基于MMR缺陷的高頻突變食源性沙門氏菌環丙沙星耐藥機制

王 銀，楊保偉，盛煥精，李怡瀾，施春雷，史賢明，肖英平，楊 華

（1.西北大學食品科學與工程學院，陜西 西安 710069；2.上海交通大學農業與生物學院，中美食品安全聯合研究中心，上海 200240；3.西北農林科技大學食品科學與工程學院，陜西 楊凌 712100；4.浙江省農業科學院農產品質量標準研究所，浙江省植物有害生物防治省部共建國家重點實驗室培育基地，浙江 杭州 310021）

沙門氏菌（Salmonella）是一類典型的人畜共患病的食源性致病菌，約有94%的沙門氏菌感染通過食品傳播[1-2]。畜牧養殖及臨床治療中抗生素的濫用會加速多重耐藥沙門氏菌的出現，這些多重耐藥沙門氏菌同時也會通過食物鏈及動物性產品的消費進一步在人群中傳播。有研究推測，若按現今發展趨勢，預計到2050年全球范圍內因多重耐藥細菌感染會引起1 000萬 人死亡，經濟損失將高達100萬億 美元[1]。因此，多重耐藥沙門氏菌的廣泛傳播將給全球范圍內公眾健康及食品安全帶來嚴重危害[3]。

細菌中抗生素作用位點的編碼基因突變以及抗性基因水平轉移是引起多重耐藥的最主要原因[4]。在自然狀態下，細菌的自發突變頻率約在1×10-9～1×10-8之間，凡是突變頻率超過自然狀態下自發突變頻率1 000 倍的菌株就被認為是高頻突變子[5-6]。相較于野生型菌株，高頻突變子明顯具有更高的突變頻率、基因水平轉移能力與多重耐藥及高水平耐藥能力[4,6]。研究表明，引起細菌發生高頻突變的原因有很多，例如環境壓力、抗生素脅迫、SOS應答系統等，但細菌高頻突變子的形成主要與其甲基導向錯配修復（methyl-directed mismatch repair，MMR）系統中的任一主要功能基因（mutS、mutH、mutL和uvrD）突變有關[7-9]。MMR系統是一種常見的DNA錯配修復系統，其主要功能是通過識別錯配DNA，并對在DNA合成過程中錯配的位點進行剪切與替換，修復兩個堿基以上的缺失或插入，保障細菌在DNA合成過程中的忠實性[10]。MutS、MutL、MutH和UvrD是MMR系統中最主要的4 種功能蛋白，任一蛋白突變則會增加細菌突變及重組頻率。針對MMR突變/缺失與細菌高突變頻率與耐藥能力間關系的報道表明，MMR缺陷型高頻突變子細菌完整性和穩定性被破壞，其突變頻率及同源基因間片段相互交換、轉移的幾率大幅升高，易出現新的耐藥表型及強耐藥能力[11]。相關研究發現大腸桿菌（Escherichia coli）、結核桿菌（Mycobacterium tuberculosis）、陰溝腸桿菌（Enterobacter cloacae）以及金黃色葡萄球菌（Staphylococcus aureu）中高頻突變子的突變頻率均與MMR系統功能的缺失呈正相關[12-16]。除此之外，MMR缺陷也會對細菌耐藥相關基因（例如抗生素結合靶點、外排泵系統和膜蛋白編碼基因）的表達產生影響[7,16-21]。

氟喹諾酮類抗生素廣泛應用于沙門氏菌感染的臨床治療。細菌對氟喹諾酮類抗生素耐藥性主要與喹諾酮耐藥決定區（quinolone resistance determining region，QRDR）中氨基酸突變及acrAB-tolC、oqxAB外排泵基因表達水平有關[13,22-23]。MMR系統缺陷與細菌突變頻率、藥敏性以及基因突變能力密切相關，但其對沙門氏菌高頻突變子突變頻率及環丙沙星（ciprofloxacin，CIP）敏感性的影響及作用機制仍尚未可知。

因此，本研究通過探究MMR缺陷的沙門氏菌高頻突變子突變頻率、CIP最小抑菌濃度（minimum inhibitory concentration，MIC）與耐藥基因表達差異間的關系，揭示MMR缺陷對食源性沙門氏菌高頻突變子CIP耐藥性的影響及調控機制，旨在為降低沙門氏菌高頻突變子的傳播，保障食品及公共衛生安全提供新思路及理論依據。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

1.1.1 菌株

90 株沙門氏菌高頻突變子，為前期研究中Wang Yin等[24]篩選自本實驗室保存的2007—2010年在我國北京、上海、福建、河南、四川、廣東、廣西、陜西等地各類零售食品（雞肉、豬肉、羊肉、牛肉、魚、涼拌菜、速凍水餃）中分離出的1 264 株沙門氏菌[24]。E.coliATCC 25922及E.faecalisATCC 29212為本實驗室保存。互補實驗中攜帶野生型mutH、mutL、mutS及uvrD基因的供體質粒NR9931、NR9932、NR9933及NR9934由美國馬里蘭大學（College Park, MD, USA）提供。

1.1.2 培養基

LB（Luria-Bertani）瓊脂、LB肉湯、MHA（Mueller Hinton）瓊脂 美國BD公司。

1.1.3 抗生素

萘啶酮酸（nalidixic acid，NAL）、CIP、利福平（rifampicin，RIF）、氨芐西林（ampicillin，AMP）（均為分析純） 美國Sigma公司。

1.1.4 引物

MMR關鍵蛋白編碼基因（mutS、mutH、mutL、uvrD）、喹諾酮及氟喹諾酮耐藥相關基因（gyrA、gyrB、acrA、acrB、ompF、parC、parE、tolC、marA、marR、acrE、ompR、soxS、hilA、dnaQ）聚合酶鏈式反應（polymerase chain reaction，PCR）及實時PCR（realtime PCR）擴增引物均由北京奧科鼎盛生物科技有限公司合成（表1）。

續表1

1.1.5 試劑

CCMB80 buffer、30%甘油、75%乙醇、rTaq（TaKaRa）、十二烷基硫酸鈉（sodium dodecyl sulfonate，SDS）、5×TBE緩沖液、TaKaRa MiniBEST Bacteria Genomic DNA Extraction Kit Ver.3.0、PrimeScript RT reagent Kit、SYBR Premix ExTaqTMII、LATaqTMDNA Polymerase、rTaqTMDNA Polymerase、DL2000 DNA Marker 寶生物工程（大連）有限公司；細菌總RNA提取試劑盒RNA Purification Bacteria Kit 天根生化科技有限公司。

1.2 儀器與設備

Mycycler PCR儀、DNA電泳和凝膠成像系統、Gene Pulser Xcell電轉儀、電擊杯、iQ5 real-time PCR儀 美國Bio-Rad公司；GF16RX高速低溫冷凍離心機 日本Hitachi公司；核酸蛋白測定儀 杭州奧盛儀器有限公司；Milli-Q純水儀 法國Millpore公司；磁力加熱攪拌器美國Fisher公司；-80 ℃超低溫冰箱 日本Sanyo公司；百分之一天平、萬分之一天平 德國賽多利斯公司；立式壓力蒸汽滅菌器 上海申安高壓儀器設備有限公司；隔水式恒溫培養箱 北京科偉實驗儀器有限公司；移液器、高速離心機 德國Eppendorf公司；生物安全柜美國Labgard公司；超凈工作臺 蘇州凈化設備有限公司。

1.3 方法

1.3.1 突變頻率測定

高頻突變子突變頻率測定依據Wang Yin等[24]方法進行。具體如下：將待測菌株活化后挑取單菌落接種于5 mL滅菌LB肉湯培養基中，37 ℃、100 r/min過夜培養。取100 μL菌懸液按103～106進行梯度稀釋，分別取100 μL稀釋液涂布于LBrif（RIF 100 μg/mL）、LBnal（NAL 20 μg /mL）及LB平板上，37 ℃培養18～24 h。計數后根據濃度梯度換算原液中可生長菌落數，每株菌3 個平行。突變頻率（f）計算公式如下：

式中：fR為RIF篩選下的突變頻率；fN為NAL篩選下的突變頻率；CR為換算后原液中可在RIF平板上生長菌落數；CN為換算后原液中可在NAL平板上生長菌落數；CB為換算后原液中菌落數。

當fR或/和fN大于10-6則為高頻突變子。

1.3.2 CIP的MIC測定

CIP對高頻突變子的MIC采用美國國家臨床實驗室標準化委員會（Clinical and Laboratory Standards Institution，CLSI）推薦使用的瓊脂稀釋法測定[25]。CIP質量濃度為2、4、8、16、32、64 μg/mL和128 μg/mL。E.coliATCC 25922和E.faecalisATCC 29212為標準質控菌。

1.3.3 MMR關鍵蛋白編碼基因及耐藥相關編碼基因突變檢測

采用普通PCR檢測MMR關鍵蛋白編碼基因及耐藥相關編碼基因，引物如表1所示。使用TaKaRa MiniBEST Bacteria Genomic DNA Extraction Kit制備DNA模板，PCR體系為50 μL：上、下游引物各0.6 μmol/L，rTaq或LATaq酶2.5 U，DNA模板500 ng。反應條件：94 ℃預變性10 min；94 ℃變性1 min，相應退火溫度下退火1 min，72 ℃延伸1 min，35 個循環；72 ℃延伸10 min，退火溫度由相應基因的引物序列決定。取5 μL PCR產物經1%凝膠電泳后于凝膠成像檢測。將PCR產物送至上海桑尼生物科技有限公司測序，測序結果采用在線比對軟件BLAST進行分析比對（http://www.ncbi.nlm.nih.gov/BLAST/）。

1.3.4 互補實驗

依據前期研究（血清型：Salmonellaenteritidis；采樣類型：冰鮮雞翅；采樣地點：陜西西安楊凌；采樣時間：2010年；耐藥譜：AMP-AMC-TCY-SXT-FIS-TMPNAL）篩選103D2作為受體菌[24]。103D2為UvrD（Val 440 Ala）突變及MutS沉默突變型高頻突變子。采用電轉化法將攜帶野生型mutH、mutL、mutS及uvrD基因的質粒轉入感受態103D2中，通過含有100 μg/mL AMP的LB平板篩選轉化后陽性克隆[7]，并分別命名為103D2:P-mutH、103D2:P-mutL、103D2:P-mutS和103D2:P-uvrD。

1.3.5 real-time PCR分析

互補菌株耐藥相關基因表達水平采用real-time PCR法進行測定，引物如表1所示。方法如下：分別取5 μL 103D2、103D2:P-mutL、103D2:P-mutS、103D2:P-mutH和103D2:P-uvrD過夜培養菌懸液，轉接至20 mL含有CIP（2 μg/mL）的LB液體培養基中，37 ℃、150 r/min培養8 h。采用試劑盒對總RNA提取及反轉錄，通過Nano 200核酸蛋白測定儀測定cDNA含量及質量。反應體系為25 μL：12.5 μL 1×SYBR Premix ExTaqII，上、下游引物各0.4 μmol/L，cDNA 100 ng，ddH2O 8.5 μL。反應在Bio-Rad iQ5 Multicolor Real-time PCR System進行，運行條件為：95 ℃預變性30 s；95 ℃變性5 s，相應退火溫度退火30 s，40 個循環；60 ℃延伸30 s。每個基因每個菌株做3 次平行，以gyrB基因為內參基因[26]，以等量無核酸酶水替代RNA為無模板對照進行質控，采用2-ΔΔCt方法，進行不同基因在mRNA水平相對表達量差異分析[26-27]。

1.4 數據統計分析

利用SPSS ver.19.0軟件進行數據處理，mut基因缺陷與QRDR突變及CIP MIC間相關性分析采用χ2檢驗或Fisher精確檢驗，組內變化采用單因素方差分析，103D2與4 種互補菌株中耐藥相關基因表達差異采用GLM程序進行方差分析，P＜0.05，差異顯著。互補菌株與耐藥相關基因表達差異、突變頻率間的關系則采用R軟件包進行分析[28]。

2 結果與分析

2.1 沙門氏菌高頻突變子CIP藥敏性及耐藥相關基因突變

90 株沙門氏菌高頻突變子中有89 株（98.9%）對CIP耐藥，其中CIP MIC為4 μg/mL共4 株（4.4%），MutS突變1 株（33.3%）；16 μg/mL共16 株（17.8%），其中MutS突變11 株（68.8%）；32 μg/mL共32 株（35.5%），其中MutS突變11 株（34.4%）；64 μg/mL 29 株（32.2%），其中MutS突變17 株（58.6%）；128 μg/mL 9 株（10.0%），其中MutS突變9 株（100.0%）。通過CIP對高頻突變子MIC及MutS突變關聯分析發現，除CIP MIC為16 μg/mL以外，MutS突變檢出率隨著CIP MIC升高而增加（P＜0.05），表明沙門氏菌高頻突變子MutS缺陷與CIP耐藥性具有潛在相關性（圖1）。

圖1 不同CIP MIC下超級突變子MutS突變情況Fig.1 Distribution of MutS mutation among different CIP MICs

測序結果表明，沙門氏菌高頻突變子中GyrA及ParC蛋白發生突變的菌株分別為53 株（58.9%）及69 株（76.7%），所有GyrA突變均含有87位氨基酸突變（Asp 87 Asn或Asp 87 Gly），ParC突變均含有80位氨基酸突變（Ser 80 Arg），少數菌株還含有ParC 57位氨基酸突變（Thr 57 Ser）及GyrA 83（Ser 83 Phe）、89位氨基酸突變（IIe 89 Val）（表2）。

表2 90 株沙門氏菌高頻突變子QRDRs氨基酸突變Table 2 Amino acid substitutions in QRDRs of 90 Salmonella hypermutators

2.2 突變頻率與MMR突變及QRDR突變關聯分析

90 株高頻突變子中，49 株（54.4%）MMR系統中主要功能蛋白MutS突變（MutS-），且這49 株突變位點均為Val 246 Ala突變。在49 株MutS突變株中，GyrA及ParC突變檢出率分別為67.3%（33 株）及87.6%（43 株）；在MutS未突變菌株中，GyrA及ParC突變檢出率分別為48.8%（20 株）及63.4%（26 株），其中ParC在MutS突變和未突變株中突變檢出率具有顯著性差異（圖2、表3）。

圖2 GyrA、ParC突變檢出率與MutS突變間的關系Fig.2 Relationship between MutS mutation and GyrA and ParC mutation

使用RIF篩選時，沙門氏菌高頻突變子突變頻率分布在4.05×10-8～2.37×10-1之間，使用NAL篩選時突變頻率分布在1.34×10-1～9.71×10-1之間，絕大多數菌株分布在10-4～10-1之間。MutS突變檢出率隨著突變頻率升高而增加，且具有顯著差異（P=0.018）（圖3、表3）。不同突變頻率下gyrA（P=0.986）與parC（P=0.417）突變檢出率，以及不同CIP MIC下，gyrA（P=0.865）與parC（P=0.164）突變檢出率并未發現具有顯著差異。

圖3 不同突變頻率下高頻突變子MutS突變情況Fig.3 Distribution of MutS mutation among different mutation frequencies

表390 株沙門氏菌高頻突變子CIP MIC、QRDR突變、RIF篩選突變頻率及MutS突變分布Table 3 CIP MICs against and QRDR mutation, rifampin mutation frequency, and MutS mutation of 90 Salmonella hypermutators

2.3 互補實驗

攜帶野生型mutH、mutL、mutS及uvrD基因的質粒轉入103D2，互補前后耐藥相關基因對應的氨基酸突變情況并未發現變化（數據未顯示）。RIF篩選下103D2突變頻率（（4.05±0.589）×10-8）與4 株互補菌株間突變頻率（（3.87±0.387）×10-8～（4.13±0.150）×10-8）并沒有顯著變化（P＞0.05）。而NAL篩選下103D2:P-mutL突變頻率（（3.99±0.189）×10-1）、103D2:P-uvrD突變頻率（（3.97±0.27）×10-1）及103D2:P-mutS突變頻率（（5.34±0.378）×10-1）均顯著下降（表4）。雖然CIP MIC由5 μg/mL（103D2）降至3.75 μg/mL（103D2:P-mutS、103D2:P-uvrD），但統計學分析并無顯著差異（表4）。

表4103 D2和互補菌株突變頻率及CIP MIC變化Table 4 Mutation frequencies of and CIP MICs against 103D2 and its four transformants

2.4 real-time PCR分析

除gyrA、hilA、acrA、dnaQ及soxS以外，互補菌株在其他耐藥相關基因的表達與103D2具有顯著差異（P＜0.05）（表5、圖4）。其中tolC（外排泵基因）與marA（多重耐藥相關轉錄激活因子）在互補前后表達量具有極顯著差異（P＜0.01）。103D2:P-mutH中acrE、parC、tolC、marR及mutT基因表達顯著上調，acrB、marA、ompF及ompR基因顯著下調，其中parC、tolC及hilA基因表達主要受mutH互補影響（表5、圖4）。103D2:P-mutL中acrB、ompF、tolC及mutT基因表達顯著上調，parC及marA基因表達顯著下調，其中parC、hilA及soxS表達主要受mutL互補影響（表5、圖4）。103D2:P-mutS中acrE、tolC、marR及ompR基因表達顯著上調，acrB、parC及marA基因表達顯著下調，其中ompF、acrB及acrE表達主要受mutS互補影響（表5、圖4）。103D2:P-uvrD中parE及marR基因表達顯著上調，tolC、marA、ompR及ompF基因表達顯著下調，其中marA主要受uvrD互補影響（表5、圖4）。總體來看，對103D2進行互補后，marA基因表達量顯著下調。除103D2:P-uvrD外，其余互補株在互補后tolC基因表達顯著上調。

表5 103D2及互補菌株耐藥相關基因表達差異Table 5 Differential expression levels of antibiotic resistant genes in 103D2 and its four transformants

圖4 mut基因轉入對耐藥相關基因表達的影響Fig.4 Effect of exogenous mut genes on the expression of antibiotic resistance genes

在103D2及其互補株中，tolC及acrA表達量與CIP MIC顯著正相關，而tolC表達與突變頻率（NAL、RIF）間并無明顯相關性。acrA表達與NAL篩選下突變頻率正相關，與RIF篩選下突變頻率負相關。ompF、ompR與RIF篩選下突變頻率顯著正相關。marR表達與CIP MIC負相關，但與突變頻率（NAL、RIF）間并無明顯相關性。不同基因間，marR與acrA、marA、acrB及parE均負相關，與其他基因間未有明顯正相關（圖5）。

圖5 103D2及其互補株中耐藥相關基因表達、突變頻率及CIP MIC相關性分析Fig.5 Correlation between antibiotic resistance genes and mutation frequency of and CIP MIC against 103D2 and its four transformants

3 討論與結論

NAL或RIF篩選下，細菌的突變頻率在4×10-8～4×10-7之間為弱突變子，突變頻率≥4×10-7為強突變子[29-30]。本研究中90 株食源性沙門氏菌中除1 株在RIF篩選下為弱突變子，其余為強突變子，在NAL篩選下均為強突變子。而國內外有關沙門氏菌[5]、結核桿菌（M.tuberculosis）[28]、肺炎克雷伯菌（Klebsiella pneumoniae）[17]、E.coli[16,21,29]、陰溝腸桿菌（E.cloacae）[14]及金黃色葡萄球菌（S.aureus）[28]類似研究中，強突變子檢出率均低于弱突變子。導致結果差異的主要原因可能是：1）菌株種屬不同；2）菌株來源地不同，菌株來源國家、地點及環境不同會導致其生理特性產生差異；3）菌株采樣樣品不同，相似研究中絕大多數供試菌株分離自人類臨床感染，而本研究供試菌株均分離自食品。因此，盡管突變頻率篩選方法一樣或者類似，突變頻率分布也有差異[19,31-32]。

研究并未發現沙門氏菌高頻突變子的突變頻率與CIP MIC間顯著相關，早前研究也有類似結論[17]。然而也有相關研究發現突變頻率的小幅增加便可顯著提高氟喹諾酮類抗生素對細菌的MIC[14,16,28,33]。除MMR系統外，細菌細胞內還有很多自修復系統及應答系統（例如SOS系統、直接修復、切除修復、堿基切除修復等），均可以阻止細菌細胞自發突變頻率及耐藥性增加[31]。雖然有研究表明SOS修復系統對降低細菌對喹諾酮類藥物敏感性及突變頻率影響非常有限，但其他修復系統仍可以一定程度上降低由MMR系統缺陷引起的突變頻率及氟喹諾酮類抗生素敏感性升高[9]。

前期Salmonella、E.coli及M.tuberculosis高頻突變子相關研究發現MMR系統缺陷可顯著提高細菌突變頻率，增加抗生素作用靶位點基因突變或影響耐藥相關基因表達（例如：外排泵激活、外膜蛋白改變），從而使突變子耐藥表型增加耐藥能力增強[12,17,33-34]。細菌氟喹諾酮類抗生素耐藥性主要與喹諾酮耐藥決定區中GyrA、GyrB、ParC及ParE蛋白突變有關[28,35-36]。盡管本研究在突變頻率與CIP MIC間、突變頻率與QRDR突變檢出率間和CIP MIC與QRDR突變檢出率間并沒有發現顯著的相關性，但MutS缺陷型高頻突變子中QRDR突變檢出率顯著高于MutS正常的突變子（表3）。由此可以發現MMR缺陷的確能提高耐藥相關蛋白突變頻率，從而影響細菌耐藥性。

國內外大量研究表明，mutS、mutH、mutL及uvrD缺陷是細菌產生高頻突變表型及高水平耐藥的最主要因素[14,17-18,20,28,37-40]。本研究中野生mut基因轉入高頻突變子103D2后，NAL篩選下突變頻率顯著降低（表4）。Sheng Huanjing[13]及Yang Baowei[8]等研究發現，向MMR缺陷型Salmonella和E.coli高頻突變子中轉入野生mut基因后，其突變頻率顯著降低，這與本研究結果相似。然而RIF篩選條件下103D2互補菌株突變頻率并沒有顯著降低，主要原因可能是：1）前期類似研究中菌株RIF篩選下突變頻率在10-7～10-5之間，遠高于本研究中103D2 RIF篩選下突變頻率10-8。因此盡管互補野生mut基因后103D2突變頻率有所降低，但由于數值較小，統計學計算并沒有顯著差異；2）由于103D2并非工程菌，而是自然條件下從食品樣品中分離的高頻突變子，雖然與類似研究中研究對象都是Salmonella，但本研究中103D2是否有其他基因突變影響突變頻率尚未可知。

從實驗結果可發現沙門氏菌高頻突變子CIP MIC與MutS突變呈正相關。然而在CIP MIC為16 μg/mL時，MutS突變株高于MIC為32 μg/mL及64 μg/mL（圖1），該差異產生的主要原因可能與其他耐藥因素有關。雖然細菌CIP耐藥性與MMR缺陷呈正相關，但同時也受其他因素影響，例如，抗生素結合位點突變（例如GyrA、ParC），外排泵系統非正常表達（例如AcrAB-TolC），以及染色體基因外編碼的抗生素水解酶等[12-13,23]。

轉入野生mut基因后，103D2 CIP MIC從5 μg/mL降至3.75～4.0 μg/mL。為探究差異原因，研究采用realtime PCR對耐藥相關基因表達差異進行測定。與103D2相比，103D2:P-mutS及103D2:P-uvrD中marR基因表達上調，marA基因表達下調。盡管103D2:P-mutS中acrA沒有明顯變化，103D2:P-uvrD中acrA及acrB沒有明顯變化，但是103D2:P-mutS中acrB及103D2:P-uvrD中tolC均顯著下調（表5、圖4）。有研究表明marR的鈍化可以增加marA的表達，外排泵編碼基因acrAB及tolC轉錄會增加，從而提高CIP抗藥能力[38-39]。本研究4 株互補株中marR基因表達與其CIP MI、acrA、marA、acrB表達變化均呈負相關，該結果也進一步證實該結論（圖5）。因此，推測103D2:P-mutS及103D2:P-uvrD有可能是通過影響外排泵基因表達降低對CIP耐藥能力。然而，由于耐藥相關基因不同系統間相互作用、相互補償、相互影響，因此MutS及UvrD具體是通過哪種路徑，以及103D2 CIP MIC的減少是否直接由外排泵基因表達異常所引起，仍需要更進一步的研究。

盡管本研究中高頻突變子突變頻率與QRDR突變和CIP MIC間并沒有顯著的相關性，但MutS缺陷型高頻突變子中QRDR突變比例顯著高于MutS正常的突變子。同時研究結果發現MMR缺陷可影響外排泵和膜編碼基因marA、marR和tolC的表達，進一步影響沙門氏菌高頻突變子的耐藥性及突變頻率。總之，MMR系統缺陷可通過影響食源性沙門氏菌高頻突變子突變頻率與耐藥相關基因表達影響突變子對抗生素耐藥能力。研究其影響機制對控制高水平耐藥沙門氏菌的傳播，保障食品安全具有重要意義。