的組織工程研究仍面臨著巨大的挑戰：良好的血管替代物要求有足夠的強度以免在血壓變化時出現破裂；要有彈性來承受循環負荷；要與臨近的自體血管有良好的愈合性能；還要有完整健康的內膜層，以防止血栓的形成。目前很多組織工程化的組織，例如骨、軟骨等的構建過程依賴于在受體體內隨時間推移而逐漸達到組織重塑并最終獲得功能，而組織工程化的血管必須在移植的同時就具有完全的結構和功能。這就要求在體外培養出具有生命力和良好性能的血管替代物，因此血管組織工程研究難度大大增加。本文就血管組織工程的進展綜述如下：

1組織工程血管移植物研究的歷史

實際上，在組織工程概念提出以前，心臟外科和血管外科的臨床醫生及很多研究人員就已應用某些類似今天組織工程所使用的方法來獲得更好的血管替代物。從血管組織工程的發展來看，可以分為以下幾個方面：

1.1非降解合成材料表面的內皮化:非降解合成材料人工血管研制成功，使其在大、中動脈代用方面取得較好的效果，但在小口徑動脈（<6 mm）和靜脈移植上的療效仍然不佳，這與血管代用物管徑細和血流速度緩慢，極易發生血栓栓塞有關。因此人們設想通過組織培養技術使之在人工血管內面實現內皮化，可使此類移植物的功能得到實質性的改進。國內汪忠鎬等[1-2]從20世紀80年代就開始了這方面的研究。后來又通過從脂肪組織中來提取微血管內皮細胞。隨后干細胞也被誘導分化成為血管內皮細胞，成為內皮種子細胞的來源之一[3-4]。為了提高血管腔內內皮化，人們對血管材料的表面進行了修飾，以期提高內皮細胞在其表面的粘附和生長，包括在表面衣被一些細胞外基質（ECM）蛋白，如RGD、膠原、纖維粘連蛋白、層粘連蛋白等 [5-6]。Deutsch[7]將內皮細胞種植于包被有纖維粘連蛋白的ePTFE后，用于股腘旁路搭橋手術，獲得了68%的通暢率。在對ePTFE進行內皮化的時候應用了體外的模擬脈動灌注系統來提高血管內皮化。

但是這種種植內皮細胞的人工血管也存在不可克服的缺點。非降解材料的使用會阻礙正常血管結構的形成，也就是說ePTFE和Dacron等阻礙了血管細胞形成膠原和彈性蛋白。因此，在血管的長期應用過程中這些合成材料將成為物理障礙。同樣，由于合成材料的存在，血管活性成分將完全喪失，這種血管不具有正常的舒縮功能，最終因內膜增生而導致堵塞。可以認為，采用非降解材料做支架構建的血管不是真正意義的組織工程血管，只是人造血管的表面改性。

1.2無支架的全細胞生物血管:1998年，L'Heureux等[8]構建了一種全新的完全生物化的組織工程血管。該生物血管是完全用人的細胞生成的。在含有抗壞血酸的培養系統內分別培養平滑肌細胞和成纖維細胞，使分別形成一薄的平滑肌細胞組織片和薄的成纖維細胞組織片，將它們分別纏繞在同一軸上，形成內面是平滑肌細胞層、外面是成纖維細胞層的復合管。再在平滑肌細胞層內表面種植內皮細胞，這樣就形成了在結構上與自體血管基本相似的具有三層結構的血管移植物。培養后的這種血管替代物可以承受2 000mmHg的爆破沖擊力，還具有生物活性，能表達或分泌LDL、PGI2等物質，非常接近自體血管。短期狗體內植入試驗表明其縫合性能良好，植入后這些血管替代物穩定，在植入1周后能保持50%的通暢率。Heureux認為這種全生物化的人工血管之所以能有良好的力學特性，在于它的細胞外基質是培養細胞自己生成的，而且它是一個有生物活性可以自我更新的組織。由于沒有合成材料的參與，可以減低感染及機體免疫排斥反應的發生，有利于提高遠期通暢率。這個實驗提示通過利用細胞特性和給予一定的培養時間可以使生成的血管移植物獲得較好的機械強度。但在移植后可觀察到有部分出現血栓，同時至少需要12周的時間才能獲得該血管替代物也是很大的制約。Heureux的工作于1998年發表后，被很多文獻所引用。但至今我們未能查到其后續的文章，也未查到其他人跟進的文章。“無支架”有悖于組織工程學的基本原理，“無支架的全細胞生物血管”是否可行尚待更多實驗的驗證。

1.3細胞和生物可降解支架相結合的組織工程化血管移植物：目前血管組織工程學的研究主要集中在細胞和生物可降解支架相結合的組織工程化血管移植物上，它包括以下幾個方面：種子細胞的獲取和擴增；生物可降解支架的研制和改性；生物反應器的設計和應用以及對各種細胞生物學特性和組織培養的全過程調控。

2用于組織工程血管種子細胞的獲取、擴增及功能調控

細胞技術是血管組織工程的首要核心技術。在進行組織工程化血管的構建中，不但要有豐富的種子細胞而且細胞要具有正常的功能。

2.1細胞的獲取及擴增:自從內皮細胞及平滑肌細胞分離培養獲得成功后，自體內皮細胞和平滑肌細胞被廣泛應用于血管組織工程的構建。但自體細胞能獲取的量遠遠不能滿足需要，而且其擴增的能力有限，在體外培養過程中易出現退化，喪失功能。進而人們希望通過某些生長因子的調控，促進體外細胞擴增。目前已經證實，VEGF、 bFGF及TGF-β 等生長因子對血管內皮細胞有明確的促進增殖和遷徙的作用[9-10]。

盡管生長因子的應用使得體外培養細胞的增殖獲得較大的增加，但其調控機制還沒有完全弄清楚，其使用的劑量及如何聯合使用多種生長因子以達到細胞的增殖需要仍是研究的焦點。可以預見生長因子的應用將是組織工程中必不可少的重要環節，對細胞增殖機制的研究也必將為生長因子的應用帶來更為可觀的效果。雖然自體細胞沒有免疫排斥反應，且研究人員正在應用生長因子及其他方法來促進其增殖，但由于體外擴增的時間過長、細胞容易出現退化等問題，自體細胞目前仍無法滿足臨床需要，人們將目光集中在干細胞的培養和誘導分化上。目前骨髓基質干細胞向內皮細胞及平滑肌細胞的分化已經獲得成功，長期培養的骨髓基質細胞可向血管平滑肌細胞分化，并誘導成平滑肌細胞[11]。然而，干細胞分化為內皮細胞及平滑肌細胞后還需要較長期的培養才能制成功能性血管代用物，時間上的需求限制了臨床上很多急需血管代用物患者的應用。為了解決這一問題，Matsumura G等[12]進行了嘗試，他們分離提取自體骨髓基質細胞后直接接種于可降解的血管支架上，立即植入患者體內，進行先天性心血管畸形的修復手術。結果顯示所有患者均未出現栓塞或動脈瘤破裂等致命并發癥。Shin'oka T等[13]也進行了同樣的臨床研究，獲得了較好的效果。他們認為將骨髓基質細胞直接種植于可降解血管支架后直接植入體內是一種理想的血管組織工程方法，有望代替目前常用的人工假體血管用于治療嚴重先天性心血管畸形的外科手術。但更長期的臨床觀察來證明其可行性仍舊是必要的。

2.2種子細胞的功能調控:在進行細胞培養及組織構建的過程中，如何保持細胞的功能，防止其在體外增殖過程中出現退化，對于獲得與自體血管相近的血管代用物是十分重要的。在血管的構建中主要是平滑肌細胞功能的調控，因為血管的強度主要依靠中膜層。而要想維持良好的強度，就必須保證在支架材料降解以前平滑肌細胞有合適的密度并產生足夠量的細胞外基質。因而如何促進平滑肌細胞外基質的分泌就成為研究的重點。目前研究顯示，TGF-β1 能明顯促進平滑肌細胞的膠原表達[14]，而且還發現其具有抑制細胞增殖的作用，從而可以防止因平滑肌細胞過度增生導致的管腔狹窄[15]。種子細胞的功能調控目前仍處于初步階段，很多機制還沒有弄清楚，需要進一步的研究和探索，希望能夠找到促進細胞快速增殖同時又能保持良好功能的方法。

3生物可降解支架的研制和改性

在組織工程血管代用物的構建中，涉及很多因素。其中重要的一個就是支架的選擇，可以肯定地講，材料上的突破將會給組織工程帶來革命性的發展。

3.1天然支架材料：構建組織工程血管常采用的天然材料包括膠原蛋白和彈性蛋白等，以及目前研究較多的血管脫細胞基質材料。它們含有特殊氨基酸序列精氨酸-甘氨酸-天門冬氨酸（Arg-Gly-Asp，RGD）。RGD是一種可被細胞膜上的整合素受體識別的配體，有利于促進細胞粘附。

3.1.1膠原材料：1986年，Weinberg等[16]首先建立了以動物膠原蛋白和血管細胞培養構建的血管模型。這種材料在較低的靜脈壓力下就發生破裂，它的強度遠遠不能達到植入體內的要求。為了獲得強度更好的支架材料，人們把小腸粘膜下層（SIS）分離出來并進行化學處理去掉細胞成分，僅留下主要為膠原的細胞外基質。這種材料的力學強度明顯增加，基本能夠滿足組織工程的要求。Huynh等[17]研制了一種SIS管狀支架，在保持支架材料生物相容性的前提下，應用最少的化學交聯將其同膠原層結合在一起來提供機械強度。血管移植物的內表面用肝素處理防止血栓的形成，然后植入到兔體內，13周內所有的移植物均通暢，并且可以看到平滑肌細胞和內皮細胞從周圍長入移植物內，此外這種移植物的縫合性能完全能滿足移植需要。當移植物從體內取出并給予一定的化學刺激時可以出現功能性的反應。研究發現SIS的力學強度及移植后的效果明顯好于靜脈移植，但在進行降主動脈移植后6個月會出現擴張，考慮與彈性纖維合成不足有關[18-19]。羊膜也被認為是進行血管組織工程研究的一種比較理想的支架材料[20]。

3.1.2血管脫細胞基質材料:將異種的血管脫細胞基質材料應用到組織工程血管的構建中一直是研究的熱點。Teebken等[21]制備了豬的血管脫細胞基質材料，并將來自人大隱靜脈的內皮細胞和成纖維細胞種植在脫細胞基質材料上，在體外灌注的條件下獲得單層內皮細胞。這種材料提供了良好的細胞外基質并且不會產生免疫反應和炎癥。Schaner 等[22]則用SDS（十二烷基磺酸鈉）將人的大隱靜脈脫細胞，靜脈內的細胞去除達到94%以上，膠原及基底膜的結構保持完好，其力學強度也可滿足血管移植的需要。

血管脫細胞基質材料具有較好的生物相容性和力學強度，但往往因為纖維化的出現而導致失敗。而來自動物的脫細胞基質有可能傳播疾病以及人體對外來物質的免疫反應都是有待解決的問題。

3.2合成的生物降解材料：生物可降解的多聚體材料被設計成一個過渡的環境，它給將要形成的組織提供支持，它的降解速率與新組織的生成速率接近以便及時給細胞的生長和基質的形成提供空間。多聚體材料為組織的生長提供三維的框架，保證了生成組織的結構和機械特性[23-24]。聚乙二醇酸（PGA）已被證實具有良好的生物相容性，在多種組織工程中被廣泛地應用。1999年，Niklason等[25]第一次成功地證實合成的PGA材料在血管組織工程中的應用是可行的。他們將牛動脈平滑肌細胞種植在PGA支架上，在脈動流的生物反應器條件下體外培養8周， PGA大部分降解，成功構建了一條對藥物刺激有收縮反應的血管。為了獲得更好的血管支架材料，人們將PHA與PGA共聚結合做成支架，也獲得了良好的性能，在力學強度及生物學特性上更接近自體血管[26]。

3.3合成材料的改性：為了獲得更好的生物相容性，人們對合成材料進行了各種預處理及改性，以期能提高生物相容性。研究者們從材料學、物理學、化學、生物化學及醫學角度對這一問題進行了深入的研究，目前研究主要集中于應用一些細胞外基質（ECM）蛋白，如膠原、纖維粘連蛋白、層粘連蛋白等以及血清預處理PGA支架，結果顯示改性后能明顯提高細胞的粘附率[27-28]。Ratner等[29]認為材料的表面修飾應能做到不改變材料的機械特性與功能性，并且材料的生物相容性、生物可識別性或生物功能性均得到增強。通過在表面引進位點固定生物分子或識別配基，可阻止細胞與材料之間非特異性相互作用和生物分子吸附。

隨著研究的深入，研究者們發現細胞與細胞外基質蛋白作用的過程其實質是細胞膜上整合素受體與細胞外基質蛋白中配體特異性結合的過程，正是這種特異性的結合實現了跨膜信號傳遞，從而促使細胞發生一系列的生理生化反應，并與材料發生粘附。在整合素上最常見的配體位點為精氨酸-甘氨酸-天冬氨酸（Arg-Gly-Asp，RGD）序列，因此在組織工程血管材料表面共價結合（而非表面簡單涂附）RGD三肽或含有RGD序列的蛋白或多肽，與內皮細胞發生配體和受體的特異性結合應是促進粘附的較好方案之一。RGD有助于細胞粘附分化和增殖的作用目前已經得到公認，多個實驗也證實在不同的載體材料上結合RGD后均能明顯增加細胞的貼附率[30-31]。

3.4兩種材料的聯合應用:可降解合成材料的預處理和改性使其具備了與天然材料類似的生物相容性，同時保留了合成材料良好的機械力學特性。但改性的過程非常復雜并且有可能帶來感染，改性應用的細胞外基質可能會帶來免疫反應，在合成材料上細胞的生長速度遠遠低于在天然材料上的生長速度，這些都制約它的應用。為了解決這一問題，人們把天然材料和人工合成材料結合起來，這樣就可以揚長避短，獲得理想的血管支架。Furukawa等[32]首先進行了嘗試，他們用聚乙醇酸（PLLA）做成多孔的支架，然后將平滑肌細胞和膠原溶液混合后種植于支架的孔隙內進行培養，結果顯示平滑肌細胞與載體的結合效率接近100%，明顯高于常規培養。Iwai等[33]將Poly(lactic-co-glycolic acid)與膠原海綿混合做成血管補片用來修補犬的肺動脈，比較了進行自體血管細胞接種與未行自體血管細胞接種兩組的情況。結果顯示6個月時兩組均無血栓形成，并且都形成了完整的單層內皮和類似自體血管壁的組織結構。說明兩種材料聯合應用可以達到預期的效果。

4生物反應器的設計和組織培養的調控

無論以何種方式培養細胞，如果不是以人工誘變為目的，其最根本的要求就是盡量在體外模擬該種細胞在生物體體內的生長環境。而生長環境的某些偏差，如生長信號、化學信號、應力信號的阻斷，要么導致細胞凋亡，要么導致細胞正常形態或生理功能的喪失。同時，臨床上對組織工程化產品及治療的需求促使人們要研制出能精確調控并能大規模生產高質量組織替代物的設備。因此，生物反應器及其相應技術被開發研制并應用到組織工程當中來。

人們為了培養出接近自體血管的組織，依據體內環境設計了很多種生物反應器。Kim BS[34]較早提出了動態培養的概念，即在旋轉或振蕩條件下種植培養平滑肌細胞。與靜態種植比較，前者細胞附著的數量、分布的均勻度、生長情況和纖維蛋白的沉積都優于后者。

在血管細胞種植培養時還應考慮到血管在體內要受到血液動力學的影響，包括切變應力、牽拉應力和正應力，這對細胞生長及功能發揮均有重要作用。Conklin 等[35]設計了一種簡單的用于組織工程血管構建的脈動灌注的生物反應器。它由凸輪驅動的注射器和蠕動泵以及多個腔室組成，它的壓力維持在60～200mmHg，且不會影響到流動的速度、流動波幅及壓力的波幅。用這個帶脈動灌注的生物反應器培養豬的頸總動脈，結果檢測平滑肌細胞和內皮細胞均有良好的功能。Williams 等[36-37]在生物反應器灌注條件下將平滑肌細胞種植于非編織的PGA材料上13天后再種植內皮細胞，48h后可獲得完整連續的單層內皮細胞層。并且在整個培養期間平滑肌細胞持續分泌膠原和彈性蛋白。在其后續實驗中進一步證實隨培養時間的延長可以獲得較理想的功能性血管替代物。但以上實驗的血管構建所需時間長，長期的體外培養使得血管構建的成功率極低，根本無法進入到臨床應用階段。Hoerstrup[38]專門設計了一個培養小口徑血管移植物的生物反應器，應用PGA/P4HB 合成材料作為血管支架，將血管成肌纖維細胞和內皮細胞種植在上面，通過4天的靜態培養后，將血管支架放在生物反應器中并在一定的流速和壓力條件下培養，在這個實驗中，可以同時培養4根血管。在生物反應器內采用膠原支架進行混合培養也獲得了性能較好的組織工程化血管[39]。

盡管生物反應器的設計越來越接近體內環境，但它仍然無法完全模擬血管在體內生長的環境。由此人們設想能否將血管培養生長在體內進行，把體內作為一個天然的生物反應器，這樣有望獲得與自體血管完全接近的組織工程化血管。Chue等[40]進行了嘗試，他們將可降解的聚羥基乙酸支架和非降解的聚丙烯網植入狗的胸腔和腹腔。3周后取出檢測，在支架上可見生長了一層厚約1～1.5mm的組織，鏡下可見多層的成肌纖維細胞和單層的內皮細胞，成肌纖維細胞α-肌動蛋白染色陽性。將支架去除后的組織管的抗爆破壓力達到2 500mmHg，縫合張力達到11.5N。將其植入同一條狗的股動脈3～6.5個月，檢測發現其內腔被覆一層內皮樣細胞。他們認為大動物的胸、腹腔可以作為生物反應器來培養用于血管移植的替代物。

總之，生物反應器的研制開發及相應調控技術的發展是血管組織工程的基本因素，如何提高其性能并改進調控方式使其更加接近體內環境培養出接近自體血管的替代物，是需要研究人員不斷努力和探索的。

5血管組織工程的挑戰及展望

在過去的二十年中，血管組織工程領域取得了巨大的成就，但也仍然存在很多問題和挑戰。什么是組織工程化血管必需的功能要求？很明顯，不形成血栓是最基本的。但是否需要具有血管活性？這一直是個存在爭論的問題，如果要想獲得與自體血管相近的血管替代物，那么一定要有血管活性。但如果血管移植物一直保持通暢，那么血管活性就不是必需的。Deutsch 等[7]展示了用內皮細胞種植的ePTFE血管移植物保持了9年良好的通暢。另一個問題是血管的機械強度，血管替代物必需有一定的抗爆破壓力來保證安全，但是否必需和自體血管一樣擁有相當的粘彈性，也是一個值得推敲的問題。

在組織工程化血管的培養中還有很多有待解決的問題，如何防止血栓的形成和提高移植物的機械強度。另外要想達到接近自體血管的性能，絕大多數實驗都需要8周的時間甚至更長，因為需要有足夠的時間進行細胞擴增、細胞外基質的形成和達到一定的機械強度。這樣在緊急狀態下是不可能應用組織工程化血管的。而且，必須應用自體細胞來構建血管，以避免免疫排斥反應。而宿主成體細胞存在粘附和增殖較弱的問題，還有傳代后細胞衰老的問題；同時組織工程化血管的構建需要多種技術的結合，費用昂貴。所有這些都成為血管組織工程發展的障礙。

盡管存在諸多問題，但已取得的成就還是令人鼓舞的，目前已將干細胞應用到血管組織工程當中解決種子細胞問題，并采用基因工程技術對種子細胞進行處理；同時也在進行各種新載體材料的開發研制；生物反應器的研究也越來越深入。組織工程化血管最終將成為活的組織，可以生長、塑形，對環境中的各種生物化學及物理刺激產生反應。這些血管替代物將在結構、成分、機械性能及功能上非常類似自體血管。隨著對血管發生及功能中各種因素作用機制的研究越來越深入，組織工程化血管將最終應用到臨床，改善那些有血管疾病患者的生活，對人類的健康做出貢獻。

[參考文獻]

[1]汪忠鎬，蒲力群.人工血管生物化-血管內皮襯里的實驗研究[J].北京生物醫學工程雜志，1988，7:34-41.

[2]蒲力群，汪忠鎬.犬種植自體血管內皮的滌綸人工血管靜脈移植[J].中華醫學雜志，1989，69:519-521.

[3]Williams SK，Jarrell BE，Kleinert LB.Endothelial cell transplantation onto polymeric arteriovenous grafts evaluated using a canine model[J].J Invest Surg，1994，7(6):503-517.

[4]Ladage D，Brixius K，Steingen C，et al.Mesenchymal Stem Cells Induce Endothelial Activation via Paracine Mechanisms.Endothelium[J].2007，14(2):53-63.

[5]Lu A，Sipehia R.Antithrombotic and fibrinolytic system of human endothelial cells seeded on PTFE: the effects of surface modification of PTFE by ammonia plasma treatment and ECM protein coatings[J].Biomaterials，2001，22(11):1439-1446.

[6]Mazzucotelli JP，Moczar M，Zede L，et al.Human vascular endothelial cells on expanded PTFE precoated with an engineered protein adhesion factor[J].Int J Artif Organs，1994，17:112-117.

[7]Deutsch M，Meinhart J，Fischlein T，et al.Clinical autologous in vitro endothelialization of infrainguinal ePTFE grafts in 100 patients:a 9-year experience[J].Surgery，1999，126(5):847-855.

[8]L'Heureux N，Paquet S，Laxoe R，et al. A completely biological tissue-engineered human blood vessel[J].FASEB J，1998，12:47-56.

[9]Wu WC，Kao YH，Chung CH.Effects of growth-factor combinations on vascular endothelial cell growth in vitro[J].J Ocul Pharmacol Ther，2004，20(6):554-562.

[10]Minami T，Horiuchi K，Miura M，et al.Vascular endothelial growth factor- and thrombin-induced termination factor， Down syndrome critical region-1， attenuates endothelial cell proliferation and angiogenesis[J].J Biol Chem，2004 ，279(48):50537-50554.

[11]Kashiwakura Y，Katoh Y，Tamayose K，et al.Isolation of bone marrow stromal cell-derived smooth muscle cells by a human SM22alpha promoter:in vitro differentiation of putative smooth muscle progenitor cells of bone marrow[J].Circulation，2003，107(16):2078-2081.

[12]Matsumura G，Hibino N，Ikada Y，et al.Successful application of tissue engineered vascular autografts: clinical experience[J].Biomaterials，2003，24:2303-2308.

[13]Shin'oka T.Clinical results of tissue-engineered vascular autografts seeded with autologous bone marrow cells[J].Nippon Geka Gakkai Zasshi，2004，105(8):459-463.

[14]Redondo S， Ruiz E， Padilla E，et al.Role of TGF-beta1 in vascular smooth muscle cell apoptosis induced by angiotensin II[J].Eur J Pharmacol，2007，556(1-3):36-44.

[15]Mann BK，Schmedlen RH，West JL，et al.Tethered-TGF-beta increases extracellular matrix production of vascular smooth muscle cells[J].Biomaterials， 2004，22:439-444.

[16]Weinberg CB，Bell E.A blood vessel model constructed from collagen and cultured vascular cells[J]. Science，1986，231:397-400.

[17]Huynh T，Abraham G，Murray J，et al.Remodeling of an acellular collagen graft into a physiologically responsive neovessel[J].Nat Biotechnol， 1999，17:1083-1086.

[18]Roeder R，Wolfe J，Lianakis N，et al.Compliance，elastic modulus， and burst pressure of small-intestine submucosa(SIS)，small-diameter vascular grafts[J].J Biomed Mater Res，1999，47:65-70.

[19]Opitz F，Schenke-Layland K，Cohnert TU，et al.Tissue engineering of aortic tissue: dire consequence of suboptimal elastic fiber synthesis in vivo[J].Cardiovasc Res，2004，63(4):719-730.

[20]Tsai SH，Liu YW，Tang WC，et al.Characterization of porcine arterial endothelial cells cultured on amniotic membrane， a potential matrix for vascular tissue engineering[J]. Biochem Biophys Res Commun，2007，357(4):984-990.

[21]Teebken OE，Bader A，Steinhoff G，et al.Tissue engineering of vascular grafts: human cell seeding of decellularised porcine matrix[J].Eur J Vasc Endovasc Surg，2000，19(4):381-386.

[22]Schaner PJ，Martin ND，Tulenko TN，et al.Decellularized vein as a potential scaffold for vascular tissue engineering[J].J Vasc Surg，2004，40(1):146-153.

[23]Yim EK，Liao IC，Leong KW.Tissue compatibility of interfacial polyelectrolyte complexation fibrous scaffold:evaluation of blood compatibility and biocompatibility[J].Tissue Eng，2007，13(2):423-433.

[24]Couet F，Rajan N，Mantovani D.Macromolecular biomaterials for scaffold-based vascular tissue engineering[J].Macromol Biosci，2007，7(5):701-718.

[25]Niklason LE，Gao J，Abbott WM，et al.Functional arteries grown in vitro[J].Science，1999，284:489-493.

[26]Shum-Tim D，Stock U，Hrkach J.Tissue engineering of autologous aorta using a new biodegradable polymer[J].Ann Thorac Surg，1999，68（6）：2298-2304;discussion 2305.

[27]Aper T，Teebken OE，Steinhoff G，et al.Use of a fibrin preparation in the engineering of a vascular graft model[J].Eur J Vasc Endovasc Surg，2004，28(3):296-302.

[28]Jun HW，West J.Development of a YIGSR-peptide-modified polyurethaneurea to enhance endothelialization[J].JBiomater SciPolymEd，2004，15(1):73-94.

[29]Ratner BD.Surface modification of polymers: chemical， biological and surface analytical challenges[J].BiosensBioelectron，1995，0(9-10):797-804.

[30]Fussell GW，Cooper SL.Synthesis and characterization of acrylic terpolymers with RGD peptides for biomedical applications[J].Biomaterials，2004，25(15):2971-2978.

[31]Fussell GW，Cooper SL.Endothelial cell adhesion on RGD-containing methacrylate terpolymers[J].J Biomed Mater Res A，2004，70A(2):265-273.

[32]Furukawa KS， Ushida T， Toita K， et al.Hybrid of gel-cultured smooth muscle cells with PLLA sponge as a scaffold towards blood vessel regeneration[J].Cell Transplant，2002，11(5):475-480.

[33]Iwai S，Sawa Y，Ichikawa H，et al.Biodegradable polymer with collagen microsponge serves as a newbioengineered cardiovascular prosthesis[J].J Thorac Cardiovasc Surg，2004，128(3):472-479.

[34]Kim BS，Putnam AJ，Kulik TJ，et al.Optimizing seeding and culture methods to engineer smooth muscle tissue on biodegradable polymer matrices [J]. Biotechnol Bioeng，1998，57(1):46-54.

[35]Conklin BS， Surowiec SM， Lin PH，et al.A simple physiologic pulsatile perfusion system for the study of intact vascular tissue[J]. Med Eng Phys，2000，22:441-449.

[36]Williams C，Wick TM.Perfusion bioreactor for small diameter tissue-engineered arteries. Tissue Eng，2004，10(5-6):930-941.

[37]Williams C，Wick TM.Endothelial cell-smooth muscle cell co-culture in a perfusion bioreactor system[J].Ann Biomed Eng，2005，33(7):920-928.

[38]Hoerstrup SP，Zund G，Sodian R，et al.Tissue engineering of small caliber vascular grafts[J]. Eur J Cardiothorac Surg，2001，20(1):164-169.

[39]Boccafoschi F，Rajan N，Habermehl J，et al.Preparation and characterization of a scaffold for vascular tissue engineering by direct-assembling of collagen and cells in a cylindrical geometry[J].Macromol Biosci，2007，7(5):719-726.

[40]Chue WL，Campbell GR，Caplice N，et al.Dog peritoneal and pleural cavities as bioreactors to grow autologousvascular grafts[J].J Vasc Surg，2004，39(4):859-867.

[收稿日期]2007-06-06 [修回日期]2007-08-15

編輯/李陽利

注：“本文中所涉及到的圖表、注解、公式等內容請以PDF格式閱讀原文。”