半夏PtNAC48基因克隆與表達分析

摘要：根據半夏三代轉錄組數據，利用PCR技術克隆PtNAC48基因，并對其進行生物信息學分析；利用qRT-PCR技術檢測該基因在半夏根、塊莖、葉柄、葉片4個組織部位和15% PEG 4000模擬干旱脅迫處理下不同時間段的基因表達變化，以探究干旱脅迫下PtNAC48的功能與作用，為后續研究該基因響應半夏干旱脅迫的分子機制奠定基礎。結果表明，成功克隆PtNAC48基因，基因編碼區全長1 086 bp，編碼361個氨基酸，含有NAC轉錄因子典型NAM保守結構域；亞細胞定位預測其定位在細胞核中，PtNAC48是親水性蛋白，無信號肽與跨膜結構，存在糖基化和磷酸化位點。序列比對和進化分析表明，PtNAC48和其他物種已報道的NAC蛋白有相似的保守序列，與玉米ZmNAC071親緣關系最近。qRT-PCR技術檢測結果顯示，PtNAC48基因在半夏的葉柄中表達量最高，在根中最低，模擬干旱處理下該基因表達量隨處理時間逐漸升高，脅迫24 h時表達量最高，隨后呈下降趨勢；轉錄激活試驗證明PtNAC48蛋白不具有轉錄自激活活性。PtNAC48基因受干旱脅迫誘導表達，推測該基因在響應半夏干旱脅迫中發揮著重要作用。

關鍵詞：半夏；NAC轉錄因子；基因克隆；生物信息學；干旱脅迫；表達分析；轉錄激活

中圖分類號：S188；S567.23+9.01" 文獻標志碼：A

文章編號：1002-1302（2025）04-0218-07

收稿日期：2024-01-18

基金項目：國家自然科學基金面上項目（編號：82274048）；安徽省高校優秀科研創新團隊（編號：2022AH010029）；2023年大學生創新創業訓練計劃項目（編號：S202310373057）。

作者簡介：蘇傳棟（1998—），男，安徽淮南人，碩士研究生，從事藥用植物研究。E-mail：scd18555969851@163.com。

通信作者：伯 晨，博士，講師，從事玉米和藥用植物方面的研究，E-mail：boc2625@163.com；薛建平，博士，教授，從事藥用植物生物技術、藥用植物資源學等方面的研究，E-mail：xuejp@163.com。

植物在生長發育過程中經常會受到高溫、低溫、干旱、高鹽等非生物因素的影響，受環境脅迫，大量脅迫響應基因被誘導表達［1］。水分是植物賴以生存的條件之一，缺水時植物為了抵御干旱環境的影響進化出多種機制以適應外界環境變化，其中就包括基因表達［2-3］。轉錄因子（transcription factor，TF）是一類擁有抵御生物脅迫與非生物脅迫作用的調控蛋白，能與真核生物基因啟動子的順式作用元件特異性結合，從而激活或抑制下游基因的轉錄和表達，在植物的生長發育中起到重要作用［4］。隨著生物技術的不斷發展，研究人員已經在不同植物中發現大量的轉錄因子并確定了它們的功能［5］。

NAC（NAM、ATF1/2和CUC2）轉錄因子家族是植物中特有的一類轉錄因子，廣泛存在于各種植物中，并且在植物響應生物與非生物脅迫中起到重要作用［6-7］。其N末端有一個高度保守的DNA結合結構域，該結構域分為A～E 5個子結構域，其中 A～D組成名為NAM的結構域，D、E與DNA結合有關，C末端有高度可變的轉錄調控結構域［8-9］。子結構域C、D高度保守，起到與DNA結合的作用，子結構域B和E可與C端的結構域一起調控NAC蛋白功能的多樣性［10］。NAC轉錄因子在植物響應多種逆境脅迫中發揮著重要作用。在棉花（Gossypium）中，GhNAC2-A06通過去除過量活性氧（ROS）抵御干旱脅迫，進一步研究發現干旱脅迫處理下該基因沉默的植株生長狀態較對照植株更差，說明GhNAC2-A06在棉花干旱脅迫響應中發揮了重要的調控作用；在水稻（Oryza sativa）中，研究發現ONAC022受干旱、高鹽、ABA誘導上調表達，將其過表達到水稻中，結果表明該基因的過表達可通過ABA介導途徑提高轉基因水稻的耐旱能力；在甘菊（Chrysanthemum lavandulifolium）中，DINAC1被證明增強了下游脅迫相關基因的表達，進而增強了轉基因甘菊對干旱、低溫和高鹽的耐受性；在小黑麥（×Triticosecale Wittmack）中研究發現，抗旱基因TwNAC01在過表達擬南芥中能通過增加根長和減少體內ROS含量來提高植物的耐受性；此外，研究發現在干旱、ABA、鹽脅迫下，蕎麥（Fagopyrum esculentum）中的FtNAC31基因上調表達，通過ABA依賴途徑增強了轉基因擬南芥的耐鹽性和抗旱性［11-15］。以上研究表明，NAC轉錄因子家族在調控植物抗旱性方面發揮著重要的作用。

半夏（Pinellia ternata）為天南星科植物，其藥用器官塊莖含有生物堿、有機酸、黃酮類等多種活性物質，有燥濕化痰、止吐、抗炎等多種藥理作用，同時也是治療新冠病毒的中藥材之一［16-19］。半夏喜陰，懼光怕熱，最適生長溫度15～25 ℃，在土壤缺水的環境下半夏地上部分出現枯萎死亡的現象稱為“倒苗”，“倒苗”現象的出現嚴重影響了半夏的品質和產量［20-21］。因此半夏抗旱性的研究對于提高產量具有重要意義。本研究基于半夏三代轉錄組數據，獲得半夏抗旱相關基因PtNAC48并克隆出其CDS全長序列，對其進行初步的生物信息學、表達模式和轉錄活性分析，為后續深入研究其抗旱生物學功能提供理論依據。

1 材料與方法

1.1 試驗材料

供試半夏品種為淮北師范大學試驗田（117.93°E，33.55°N）收取的宿半夏，于2022年10月采樣后進行后續試驗。取大小、形態相似的半夏塊莖種于花盆中，置于25 ℃恒溫光照培養箱培養（16 h光照/8 h 黑暗），半夏長至3葉期時，選擇長勢一致的半夏幼苗分別取根、塊莖、葉柄、葉片放入液氮中速凍，放置在-80 ℃冰箱保存。另選取一些長勢一致的3葉期半夏幼苗，用15%PEG-4000溶液對其噴灑，模擬干旱脅迫。在0、4、12、24、48、72 h分別取整株半夏作為待測樣品，取樣之后迅速放入液氮中速凍，放置在-80 ℃冰箱保存，待測樣品進行3次生物學重復。

供試的Trizol總RNA提取試劑盒購自上海圣爾生物科技有限公司；反轉錄試劑購自abm生物公司；瓊脂糖凝膠DNA膠回收試劑盒和質粒小提試劑盒均購自天根生化科技（北京）有限公司；Blunt-simple載體購自北京全式金生物技術股份有限公司；Taq SYBR Green qPCR Premix（Universal）購自江蘇百時美生物科技有限公司。

1.2 試驗方法

1.2.1 RNA提取及cDNA的合成 利用Trizol總RNA提取試劑盒提取半夏不同組織部位和模擬干旱脅迫不同處理時間的總RNA，使用Maestrogen超微量分光光度計測量RNA濃度，通過1%瓊脂糖凝膠電泳檢測RNA的完整性。參照反轉錄試劑盒說明書將提取的RNA反轉錄成cDNA，放置-20 ℃冰箱用于后續試驗（克隆基因以干旱脅迫處理0 h下的cDNA為擴增模板）。

1.2.2 半夏PtNAC48基因的克隆 根據半夏3代轉錄組數據提供的PtNAC48基因CDS全長序列為模板，利用Primer Premier 5.0軟件設計擴增引物，引物為PtNAC48-F（ATGGGTCAAGTGTCACTTCCAC）、PtNAC48-R（TCAATGAACAGTCCTCCAGTCATC）。25 μL PCR反應體系為：12.5 μL 2×Taq PCR Master Mix-Dye，上下游引物（10 mol/L）各1 μL，cDNA模板2 μL，ddH2O 8.5 μL。反應條件為：94 ℃ 預變性5 min；94 ℃變性30 s，62 ℃退火 1 min，72 ℃延伸1 min，35個循環；72 ℃終延伸 10 min。PCR產物經1%瓊脂糖凝膠電泳后，用膠回收試劑盒回收目的片段，連接到blunt載體上并轉化大腸桿菌DH5α感受態細胞，篩選陽性單克隆菌株，并將其送至通用生物（安徽）股份有限公司測序。

1.2.3 PtNAC48生物信息學分析 生物信息學分析軟件及網址見表1；利用DNAMAN軟件對其進行氨基酸多序列比對；使用MEGA 11軟件構建系統進化樹。

1.2.4 PtNAC48表達模式分析 以不同部位和模擬干旱脅迫不同處理時間（0、4、12、24、48、72 h）的半夏cDNA為模板，Pt18SrRNA為內參基因（Pt18SqRT-F：CGCATATAAATAAACGGAGGAA；Pt18SqRT-R：GACGCTTCTACAGACTACA），檢測PtNAC48（PtNAC48qRT-F：GTGGCAAGAAGAGGACTTGC；PtNAC48qRT-R：CAGAATGGGCTACCTCCAAA）的相對表達量。反應總體系為10 μL，Taq SYBR Green qPCR Premix 5 μL，上下游引物（10 mol/L）各0.4 μL，cDNA模板1 μL，dd H2O 3.2 μL。qPCR反應程序為：95 ℃預變性30 s；95 ℃變性10 s，60 ℃退火30 s，運行40個循環，進行3次技術重復，獲得的數據采用2-ΔΔCT法進行分析［22］。

1.2.5 轉錄激活試驗 將PtNAC48基因通過同源重組的方法構建重組載體pGBKT7-PtNAC48，在無菌操作臺中將陽性質粒（1 μg pGBKT7-53+1 μg pGADT7-T）、陰性質粒（1 μg pGBKT7空載）、重組載體分別與100 ℃加熱10 min的carrier DNA一起分別轉入50 μL Y2HGold酵母感受態細胞中輕彈混勻，加入250 μL LiAC（醋酸鋰），輕彈混勻，30 ℃水浴30 min，42 ℃水浴15 min，冰上穩定2 min，5 000 r/min 離心40 s之后棄上清，取400 μL ddH2O重懸再次離心棄上清，取100～130 μL ddH2O重懸，取50 μL涂板（陰性對照與重組質粒涂在SD/-Trp培養基，陽性對照涂在SD/-Leu/-Trp培養基），30 ℃倒置培養48～96 h。待菌斑長出后，用槍頭挑取完整菌斑用ddH2O重懸混勻，按10-1等比例稀釋重懸液，點斑于SD/-Trp與SD/-Trp/-Leu/-His/X-α-gal培養平板上，置于30 ℃培養箱正置6 h，然后倒置培養48 h，觀察酵母生長狀態。

2 結果與分析

2.1 PtNAC48基因克隆

以半夏cDNA為模板進行PCR擴增，克隆得到長度為1 086 bp的目的條帶（圖1），膠回收純化后與blunt載體連接并轉化到大腸桿菌感受態中，挑選陽性單克隆菌落送測，測序結果與轉錄組中的CDS序列一致。

2.2 PtNAC48生物信息學分析

使用ExPASy-ProtParam在線軟件對PtNAC48氨基酸序列的理化性質進行分析，PtNAC48所編碼的蛋白共有361個氨基酸；蛋白分子式為C1 802H2 765N493O543S20；理論相對分子質量為 40.67 ku，等電點為5.29；脂肪族指數為67.45，蛋白不穩定指數為41.84gt;40；蛋白親疏水性分析發現，疏水性最大值與最小值分別為1.900與 -3.111，屬于不穩定親水性蛋白（圖2）。

亞細胞定位預測結果顯示，其定位于細胞核內，跨膜域預測與信號肽預測結果（圖3和圖4）顯示PtNAC48無明顯跨膜結構和信號肽，屬于非分泌蛋白。保守結構域分析表明（圖5），PtNAC48蛋白N端具有NAM的保守結構域，該蛋白含有Cl03558超家族（屬于NAM蛋白家族）的特征蛋白序列，由此推測半夏PtNAC48蛋白屬于Cl03558超家族成員。

利用在線軟件SOPMA對PtNAC48蛋白進行二級結構預測（圖6），發現其主要結構為無規則卷曲（63.71%），還有α-螺旋（16.62%）與延伸鏈（14.96%）以及少量的β-折疊（4.71%），由于無規則卷曲所占比例較大，其結構可能比較復雜。運用SWISS-MODEL，預測PtNAC48蛋白的三級結構（圖7）， 以A0A843VP19_COLES蛋白AlphaFold DB

為模型，其QMEAN值為0.57，預測結果表明該蛋白以無規則卷曲為主，結果與二級結構預測一致。糖基化位點預測結果（圖8）顯示，可能存在糖基化位點（數值大于0.5）。蛋白質磷酸化廣泛參與植物生長發育的調控［23］。通過對PtNAC48基因編碼的蛋白使用Nethos 3.1在線軟件進行磷酸化位點的預測（圖9），結果顯示PtNAC48有絲氨酸21個、蘇氨酸16個、酪氨酸5個，絲氨酸的值遠遠高于臨界值0.5。

2.3 PtNAC48多序列比對和系統進化樹構建

將PtNAC48蛋白序列與玉米、黑小麥、鷹嘴豆（Cicer arietinum）等物種中已明確生物學功能的NAC蛋白序列使用DNAMAN軟件進行比對，使用MEGA 11軟件構建系統進化樹，結果顯示半夏

PtNAC48與玉米ZmNAC071的親緣關系最近（圖10），根據序列比對的結果發現不同物種之間存在的NAC轉錄因子保守結構域的一致性較高，而非保守結構域的差異較大（圖11）。

2.4 PtNAC48組織表達模式與干旱誘導表達模式的分析

使用qRT-PCR檢測PtNAC48在半夏根、葉柄、葉片、塊莖部位中的表達量。結果顯示其在葉柄中表達量最高，根中表達量最少，表明該基因在半夏不同組織部位的表達具有差異性。對半夏使用15% PEG 4000進行模擬干旱脅迫，以不同處理時間的半夏為材料，Pt18S rRNA為內參基因，對PtNAC48基因進行qRT-PCR分析，發現PtNAC48表達量在干旱處理0～24 h呈上升趨勢，在24 h達到最大，之后表達量逐漸降低（圖12）。

2.5 轉錄激活試驗

將陽性對照、pGBKT7-PtNAC48M2（對于該基因全長鑒定后發現其具有轉錄自激活活性，需找到其無活性區段進行酵母雙雜交篩選互作蛋白，對該基因進行分段鑒定，該基因共分成4段，命名為M1、M2、M3、M4，M2段包含N端與該基因domain并驗證無轉錄自激活活性，可用于后續試驗驗篩選互作蛋白）、陰性對照點斑于SD/-Trp與SD/-Trp/-Leu/-His/X-α-gal固體培養板上，結果（圖13）顯示在SD/-Trp的平板上，對照組和試驗組均生長良好；在SD/-Trp/-Leu/-His/X-α-gal平板上，只有陽性對照可以正常生長，pGBKT7-PtNAC48M2與陰性對照不能正常生長，結果表明PtNAC48不具有轉錄自激活活性。

3 討論與結論

干旱是影響植物生長發育的主要因素之一，提高植物的抗旱能力是解決干旱影響較為有效的途徑。

隨著研究技術及設備的不斷發展，許多與干旱脅迫誘導相關的基因已經在許多植物中被發現并已解析出其功能和信號通路，使得通過遺傳和分子層面操作提高植物的抗逆能力得以實現［24-25］。轉錄因子作為基因表達的調節因子，是提高植物抗逆性的關鍵因素。NAC轉錄因子在許多植物物種中均有報道，包括擬南芥、水稻、玉米、大豆和土豆［26-30］。作為植物體內的一類重要調控蛋白，NAC在干旱、高溫等非生物脅迫的應答過程中發揮重要作用。然而，與其他植物相比半夏NAC蛋白的生物學功能報道以及作用機制的研究十分罕有，嚴重制約著對這一類型基因的發現和利用。因此，分析并克隆半夏NAC家族基因，并進行生物信息學和表達模式分析，有利于解析半夏響應干旱脅迫的機制。

對本研究克隆得到的PtNAC48基因進行初步生物信息學分析，發現該基因CDS序列長 1 086 bp，可編碼361個氨基酸殘基，相對分子量40.67 ku，等電點為5.29，屬于親水性蛋白。該基因編碼的蛋白具有NAC轉錄因子家族的NAM結構域，是典型的NAC家族成員，亞細胞定位預測顯示該基因定位在細胞核，無信號肽和跨膜結構域等結構，在預測的二級、三級結構中無規則卷曲占比較大，這與關于毛紅椿、大蒜等NAC轉錄因子的研究結果相同，與已知的NAC轉錄因子結構相符［31-32］。糖基化位點預測PtNAC48可能存在糖基化位點（數值大于0.5），磷酸化位點預測顯示其含有多個磷酸化位點且以絲氨酸最多，說明該蛋白可能通過調控相應的磷酸化位點發揮功能，也證明了在真核生物中發生磷酸化的位點主要在絲氨酸上［33］。系統進化樹分析發現PtNAC48與玉米的ZmNAC071親緣關系較近。ZmNAC071基因過表達負調控ROS清除系統、降低脯氨酸的含量和膜的穩定性，從而增強了轉基因植物對ABA和滲透脅迫的敏感性［34］。推測它們可能在逆境脅迫方面具有相似的作用，為進一步研究PtNAC48基因干旱脅迫相關功能提供了參考。

組織表達模式和誘導表達模式分析顯示，PtNAC48基因在半夏幼苗的根、葉柄、葉片、塊莖中均有表達，但葉柄中含量最高，葉片與塊莖次之，根中含量最少，推測PtNAC48基因可通過葉柄和葉片調控半夏生長發育過程與抗旱功能。對半夏模擬干旱脅迫發現，在脅迫后24 h內PtNAC48基因的表達量逐步升高，4～12 h增長率最大，在24 h達到最大值，之后明顯降低。有研究表明在其他植物中NAC轉錄因子在干旱脅迫之后基因的表達量會迅速升高并達到最大值［35-36］，推測PtNAC48基因可迅速響應干旱脅迫信號并參與到半夏抵御干旱脅迫的通路中。以上研究說明該基因能積極響應半夏干旱脅迫，據此初步推測PtNAC48基因在半夏響應干旱脅迫過程中發揮著調控作用。在研究轉錄因子時，判斷其在酵母細胞是否具有轉錄自激活活性，是后續進一步分析轉錄調控網絡和酵母文庫互作蛋白篩選的關鍵步驟。半夏PtNAC48屬于NAC轉錄因子家族，轉錄激活試驗結果表明，PtNAC48蛋白不具有轉錄自激活活性，推測其可能與互作蛋白結合調控基因表達從而參與半夏對干旱脅迫的響應。

目前對半夏中NAC基因的研究幾乎罕有，本研究從半夏中發現并克隆出干旱脅迫相關基因PtNAC48，屬于NAC轉錄因子家族，對其進行了初步的生物信息學分析和基因表達模式分析，保守序列比對和系統發育樹表現出與其他已報道的NAC轉錄因子具有相似性，基因表達分析結果表明PtNAC48基因對干旱脅迫作出了積極響應，轉錄激活試驗驗證了該蛋白不具有轉錄自激活活性。為進一步挖掘PtNAC48基因在半夏中的抗旱分子機制，增強半夏在干旱環境中的生長能力，筆者計劃對PtNAC48進行基因功能驗證，以闡明該基因在干旱脅迫響應中的機制。

參考文獻：

［1］Huang Q J，Wang Y，Li B，et al. TaNAC29，a NAC transcription factor from wheat，enhances salt and drought tolerance in transgenic Arabidopsis［J］. BMC Plant Biology，2015，15：268.

［2］張 雨，蘇 旭，劉玉萍，等. 沙鞭PvDREB基因克隆與表達特異性分析［J］. 西北植物學報，2023，43（2）：202-210.

［3］Mijiti M，Wang Y C，Wang L Q，et al. Tamarix hispida NAC transcription factor ThNAC4 confers salt and drought stress tolerance to transgenic Tamarix and Arabidopsis［J］. Plants，2022，11（19）：2647.

［4］張 麗，張 庭，譚登峰，等. 玉米ZmNAC99基因的克隆及干旱誘導表達分析［J］. 西北植物學報，2017，37（4）：629-635.

［5］Mohanta T K，Yadav D，Khan A，et al. Genomics，molecular and evolutionary perspective of NAC transcription factors［J］. PLoS One，2020，15（4）：e0231425.

［6］Zhao S P，Jiang T，Zhang Y，et al. Identification of the NAC transcription factors and their function in ABA and salinity response in Nelumbo nucifera［J］. International Journal of Molecular Sciences，2022，23（20）：12394.

［7］Nuruzzaman M，Sharoni A M，Kikuchi S. Roles of NAC transcription factors in the regulation of biotic and abiotic stress responses in plants［J］. Frontiers in Microbiology，2013，4：248.

［8］Yang S D，Seo P J，Yoon H K，et al. The Arabidopsis NAC transcription factor VNI2 integrates abscisic acid signals into leaf senescence via the COR/RD genes［J］. The Plant Cell，2011，23（6）：2155-2168.

［9］Wang Q，Guo C，Li Z Y，et al. Potato NAC transcription factor StNAC053 enhances salt and drought tolerance in transgenic Arabidopsis［J］. International Journal of Molecular Sciences，2021，22（5）：2568.

［10］Ooka H，Satoh K，Doi K，et al. Comprehensive analysis of NAC family genes in Oryza sativa and Arabidopsis thaliana［J］. DNA Research，2003，10（6）：239-247.

［11］Saimi G，Wang Z Y，Liusui Y H，et al. The functions of an NAC transcription factor，GhNAC2-A06，in cotton response to drought stress［J］. Plants，2023，12（21）：3755.

［12］Hong Y B，Zhang H J，Huang L，et al. Overexpression of a stress-responsive NAC transcription factor gene ONAC022 improves drought and salt tolerance in rice［J］. Frontiers in Plant Science，2016，7：4.

［13］Yang Y F，Zhu K，Wu J，et al. Identification and characterization of a novel NAC-like gene in chrysanthemum （Dendranthema lavandulifolium）［J］. Plant Cell Reports，2016，35（8）：1783-1798.

［14］Wang M，Ren L T，Wei X Y，et al. NAC transcription factor TwNAC01 positively regulates drought stress responses in Arabidopsis and Triticale［J］. Frontiers in Plant Science，2022，13：877016.

［15］Zhao J L，Wu Q，Wu H L，et al. FtNAC31，a Tartary buckwheat NAC transcription factor，enhances salt and drought tolerance in transgenic Arabidopsis［J］. Plant Physiology and Biochemistry，2022，191：20-33.

［16］耿曉桐，劉 琦，花嬌嬌，等. 半夏化學成分及藥理作用研究進展［J］. 山西化工，2023，43（9）：53-54，61.

［17］郭連安，莫讓瑜，譚 均，等. 高溫脅迫下半夏葉片的轉錄組分析［J］. 甘肅農業大學學報，2022，57（3）：84-94.

［18］趙 麗，徐加兵，陳曉蘭，等. 半夏地上、地下部分活性成分分析及鎮咳作用比較［J］. 中國藥房，2023，34（11）：1337-1342.

［19］孫元鵬，劉于思，程 正，等. 用于治療新冠肺炎的中藥材半夏道地性保護研究［J］. 湖北農業科學，2020，59（13）：199-204.

［20］黃文靜，孫曉春，李 鉑，等. 干旱脅迫誘導半夏倒苗的細胞程序性死亡研究［J］. 中國中藥雜志，2019，44（10）：2020-2025.

［21］馬聰吉，張智慧，王 麗，等. 不同溫度對半夏倒苗的影響［J］. 云南農業科技，2021（6）：11-13.

［22］Livak K J，Schmittgen T D.Analysis of relative gene expression data using real-time quantitative PCR and the 2-ΔΔCT method［J］. Methods，2001，25（4）：402-408.

［23］McCahill I W，Hazen S P. Regulation of cell wall thickening by a medley of mechanisms［J］. Trends Plant Sci，2019，24（9）：853-866.

［24］李 健，李 曦，農艷豐.芒果bZIP轉錄因子基因的克隆、亞細胞定位及表達分析［J］. 江蘇農業科學，2023，51（21）：29-36.

［25］紀藝紅，索梅芹，邵子瑩，等. 馬鈴薯StNAC6基因克隆及干旱脅迫表達分析［J］. 江蘇農業科學，2024，52（11）：51-60.

［26］Jensen M K，Kjaersgaard T，Nielsen M M，et al. The Arabidopsis thaliana NAC transcription factor family：structure-function relationships and determinants of ANAC019 stress signalling［J］. Biochemical Journal，2010，426（2）：183-196.

［27］Nuruzzaman M，Manimekalai R，Sharoni A M，et al. Genome-wide analysis of NAC transcription factor family in rice［J］. Gene，2010，465（1/2）：30-44.

［28］Wang G R，Yuan Z，Zhang P Y，et al. Genome-wide analysis of NAC transcription factor family in maize under drought stress and rewatering［J］. Physiology and Molecular Biology of Plants，2020，26（4）：705-717.

［29］Le D T，Nishiyama R，Watanabe Y，et al. Genome-wide survey and expression analysis of the plant-specific NAC transcription factor family in soybean during development and dehydration stress［J］. DNA Research，2011，18（4）：263-276.

［30］Singh A K，Sharma V，Pal A K，et al. Genome-wide organization and expression profiling of the NAC transcription factor family in potato （Solanum tuberosum L.）［J］. DNA Research，2013，20（4）：403-423.

［31］鐘秋蔚，馬際凱，賈 婷，等. 毛紅椿TcNAC2基因克隆及在干旱脅迫下的表達分析［J］. 江西農業大學學報，2023，45（5）：1051-1060.

［32］閆藝薇，田 潔. 大蒜NAC基因家族的鑒定與低溫表達分析［J］. 中國農業科技導報，2023，25（4）：67-76.

［33］Zeng Z，Li F，Huang R Y，et al. Phosphoproteome analysis reveals an extensive phosphorylation of proteins associated with bast fiber growth in ramie［J］. BMC Plant Biology，2021，21（1）：473.

［34］He L，Bian J，Xu J Y，et al. Novel maize NAC transcriptional repressor ZmNAC071 confers enhanced sensitivity to ABA and osmotic stress by downregulating stress-responsive genes in transgenic Arabidopsis［J］. Journal of Agricultural and Food Chemistry，2019，67（32）：8905-8918.

［35］Yu M X，Liu J L，Du B S，et al. NAC transcription factor PwNAC11 activates ERD1 by interaction with ABF3 and DREB2A to enhance drought tolerance in transgenic Arabidopsis［J］. International Journal of Molecular Sciences，2021，22（13）：6952.

［36］Mao H D，Yu L J，Han R，et al. ZmNAC55，a maize stress-responsive NAC transcription factor，confers drought resistance in transgenic Arabidopsis［J］. Plant Physiology and Biochemistry，2016，105：55-66.