羊捻轉血矛線蟲病檢測方法研究進展

張少華,王 帥,鄒 揚,劉仲藜,才學鵬

(1.中國農業科學院蘭州獸醫研究所 動物疫病防控全國重點實驗室,蘭州 730000;2.甘肅農業大學動物醫學院,蘭州 730070)

捻轉血矛線蟲(Haemonchuscontortus)是一種嚴重危害反芻動物健康的土源性線蟲;分類上隸屬于圓線目(Strongylata)、毛圓科(Trichostrongylidae)、血矛屬(Haemonchus)[1]。該線蟲具有致病力強、繁殖力高和嗜血量大的特性;當寄生于羊皺胃內可引起捻轉血矛線蟲病,又稱“捻轉胃蟲病”,對羔羊危害最為嚴重[2-3]。該病在我國牧區感染率高達90%[4-5],已被列為三類動物疫病。捻轉血矛線蟲生活史無需中間宿主,蟲卵在外界約需7 d發育為第三期(L3)感染性幼蟲;L3幼蟲被宿主食入后經2次蛻皮在皺胃發育為成蟲(圖1)。感染潛伏期為18～21 d;此期間因L4幼蟲口囊有矛狀齒,感染11 d左右已開始損傷宿主黏膜引起出血。據估算,每條成蟲每天吸血量約50 μL;感染2 000條成蟲的病羊日失血量至少100 mL;且每條雌蟲日產卵5 000～15 000枚,可持續生產大量L3幼蟲,過度污染草場和牧場環境,嚴重影響羊只生產性能和健康,對養羊業造成重大經濟損失[6-8]。

圖片修改自https://www.scops.org.uk/internal-parasites/worms/species-and-lifecycles/。PCV. 血紅細胞壓積;FAMACHA. 貧血檢測卡片;PNA. 花生凝集素;qPCR. 實時熒光定量PCR;ddPCR. 微滴數字PCR;RPA-LFS.重組酶聚合酶擴增-側流層析試紙條The figure modified from https://www.scops.org.uk/internal-parasites/worms/species-and-lifecycles/. PCV. Packed cell volume; FAMACHA. Faffa Malan chart; PNA. Peanut agglutinin; qPCR. Real-time PCR; ddPCR. Droplet digital PCR. RPA-LFS. Recombinase polymerase amplification-lateral flow strip圖1 羊捻轉血矛線蟲生活史及相關檢測方法Fig.1 The typical life cycle and some related detection approaches for Haemonchus contortus in sheep and goats

羊捻轉血矛線蟲病防控暫無安全長效疫苗可用,藥物防控仍是相對有效的方法,但存在嚴重的耐藥性和藥物殘留問題[9]。可靠、準確的檢測手段對該病感染診斷和判斷驅蟲時機至關重要;同時在流行病學調查、耐藥性監測及減少牧場環境污染等方面都發揮著關鍵作用[10-11]。目前可通過臨床檢測、病原檢測、血清學檢測及核酸檢測等方法對該病進行感染性診斷和耐藥性監測[10]。常用方法包括貧血檢測卡片(Faffa Malan chart, FAMACHA)、糞便蟲卵計數(faecal egg count,FEC)、酶聯免疫吸附試驗(enzyme linked immunosorbent assay, ELISA)、聚合酶鏈式反應(polymerase chain reaction, PCR)、環介導等溫擴增(loop-mediated isothermal amplification,LAMP)、重組酶聚合酶擴增(recombinase polymerase amplification, RPA)及測序技術等(圖1)。本文綜述了國內外報道的各種羊捻轉血矛線蟲病檢測技術,并對各種方法優缺點和應用價值進行了比較分析;同時探討了未來診斷技術發展趨勢,以期為我國羊捻轉血矛線蟲病綜合防控策略提供科學信息和技術參考。

1 臨床診斷依據

臨床癥狀和流行病學分析是進行寄生蟲病初步診斷的重要依據。捻轉血矛線蟲在世界各地均有流行,與氣候和季節有密切關系。我國牧區5～6月和8～10月為感染高峰期;此階段適宜幼蟲發育,哺乳期母羊及羔羊易于感染[3-4]。該病發病率和死亡率取決于L3幼蟲的攝入量,臨床表現為超急性、急性和慢性感染;最顯著的特征是衰弱和貧血,伴隨消瘦、皮下水腫、可視黏膜蒼白、腹瀉等癥狀,嚴重感染時可致死[10,12]。

2 貧血檢測

捻轉血矛線蟲蟲體負荷與宿主貧血存在顯著的相關性[13];病羊一般在感染14 d之后出現明顯貧血。國內外已報道通過測定血紅細胞壓積(PCV)、觀察結膜顏色及檢測糞便血紅蛋白(haemoglobin,Hb)等快速評價羊群貧血的嚴重程度。

2.1 PCV測定

PCV下降表明動物有貧血風險,但無單一的PCV參考值。目前公認PCV值≤15%為捻轉血矛線蟲嚴重感染指標,需要進行驅蟲治療[14-15]。PCV值也不能單獨作為診斷捻轉血矛線蟲的有效參數,常與其他方法聯合使用。

2.2 FAMACHA卡片

貧血檢測卡片(Faffa Malan chart, FAMACHA)是一種通過觀察羊只結膜顏色評估貧血程度的簡單臨床工具,在熱帶或亞熱帶流行區應用較廣。卡片按1～5進行評分,1和2(紅色或粉紅色)為無貧血;3(淺粉色)為輕度貧血;4(粉白色)為貧血;5(蒼白)為嚴重貧血[14,16]。因FAMACHA和PCV有較好的相關性,國外學者多采用聯合分析進行羊群感染狀況調查[17];但標準設定對特異性和敏感性有影響,如設定卡片評分為3～5,不同PCV閾值下檢測敏感性為91.2%～94.6%,特異性為30.1%～31.9%;而設定評分4～5,敏感性降低為30.8%～48.7%,特異性明顯提高為77.6%～79.8%[18]。FAMACHA卡片實用性強,對綿羊和山羊貧血均有較好的檢測效果,結合其他技術可在現場對病羊進行選擇性驅蟲治療。缺點在于診斷羔羊貧血敏感性低,嚴重依賴于操作人員的經驗,檢測費力,需進行專門技術培訓。

2.3 糞便潛血(fecal occult blood,FOB)檢測

羊感染捻轉血矛線蟲11 d左右的糞便中出現FOB;因此,通過檢測FOB可評估綿羊感染捻轉血矛線蟲的嚴重程度。Colditz和Le Jambre[19]使用拜耳潛血試劑盒檢測綿羊糞便樣本中FOB,當每克糞便蟲卵數(EPG)>2 000,其敏感性和特異性分別達92.0%和94.2%;該方法可作為羊群嚴重感染發病的預警指標。Rodríguez等[20]用不同品牌試紙條檢測羔羊感染11 d糞便中均含FOB,而PCV從感染18 d開始降低。FOB檢測快速經濟,對重度感染動物檢測精確度高,檢出時間較FEC提前至少7 d,可作為現場吸血線蟲感染的初篩檢測方法。但需與其他腸道出血性疾病鑒別。

2.4 光譜法

Kho等[21-22]證明近紅外光譜(visible-near infrared spectroscopy,NIRS)能夠檢測和量化綿羊糞便中的Hb;設定驅蟲治療閾值為3 μg Hb·mg-1糞便時,建立的偏最小二乘回歸模型預測精度良好,靈敏度57%～94%,特異性44%～79%,可成功區分健康與需要驅蟲治療的綿羊糞便樣本。Santos等[23]用便攜式NIRS儀采集了216只羔羊的血液光譜數據,建立了主成分分析-線性判別分析分類和診斷模型,靈敏度為93.3%,特異性為73.2%,準確度達82.8%。NIRS優點為快速便攜和無損無創,準確性和敏感性較高;可用于羊群Hb實時監測、早期感染診斷和驅蟲治療的評價;但仍需進行相關多變量分析來提高糞便Hb的預測精度。

3 病原學檢測

病原學檢測是確診捻轉血矛線蟲病或作為評價其他檢測方法的“金標準”。通用的檢測方法包括FEC、幼蟲孵化和死后剖檢等,在基層應用較為廣泛。病原學檢測相對費力耗時,診斷效果取決于蟲體感染強度、流行率和樣本制備質量。

3.1 蟲卵檢查

3.1.1 糞便蟲卵計數(FEC) FEC為估計羊捻轉血矛線蟲感染強度、判斷驅蟲效果及耐藥性的標準方法。通常在感染后21 d的羊糞中能檢測到蟲卵,該法適用于流行率高或感染強度高的地區使用。世界獸醫寄生蟲學促進協會(World Association for Advencement of Veterinary Parasitology,WAAVP)推薦檢測方法為麥克馬斯特法[24];即將羊糞與飽和鹽水(比重1.2)混勻,吸取少量糞液注入計數室,在低倍鏡下計數蟲卵,以每克糞便蟲卵數(eggs per gram,EPG)進行定量。鏡下觀察蟲卵約(75～95)μm×(40～50)μm,橢圓形,內含16～32個胚細胞,一端或兩端有新月形的空隙[3]。羔羊FEC與捻轉血矛線蟲成蟲負荷有較好的相關性,國外相關指南確定每只羔羊糞便檢出50～350 EPG為輕度感染;400～600 EPG為中度感染;650～1 000 EPG以上為嚴重感染;發生中度感染時須采取針對性驅蟲治療[25]。此外,WAAVP推薦采用糞便蟲卵減少實驗(faecal egg count reduction test,FECRT)作為線蟲耐藥性評價的標準方法;其主要依據驅蟲前后糞便的蟲卵減少率對阿苯達唑、伊維菌素等廣譜驅蟲藥進行耐藥性評價,一般以蟲卵減少率<95%且置信域下限<90%判定存在耐藥性[24,26]。蟲卵檢查簡便易行,成本較低,結果可靠;但耗時費力,需要專業的實驗室技術人員;診斷靈敏度低,不能鑒別毛圓科線蟲蟲種。

3.1.2 蟲卵自動化分析技術 20世紀90年代初,新西蘭研究者開發出名為“FECPAK”的便攜式綿羊糞便蟲卵計數系統;其原理與麥克馬斯特方法相似,靈敏度可達30 EPG[27]。目前已更新為在線FECPAKG2遠程診斷平臺,主要基于數字成像捕獲糞便蟲卵圖像并存儲在互聯網上,由專家進行遠程分析和鑒定,提交后2 h內提供FEC結果;靈敏度為35 EPG;在歐美、澳大利亞、新西蘭等羊場應用廣泛[28-29]。該平臺無需顯微鏡或專業技術人員及復雜培訓,具有良好的檢測準確性和較強的實用性等優點;但其診斷靈敏度有限,不適合在線蟲中低流行區進行檢測。

3.1.3 PNA結合試驗 PNA特異性結合捻轉血矛線蟲蟲卵表面的糖類物質[30];利用這一特性可快速對血矛線蟲病進行風險評估。采用異硫氰酸熒光素(fluorescein isothiocyanate,FITC)標記PNA后染色蟲卵進行鑒定,方法重復性較好;蟲卵數量與幼蟲培養相關性較高,與熒光值也高度相關,具有較高的特異性[31-32]。此外,也可用不同植物凝集素鑒別毛圓科線蟲蟲卵[33]。PNA法無需特殊鑒定技能;局限性為實驗室要求配備熒光顯微鏡,染色之前蟲卵需純化,步驟繁瑣、耗時,結果難以量化,不適于進行大量糞便樣本檢測。

3.2 幼蟲鑒定

L3期幼蟲培養和鑒定是流行病學研究和確定傳播動態的一個重要方面[34]。主要對糞便中的線蟲蟲卵進行種水平的鑒別,常規方法是收集新鮮糞便樣品,置于25 ℃的恒溫箱內培養7 d,幼蟲孵化后利用貝爾曼法收集L3期幼蟲;加盧戈氏碘液致死后,觀察其典型特征進行蟲種鑒定。L3幼蟲大小約(730±75)μm,尾鞘長,腸管由16個長方形腸細胞所構成[3,35]。此外,培養結果受多種因素的影響,如糞樣冷藏可抑制捻轉血矛線蟲蟲卵的孵化和發育[36]。該方法缺點是檢出率低,操作費時費力,需7～10 d;還需專業人員分析幼蟲形態差異,判定存在主觀誤差,不適于大規模調查和監測。

3.3 剖檢法

剖檢病死羊可快速、直觀和準確地確診線蟲感染[7,10]。急性典型病例者有嚴重貧血,黏膜蒼白,腹水和下頜水腫;胃黏膜水腫,有瘀點及血液滲出;皺胃表面可見大量毛發狀成蟲;體型很大,雄蟲一般為2.5～3.0 cm,雌蟲1.6～3.2 cm;雌蟲有典型的麻花狀外觀,即吸血后的紅色腸管與白色卵巢捻成紅白相間,雄蟲吸血后可呈淡紅色[37]。嚴重感染羊體內成蟲數量可達2 000～20 000條不等。林琳等[38]對福建省內221只送檢山羊采取完全剖檢法調查山羊捻轉血矛線蟲的感染率為65.6%。剖檢法費時費力,僅用于羊只死后診斷。

4 免疫學檢測

捻轉血矛線蟲感染的檢測常采用ELISA、免疫印跡試驗(Western blot)、膠體金檢測試紙條及對流免疫電泳(counter immuno-electrophoresis, CIEP)等方法[39-41]。這些方法可以檢測血清中的IgG、IgA和IgE等不同類型的抗體,以確定感染的時間和程度。其中ELISA一般在感染后7 d即可檢出抗體,敏感性較高,是進行羊群早期感染大規模篩查的首選血清學診斷方法之一。

4.1 ELISA

4.1.1 血清IgG抗體檢測ELISA 早期研究中,國內外學者主要采用捻轉血矛線蟲成蟲粗抗原(crude somatic antigens,CSA)、可溶性抗原或代謝分泌產物(excretory secretory products,ESP)建立間接ELISA或斑點ELISA(Dot-ELISA),最早可檢測出感染后4～7 d綿羊血清中的特異性抗體,敏感性介于80%～100%,特異性介于21.4%～82.7%[39,42-43]。張雪娟等[44]采用Dot-ELISA可檢出荷蟲量為1～338條的羊血清或羊血紙抗體,與剖檢法檢測符合率高達100%。此外,研究報道純化的ESP檢測敏感性高于粗制ESP;幼蟲抗原優于成蟲抗原,檢測綿羊和山羊血清的敏感性分別為96.6%和100%,特異性分別為47.4%和71.2%[45-46]。基于天然抗原的ELISA主要缺點是蟲體抗原不易質控,交叉反應嚴重等。

為克服以上問題,研究者又制備了ESP來源的重組抗原,如原肌球蛋白rHc-TpMy、黏附調節分子蛋白rHCADRM和Ras結構域蛋白rHcRas等,均可檢測到感染后14 d的血清抗體,交叉反應大幅度降低或消失,特異性有所提高。據報道rTpMy ELISA敏感性為90%,特異性為100%[47]。rHcADRM ELISA和rHcRas ELISA敏感性分別為90.6%和87.5%,特異性分別為93.8%和90.6%;2種方法檢測51份山羊血清的陽性率分別為19.6%和17.6%,均高于糞檢結果;與剖檢符合率分別達100%和98.0%[48-49]。重組抗原ELISA優勢在于抗原容易獲得和標準化,但目前仍處于實驗室研究階段,尚無商品化試劑盒。

4.1.2 IgA和IgE抗體檢測ELISA IgA和IgE是羊只自然感染捻轉血矛線蟲的免疫標志物,對感染診斷、免疫效果評估及抗病育種具有參考意義。Kooyman等[50]建立了綿羊IgE夾心ELISA,檢測感染14～28 d綿羊血清總IgE顯著升高。此外,羊感染期間皺胃黏膜中可檢測出較高水平特異性IgA,且與蟲體負荷呈負相關[51]。Salgado等[52]利用L3期幼蟲抗原ELISA檢測自然感染14 d羔羊的唾液IgA水平與EPG呈顯著負相關,可用以區分易感和抗病羔羊。雖然胃黏膜中IgE和IgA抗體水平高,測定可靠,但其受性別、品種等多種因素影響,對病羊生前診斷的意義不大,應用有限。

4.1.3 抗原檢測ELISA 利用特異性抗體可從蠕蟲或糞便懸液中捕獲線蟲特異性的抗原成分。Ellis等[53]利用單克隆抗體E2建立了抗原捕獲ELISA,可特異識別蟲體勻漿液抗原和中度感染捻轉血矛線蟲的綿羊糞抗原。我國學者也篩選出抗捻轉血矛線蟲BLAODA蛋白單抗1B2和5B4,并建立了雙抗體夾心ELISA,檢測山羊血清敏感性和特異性均為90.6%,與肝片吸蟲、旋毛蟲和弓形蟲陽性血清無交叉反應,具有較好的特異性和敏感性[54]。抗原檢測ELISA具有早期診斷及療效考核價值,可作為診斷蠕蟲感染常規實驗方法推廣應用,但目前市場上尚無商品化試劑盒。

4.2 Western blot

Western blot主要用于診斷標識分子的初步篩選。Meshgi和Hosseini[55]采用該法自捻轉血矛線蟲腸道和子宮蛋白中篩選出了35和40 u的潛在診斷抗原。嚴若峰等[56]通過Western blot評價了重組甲基轉移酶12型蛋白(Mt12)的反應性,結果發現該方法可特異識別感染后7～61 d山羊血清抗體,且與肝片吸蟲和包蟲病陽性血清無交叉反應。此外,Western blot與ELISA聯合使用可檢測早期感染階段山羊血清中捻轉血矛線蟲的特異性抗體,比鏡檢法靈敏可靠,具有早期診斷價值[47,57]。

4.3 膠體金試紙條檢測技術

嚴若峰等[40]采用基因工程方法制備了捻轉血矛線蟲復合抗原Hc-5C,可特異性識別感染后7～61 d的山羊血清抗體,具有早期和長期感染診斷價值。以復合抗原Hc-5C作為膠體金標記抗原和檢測線包被抗原,兔抗Hc-5C多克隆抗體包被質控線制備了膠體金試紙條檢測方法;檢測山羊陽性血清敏感性為73.4%,與剖檢法符合率為84.2%;與旋毛蟲、弓形蟲及大片吸蟲陽性血清無交叉反應。相較于鏡檢蟲卵法,膠體金試紙條陽性檢出率高且檢出時間早,具有簡便、快速、安全、無需特殊儀器等優點,在捻轉血矛線蟲流行病學調查中有較好的應用前景。

4.4 CIEP

CIEP通過電泳使抗原抗體在電場中相對泳動,特異性結合后可形成白色沉淀線。Javare Gowda[41]基于成蟲抗原采用CIEP檢測了100份山羊血清抗體,敏感性和特異性分別為100%和72.1%,與剖檢法的總符合率為88%;檢測150份放牧羊血清陽性率為62%。CIEP簡單、廉價、快速,可在1.5 h內觀察結果,特異性較高,缺點在于假陽性率高,需電泳儀。但可作為輔助診斷方法。

5 分子檢測

捻轉血矛線蟲全基因組和線粒體基因組數據庫的不斷完善,為開展其核酸檢測研究奠定了重要基礎[58]。核酸檢測常用靶基因有β-微管蛋白(β-tubulin)和rDNA內轉錄間隔區(internal transcribed spacer region,ITS)等[59-60]。已建立的各種核酸檢測方法具有較高的靈敏度和特異性,在種屬鑒別、基因進化分析、病原檢測和耐藥性鑒定等方面應用廣泛[34,61]。

5.1 PCR技術

自Roos和Grant[59]首次報道利用PCR技術鑒定捻轉血矛線蟲以來,各種PCR方法不斷建立用于檢測蟲卵DNA,其檢出率均高于鏡檢法。國內鄒敏等[62]建立了檢測捻轉血矛線蟲的特異性PCR,檢測靈敏度為0.298 pg·μL-1,擴增細頸線蟲、粗紋食道口線蟲等多種線蟲蟲卵DNA均為陰性;昭日格圖等[63]基于β-tubulin建立了檢測捻轉血矛線蟲耐阿苯達唑的直接PCR法,最低檢測限度為19 ng,擴增32份樣品的陽性率為97%,高于常規PCR法。Bisset等[64]建立的多重PCR(multiplex PCR,mPCR),可區分10種常見感染羊的圓線蟲。而實時熒光定量PCR(real-time PCR, qPCR)法檢測靈敏度達0.1 pg DNA,檢測田間綿羊糞便DNA的特異性和敏感性分別為100%和98%;與幼蟲培養技術具有良好的相關性[65-67]。微滴數字PCR(droplet digital PCR,ddPCR)檢測綿羊樣品結果與qPCR一致性高(r2=0.98),可在混合線蟲感染樣本中檢測到低水平的捻轉血矛線蟲[68-69]。PCR技術靈敏特異,其中ddPCR可實現PCR產物的絕對定量測定,為一種高精度評估血矛線蟲感染的實用工具。但成本高昂,通常需專門實驗室及相對昂貴的儀器和試劑,限制了其現場使用。

5.2 核酸可視化技術

5.2.1 LAMP方法 該技術可恒溫高效擴增,肉眼觀察結果,已被廣泛用于多種病原的快速檢測。Melville等[70]設計了針對ITS1基因的LAMP引物,檢測綿羊糞便中的捻轉血矛線蟲蟲卵最低限為2 EPG;靈敏度為10-5ng·μL-1DNA,高于PCR法(10-4ng·μL-1DNA);與其他常見混合感染寄生蟲無交叉反應。Yang等[71]基于ITS-2基因建立的LAMP法靈敏度為1 pg DNA,敏感性高于PCR法。Tuersong等[72]基于β-tubulin基因E198A SNP位點建立了LAMP法,檢測我國內蒙古、云南等8個省區捻轉血矛線蟲丙硫咪唑耐藥頻率介于0%～87%。LAMP具有簡單快速、靈敏特異、成本較低、不需昂貴設備等優點,但需在65 ℃條件擴增。

5.2.2 側流層析試紙條(lateral flow strip, LFS)偶聯分析 LFS是相對成熟的終點可視化檢測技術,目前已有市售的通用型LFS,可獨立檢測LAMP和RPA的目標產物,特異性好。Khangembam等[73]采用FITC和生物素標記LAMP擴增引物,建立了捻轉血矛線蟲LF-LAMP核酸可視化方法,與LAMP比色法一致性為100%。Wu等[74]基于ITS-2基因建立了LFS-RPA方法,可在20 min完成RPA擴增產物的可視化檢測;其靈敏度為10 fg DNA,高于PCR法(100 fg DNA);檢測24份山羊糞便,LFS-RPA和PCR敏感性分別為95.8%和79.1%;且LFS-RPA與其他蠕蟲無交叉反應,診斷準確性較高。LFS偶聯核酸等溫擴增技術可快速直觀判讀結果、操作簡便、無需專門設備,適于現場即時檢測及流行病學調查。

5.3 DNA宏條形碼技術

該技術通過高通量測序平臺,可獲得更為詳細可靠的物種相對豐度的統計數據。同時,線蟲群落ITS-2序列參考數據庫[75]對羊群重要胃腸道線蟲物種鑒定和豐度檢測提供了極大的指導作用。Queiroz等[76]利用ITS-2 rDNA宏條形碼和糞卵計數方法,評估了加拿大西部羊群胃腸道線蟲感染情況及驅蟲治療的有效性。結果顯示羊群存在混合感染,蟲卵數為17～3 915 EPG;其中捻轉血矛線蟲相對豐度為64%;經伊維菌素、芬苯達唑和阿苯達唑治療后總體平均糞卵數分別減少41%、41%和59%。該方法在寄生蟲大規模調查和高通量分析方面具有顯著優勢,對線蟲物種鑒定、感染強度和耐藥監測的準確性高。缺點是應用成本高,需專業人員進行數據分析。

6 總結與展望

捻轉血矛線蟲病仍是世界各地養羊業的一個主要威脅;快速準確的檢測手段對該病有效監測和防控至關重要[2]。現有檢測技術各有優缺點(表1),但尚可滿足基層對捻轉血矛線蟲病的診斷和監測,如FEC是推薦的感染診斷和耐藥監測方法;LAMP和LFS-RPA核酸可視化技術可用于現場快速檢測等。為滿足流行病學篩查和持續監測的需要,其未來發展方向可能集中于如下幾個方面:1)實現早期診斷。因捻轉血矛線蟲對羔羊危害大,在潛伏期前發現感染,可掌握最佳驅蟲時機,及時采取個體化驅蟲等干預措施,提高羔羊生長性能。2)多種方法聯用。在實際生產中,羊群存在多種胃腸道線蟲的混合感染,比較理想的方法是將傳統方法與新技術(如ITS-2 rDNA宏條形碼)聯合應用提升該病檢測效力。3)自動化和智能化。近年來,數字化技術和智能化技術推動了新型技術發展,有望將各種檢測方法集成為性能優良的智能化分子檢測平臺,提高數據的可靠性和檢測性能。4)完善輔助技術。當前病羊生前診斷主要依賴于蟲卵檢查,蟲卵DNA質量對各類分子診斷起決定性作用。因此糞便蟲卵富集方法和DNA提取方法的改進等都利于基于核酸快速檢測技術性能的提高。

表1 羊捻轉血矛線蟲病現有檢測方法及其優缺點Table 1 Advantages and limitations of the existing detection methods for ovine haemonchosis

綜上所述,隨著新興技術的不斷創新發展,羊捻轉血矛線蟲病檢測技術的準確性、便攜性和智能化等問題將會逐步得到改進和提高,以滿足現場即時檢測的需要,持續有效提升流行區羊群感染診斷、發病預警及耐藥性監測等綜合防控措施。此外,鑒于捻轉血矛線蟲感染和治療的復雜性,快速推進長效疫苗、新型藥物研發及抗病育種工作也是控制該病的有效措施。