不同制劑對蝦青素體外生物利用度的影響

范超,宿驚濤,文瑾,李倩,吳文忠

(大連醫諾生物股份有限公司,遼寧 大連,116600)

蝦青素(astaxanthin)是類胡蘿卜素的一種,為一種較強的天然抗氧化劑[1]。與其他類胡蘿卜素一樣,蝦青素屬于一種脂溶性的色素,抗氧化能力強,為維生素E的550倍、β-胡蘿卜素的10倍。蝦青素在水產資源中分布廣泛,其中雨生紅球藻公認是天然蝦青素的良好來源[2]。蝦青素在體外和體內模型中均顯示出潛在的生物學活性,對動物和人類代謝均有較好作用[3]。蝦青素用作營養補充劑,抗氧化劑和抗癌劑,可預防糖尿病、心血管疾病和神經退行性疾病,并刺激免疫[4-8]。蝦青素產品以多種劑型作為保健食品在市場發售。蝦青素作為一類脂溶性類胡蘿卜素類物質,自身存在水溶性差的特性,導致其在生物體內生物利用度較低,這在部分腸胃功能障礙以及消化系統功能弱的特殊人群中表現更為顯著,因此,對藻源蝦青素類產品生物利用度的研究是促進其作為功效因子應用的重要環節[9-10]。

生物利用度,指藥物活性成分從制劑釋放吸收進入全身循環的速度和程度,其可作為藥物制劑質量的重要指標[11]。生物利用度的影響因素在于以下兩方面[12-13]:劑型因素(藥物由制劑中的釋放速度),如活性成分的溶解性、pKa值、某些劑型特性、工藝條件等;生理因素(活性成分釋放后的吸收速度和吸收分數),如胃腸道液體環境、活性成分在胃腸道的轉運形式、吸收部位表面積和局部血流、代謝、腸道菌群、疾病因素等。改進方法主要圍繞在增加活性成分的表面積、提高活性成分的溶解度或兩種手段聯合應用等方法上。隨著新技術、新材料的發展,難溶性成分通過劑型修飾,經口服也可獲得較好的吸收和生物利用度。在現有研究中[14-15],微囊劑型對活性成分的生物利用度具有顯著的提升作用已被明確報道,其原因包括增加活性成分的水溶性,保護易降解成分,增強其穩定性,增加活性成分的釋放和胃腸道吸收的表面積/體積比等。為了改善蝦青素作為功能食品的穩定性和生物利用度,可以通過微囊化、乳化等手段將其進行劑型改造,改善其溶解性并提高釋放度。因此,本實驗旨在考察并對比蝦青素各劑型間的生物利用度差異。

在口服類產品生物利用度的體外考察過程中,由于應盡可能模擬攝入產品后體內的吸收過程,即胃腸道的消化吸收,且不同產品、劑型的生物利用度差異主要表現在胃腸道環境釋放差異及小腸吸收差異,因此,本實驗分別在模擬胃腸道釋放能力及小腸上皮透過率兩方面考察不同制劑的蝦青素在體外的消化吸收情況。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

XanGuard?雨生紅球藻蝦青素油10%、XanGuard?雨生紅球藻蝦青素微囊粉2.5%,XanGuard?雨生紅球藻蝦青素微粒2.5%、XanGuard?雨生紅球藻蝦青素乳液1%,均為質量分數,由大連醫諾生物股份有限公司提供。

胃蛋白酶、胰酶,國藥集團化學試劑有限公司;膽鹽,北京奧博星生物技術有限責任公司;HCl、NaOH,科密歐化學試劑有限公司。

人源克隆結腸癌細胞Caco-2(30～50代), American Type Culture Collection;DMEM高糖細胞培養基、胎牛血清,Thermo Scientific;非必需氨基酸、青霉素-鏈霉素雙抗溶液、胰蛋白酶-EDTA消化液,北京索萊寶科技有限公司;CCK-8細胞增殖及毒性檢測試劑盒、DMEM高糖無酚紅細胞培養基,大連美侖生物技術有限公司;Transwell細胞培養小室,Corning公司。

1.2 儀器與設備

RC-8DS溶出度儀,新天光分析儀器技術有限公司;雷磁PHS-3C pH計,上海儀電科學儀器股份有限公司;安捷倫1260型高效液相色譜儀,安捷倫科技有限公司;超凈工作臺,蘇州凈化設備總廠;低溫高速離心機、3111細胞培養箱,Thermo Fisher Scientific;YS2倒置生物顯微鏡,日本Nikon公司;Infinit M PLEX多功能酶標儀,瑞士Tecan公司;Millicell-ERS跨膜電阻檢測儀,MERCK公司。

1.3 實驗方法

1.3.1 體外消化模擬

各制劑設置3個平行組。分別稱取1 g蝦青素油、4 g蝦青素微囊粉、4 g蝦青素微粒、10 g蝦青素乳液(各制劑約含蝦青素100 mg),與400 mL PBS混合加入1 mol/L HCl溶液調節pH值到2.0后,加入胃蛋白酶,使其質量濃度為0.42 mg/mL,調節溶出度儀攪拌槳轉速為100 r/min,反應溫度為37 ℃,開始模擬胃消化。并在模擬胃消化開始后的30、60、90、120 min取樣,樣品過濾除去固體不溶物后,取濾液進行測定。

結束胃消化后,攪拌槳繼續攪拌,每組加入0.1 mol/L NaOH溶液,調節pH值至6.8～7.0,加入胰酶及豬膽鹽粉末,使其終質量濃度為0.25、3.0 mg/mL,攪拌均一后開始計時,并在模擬腸消化開始后的30、60、90、120 min取樣,過濾樣品溶液后,取各時間點消化液樣品濾液進行測定。根據公式(1)求得蝦青素釋放度,所得的消化終產物留存用于后續細胞實驗。

(1)

式中:C,溶解在消化液中的蝦青素含量,%;C0,總蝦青素含量,%。

1.3.2 Caco-2細胞培養

Caco-2細胞培養在含有10%(體積分數)胎牛血清、1%(體積分數)青霉素-鏈霉素溶液、1%(體積分數)非必需氨基酸溶液的DMEM高糖細胞培養基中,置于37 ℃,5% CO2的培養箱中進行常規培養。

1.3.3 Caco-2細胞活力檢測

以1×104個細胞/孔為最終接種密度,將Caco-2細胞接種于96孔板中,待細胞密度生長至80%左右時,加入DMEM梯度稀釋的各制劑消化終產物,孵育24 h后,吸棄消化終產物稀釋液,并用PBS洗2遍,加入含體積分數10%的CCK-8的培養基,置于細胞培養箱中,避光反應1 h后,多功能酶標儀檢測細胞活力,選擇波長450 nm處檢測各孔內吸光度,根據公式(2)計算細胞存活率。

(2)

式中:As,蝦青素處理孔吸光度;Ac,蝦青素未處理孔吸光度;Ab,不含細胞孔吸光度。

1.3.4 細胞透過率檢測

將Caco-2細胞以5×104個細胞/cm2接種在具有可滲透性聚碳酸酯膜的12孔transwell小室中。在小室頂端側(apical side,AP)加入0.5 mL細胞懸液,基底側(basolateral side,BL)加入1.5 mL完全培養液。隔天更換AP及BL培養基,1周后每天換液,培養至21 d。期間利用跨膜電阻儀評估跨上皮電阻(transepithelial electrical resistance,TEER)來驗證Caco-2細胞單層的完整性和致密性。當TEER>350 Ω/cm2時,認為Caco-2細胞單層模型成功建立。

棄去小室上下層培養液,以PBS緩沖液小心潤洗小室上下層,充分洗去殘余培養基。考察蝦青素各制劑消化終產物從AP到BL的轉運,在AP加入0.5 mL DMEM高糖無酚紅細胞培養基稀釋的蝦青素各制劑消化終產物,BL加入1.5 mL空白DMEM高糖無酚紅細胞培養基,置于培養箱進行模擬小腸上皮的吸收透過。于1、3、5、8、12 h各取BL小室溶液100 μL,并補足同體積DMEM高糖無酚紅細胞培養基,檢測各時間點BL蝦青素含量,根據公式(3)計算表觀滲透系數進而推導生物利用度。

(3)

式中:Papp,表觀滲透系數,cm/s;dQ/dT,單位時間透過單層膜藥量,pmol/s;A,單細胞層表面積(膜面積),cm2;C0,起始上層小室溶液濃度,pmol/L。

1.3.5 蝦青素樣品含量檢測

本實驗中采用內標法,使用液相色譜進行消化液樣本及細胞樣本中的蝦青素含量檢測。稱取適量反式-β-阿樸-8-胡蘿卜醛,以丙酮溶解作為內標溶液,終質量濃度為0.01 mg/mL。精密稱取10%蝦青素油標準品0.1 g于100 mL棕色容量瓶中,以丙酮定容為標準儲備液,再精密吸取2 mL標準儲備液于50 mL棕色容量瓶中,以丙酮定容為標準使用液。精密移取2 mL樣品溶液、標準使用液,1 mL內標溶液、3 mL膽固醇酯酶-Tris-HCl溶液(pH 7.0),混勻后37 ℃水浴反應45 min,再加入1 mL丙酮、1 g Na2SO4·10H2O、2 mL石油醚,渦旋,3 000 r/min,5 min離心萃取,吸取石油醚層,加入1 g Na2SO4,室溫條件N2吹干石油醚,準確加入2 mL丙酮,渦旋振蕩溶解過濾,進行HPLC分析。

色譜條件:色譜柱TMC-C18柱,4.6 mm×250 mm×5 μm;流動相組成如下:溶劑A,V(磷酸)∶V(H2O)=1∶99;溶劑B,甲醇;溶劑C,甲基叔丁基醚,流速1.0 mL/min;進行如下方式的梯度洗脫:初始,6% A/84% B/10% C;15 min變為6% A/71% B/23% C,保持8 min;8 min后變為6% A/21% B/73% C,保持4 min,4 min后變為6% A/84% B/10% C,保持8 min(均為體積分數)。檢測波長為474 nm,進樣量20 μL,柱溫30 ℃。

2 結果與分析

2.1 蝦青素各劑型的體外消化模擬

本研究首先探究了在體外消化模擬過程中各制劑的體外消化情況。在體外消化過程中,蝦青素各制劑在胃腸道pH及消化酶作用下使蝦青素釋放到消化液體系中。圖1為蝦青素油、蝦青素微囊粉、蝦青素微粒、蝦青素乳液的釋放度曲線。由圖1可知,除乳液外,不同運載體系的蝦青素均在體外腸道消化過程中表現出較高的釋放,在模擬胃液環境消化完成后,蝦青素油、微囊粉、微粒、乳液釋放度分別為0%、52.88%、38.41%、72.10%,在模擬腸道消化完成后,蝦青素油、微囊粉、微粒、乳液釋放度分別達到14.73%、93.71%、89.07%、67.11%。根據上述結果,提示在胃腸道消化過程中微囊粉、微粒、乳液運載體系表現出較好的蝦青素釋放度。其中蝦青素乳液在整個胃腸道消化過程中釋放較為穩定。

圖1 各劑型蝦青素在體外消化中的釋放度

2.2 蝦青素各劑型消化終產物細胞毒性檢測

為了探究蝦青素各制劑消化終產物對細胞活力的影響,將各制劑消化終產物進行梯度稀釋后給予細胞24 h,通過CCK-8法檢測細胞活力變化,所得結果如圖2所示,各劑型消化終產物稀釋梯度選擇10倍、20倍、40倍。蝦青素油、蝦青素微囊粉、蝦青素微粒及蝦青素乳液制劑消化終產物在稀釋40倍時對細胞活力無較大影響,細胞存活率分別為85.36%、94.02%、93.76%、97.16%,因此在后續消化終產物透過率實驗中對各制劑終產物的稀釋倍數設置為40倍。

圖2 各劑型蝦青素消化終產物對Caco-2細胞存活率的影響

2.3 蝦青素各劑型消化終產物在Caco-2細胞單層膜的跨膜轉運檢測

2.3.1 Caco-2細胞單層膜的建立

圖3為Caco-2細胞在transwell小室中的生長曲線,Caco-2細胞的跨膜電阻隨著培養時間的增加逐漸升高,在培養周期達到7 d后,跨膜電阻達到268 Ω/cm2,后期電阻增長速度變慢,于培養21 d后電阻達到372 Ω/cm2,且在顯微鏡下觀察細胞狀態較好,成膜后并未出現顯著的細胞死亡。提示Caco-2細胞單層膜建立完好,可進行蝦青素各制劑消化終產物的透過率實驗。

圖3 Caco-2細胞單層膜TEER變化曲線

2.3.2 蝦青素各劑型消化終產物在Caco-2細胞單層透過率檢測

在transwell小室AP加入以無血清無酚紅培養基稀釋40倍的蝦青素各制劑消化終產物,考察在1～12 h內蝦青素透過情況。取BL透過樣本進行蝦青素含量檢測,計算表觀滲透系數Papp,所得實驗結果如圖4所示,蝦青素油、微囊粉、微粒及乳液的Papp(AP→BL)分別為0.058×10-6、0.483×10-6、0.461×10-6、0.656×10-6cm/s,乳液的Papp顯著高于其他3種制劑消化終產物,微囊粉及微粒表現出相似的Papp,即在4種制劑中,乳液最易于透過模擬小腸上皮,而模擬小腸上皮對微囊粉及微粒消化終產物的透過率并未表現出較大差異,油劑型的消化終產物最難透過模擬小腸上皮。

圖4 不同制劑的蝦青素消化終產物的表觀滲透系數

3 結論與討論

在本研究中主要探究了不同制劑類型的蝦青素在體外消化中的釋放度及在Caco-2單層細胞膜的透過特性,旨在體外水平反映蝦青素在不同制劑中可能存在的生物利用度差異。以未制劑化的蝦青素油為對比,體現了制劑后的蝦青素對吸收利用的促進情況。

蝦青素是一種脂溶性天然色素類胡蘿卜素,因其對人類健康的潛在益處而聞名。然而,由于其較低的生物利用度,在食品工業中的應用受到限制。口服脂溶性活性成分補充劑吸收利用低下的原因大致可歸納為3種:活性成分溶解度和溶出速率較低;活性成分的胃腸道黏膜滲透性較差;在體內快速消除。因此在本實驗所涉及劑型的生物利用度比較中,主要對不同蝦青素制劑的胃腸道消化過程及腸道黏膜滲透性兩方面進行體外模擬。高玉云等[16]研究發現,類胡蘿卜素的消化吸收主要發生在腸道消化階段,且由于其親脂性,使類胡蘿卜素的腸道吸收存在一定的限制。在本研究中,首先通過在體外模擬胃腸道消化過程,蝦青素微囊粉、微粒及乳液在模擬胃腸液中均表現出了較高的釋放。根據文獻報道,蝦青素油在腸道環境中與膽鹽及胰酶形成了包裹蝦青素的水溶性膠束,進而可被小腸上皮吸收并進一步代謝。將蝦青素油進行制劑化,與適當的賦形劑及聚合物等結合,制備為乳液、微囊粉、微粒劑型后,形成了堅固的包封系統,在消化液中以穩定的分散體系存在,既能保護蝦青素,提高穩定性,又能提高蝦青素與胃腸道消化酶接觸的表面積,使蝦青素釋放度顯著提升[17-18]。在3種制劑中,微囊粉更易在模擬胃腸道消化條件下分解,使蝦青素釋放,顯著促進了蝦青素的消化吸收。此外,微粒在體外消化模擬中具有與微囊粉相似的消化特性,但與微囊粉相比在蝦青素釋放速度上有所減慢,表現出了一定的緩釋現象。原因可能在于蝦青素微粒劑型的制備在微囊粉基礎上,經過了水溶性保護層的多重包埋,使其釋放速度減慢。乳液為穩定的乳化體系,乳液形式的蝦青素降解速率顯著降低,且由于其較小的粒徑,除具有增加蝦青素穩定性的優勢外,近一步增加了蝦青素暴露于消化液中消化酶的表面積,使其更易于被消化,表現為更高的釋放度,提高生物可獲得率。綜上所述,本研究涉及的對蝦青素的制劑化修飾形式,可顯著提升蝦青素釋放度,進一步促進其在小腸上皮的吸收代謝。

Caco-2細胞來源于人類結腸癌細胞,其結構和生化特點類似于人類小腸上皮細胞,其特點在于連續生長分化一段時間后可形成具有小腸上皮結構的單層細胞膜,含有與小腸刷狀緣上皮相關的酶,能夠在細胞水平提供關于藥物分子通過小腸黏膜的吸收、代謝、轉運信息,廣泛用于體外模擬小腸上皮生理結構功能[19]。該模型操作簡便,重現性好,可評價不同實驗條件下藥物的跨膜轉運速率[20]。在該細胞模型中,通常用Papp值來評價藥物在腸道的吸收情況,Papp>10-6cm/s時生物利用度為100%;Papp值為(0.1～10)×10-6cm/s,生物利用度為1%～100%;Papp<10-7cm/s,則生物利用度<1%。在本實驗中,首先將蝦青素各制劑的消化終產物給予Caco-2細胞,考察制劑配方、消化液成分等對細胞的潛在毒性,將消化終產物稀釋到不影響細胞活力的倍數再進行透過率檢測。將生長狀態良好的Caco-2細胞在transwell小室中培養約21 d左右后形成模擬小腸上皮,該階段通過檢測細胞電阻確定培養時間。形成模擬通過小腸上皮給予稀釋后消化液樣本,檢測一段時間各制劑消化終產物透過模擬小腸上皮蝦青素含量,計算Papp值進而推導各制劑對小腸上皮吸收的促進作用。實驗結果表明,蝦青素油屬于吸收率較低的制劑形式,而蝦青素制劑化后Papp值顯著提高,更易被吸收。微囊粉、微粒等制劑由于粒徑較小、增溶、增加穩定性、增加吸收表面積等優勢,對于許多生物利用度低的成分可顯著提高其吸收利用[21-22]。在本實驗體外消化過程中的胃消化階段,由于pH、靜電相互作用及消化酶的影響等因素,微囊粉、微粒結構已經被打開,即在透過率實驗中微囊粉及微粒表現出相似的透過率。在蝦青素制備為乳液后,除具有較高的蝦青素釋放度外,模擬小腸透過率還可進一步提升。引起該現象的原因可能是乳液與微囊粉、微粒相比,具有更低的粒徑,更易穿過模擬小腸上皮而被吸收,即具有更高的生物利用度。

綜上所述,本研究在體外水平研究了蝦青素不同制劑形式的消化、吸收過程。結果表明,通過設計不同類型的制劑形式可以有效提高蝦青素的釋放度及轉運,一定程度上改善了蝦青素生物利用度低的問題,后續在蝦青素的應用中可根據不同的應用場景選擇不同的劑型。但本實驗得出的體外生物利用度比較,為通過細胞實驗推導估算得到,無法涵蓋所有體內影響因素,因此本實驗所得結果與體內實驗所得生物利用度可能存在一定差異,后續仍需開展體內實驗進一步驗證結果。