超聲輔助酶法制備海參性腺多糖的結構特性及抗氧化活性

王靜杰，杜 鑫，鐘 強，董和亮，王 浩,*，夏秀芳,*

（1.東北農業大學食品學院，黑龍江 哈爾濱 150030；2.黑龍江省質量監督檢測研究院，黑龍江 哈爾濱 150030）

海參性腺是海參精深加工的副產物，含有多種生物活性物質，如多糖[1]、多肽[2]、脂肪酸[3]和凝集素[4]。這些物質具有抗腫瘤[1]、抗糖尿病[5]、抗炎[6]、生殖系統保護和降脂[7]的生物活性。然而，在海參的實際加工過程中，其性腺往往被丟棄，從而造成大量的資源浪費和環境污染。為了深入開發利用海參性腺，需要對其活性物質進行研究。多糖作為海參性腺中重要的生物活性成分之一，因其豐富的生物活性而備受關注。目前，國內外專家主要對來源于海參體壁的海參多糖進行抗腫瘤[1]、抗炎[6]等生物活性研究。迄今為止，對海參性腺多糖（sea cucumber gonadal polysaccharide，SCGP）的有效制備方法和生物活性研究鮮有報道。

在海參性腺中，SCGP主要以糖蛋白形式存在[8]，由于蛋白酶可以有效破壞連接糖蛋白的糖肽鍵，因此可以采用酶法進行制備。而超聲輔助酶（ultrasound-assisted enzymatic，UAE）法不僅具有酶法制備的優點，同時可以利用超聲空化效應產生的較高能量，大大提高多糖的提取率[9]。目前，UAE法主要應用于植物多糖的制備[10]。

本實驗通過UAE法制備海參性腺粗多糖（sea cucumber gonadal crude polysaccharide，SCGCP），分離純化后得到SCGP-UAE，研究SCGP-UAE的物質組成、結構特性（特征官能團、表觀結構和空間構象）、熱穩定性和抗氧化活性，同時與酶法、超聲法制備的多糖進行比較，分析SCGP-UAE的結構特性及生物活性，旨在為其深入開發利用提供理論依據。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

海參（海刺參）性腺購自大連水產集團有限公司。

中性蛋白酶 北京旭日生物科技有限公司；十六烷基三甲基溴化銨（cetyl trimethyl ammonium bromide, CTAB）、2,2’-聯氮-雙-3-乙基苯并噻唑啉-6-磺酸（2,2’-azino-bis(3-ethylbenzothiazoline-6-sulfonic acid)，ABTS）、葡萄糖，VC、乙二胺四乙酸（ethylenediaminetetraacetic acid，EDTA） 上海遠業生物技術有限公司；10 kDa透析袋 北京雅米生物科技有限公司；巖藻糖（fucose，Fuc）、鼠李糖（rhamnose，Rha）、阿拉伯糖（arabinose，Ara）、半乳糖（galactose，Gal）、葡萄糖（glucose，Glc）、木糖（xylose，Xyl）、甘露糖（mannose，Man）、核糖（ribose，Rib）、半乳糖醛酸（galacturonic acid，Gal-UA）、葡萄糖醛酸（glucuronic acid，Glc-UA）、甘露糖醛酸（mannuronic acid，Man-UA）標準品 北京索萊寶科技有限公司。所有其他化學品和試劑均為分析純或更高純度。

1.2 儀器與設備

AL-104型精密電子天平、FE20K型pH計 瑞士梅特勒-托利多儀器設備有限公司；Scientz-II D超聲波細胞粉碎機 寧波新芝生物科技股份有限公司；LGJ-1型凍干機 上海分析儀器公司；UT-1800紫外-可見分光光度計 北京普析通用儀器有限公司；傅里葉變換紅外光譜（Fourier transform infrared spectroscopy，FTIR）儀美國珀金埃爾默公司；S-3400N掃描電子顯微鏡（scanning electron microscope，SEM） 日本日立公司；SDT650同步熱分析儀 美國TA儀器有限公司。

1.3 方法

1.3.1 海參性腺凍干粉預處理

海參性腺經真空冷凍干燥機凍干，粉碎后過50 目篩備用。將30 mL氯仿-甲醇溶液（體積比為2∶1）混勻，加入1.00 g海參性腺凍干粉，500 r/min磁力攪拌反應2 h后，6 000 r/min離心10 min。棄去上清液，向沉淀中加入30 mL丙酮，500 r/min磁力攪拌反應12h，離心（6 000 r/min、10 min），去除上清液，將沉淀氮氣吹干得到脫脂、脫色海參性腺粉。

1.3.2 海參性腺多糖的制備

1.3.2.1 酶法制備

SCGCP的酶法制備參考Vieira等[11]的方法：將40 mL蒸餾水加入至1.00 g脫脂脫色海參性腺粉中，漩渦混勻后調節溶液pH值為7.5。加入1.2×104U/g中性蛋白酶，混勻，50 ℃水浴反應6 h后于95 ℃滅活10 min，以終止反應。將反應后的溶液5 000 r/min離心10 min，取上清液，加入4 mL 100 g/L CTAB溶液，靜置反應12 h后離心（6 000 r/min、10 min）。棄去上清液，將沉淀溶解于15 mL 3 mol/L NaCl-乙醇溶液（體積比100∶15）中，隨后加入80 mL 95%乙醇溶液，于4 ℃靜置12 h以沉淀多糖。6 000 r/min離心10 min后去除上清液，加入蒸餾水將沉淀溶解，用10 kDa透析袋將溶液透析24 h后冷凍干燥得到酶法制備的粗多糖凍干粉末。

1.3.2.2 超聲法制備

SCGCP的超聲法制備按照Duan Mengying等[10]的方法進行：向1.00 g脫脂脫色海參性腺粉中加入40 mL蒸餾水，渦旋混勻后在400 W超聲50 min，將反應后的溶液于6 000 r/min離心10 min，收集上清液。再按1.3.2.1節中的方法加入CTAB溶液反應12 h后進行離心、復溶、醇沉、離心、復溶及透析凍干，得到超聲法制備的粗多糖凍干粉末。

1.3.2.3 超聲輔助酶法制備

SCGCP的UAE法制備：首先采用1.3.2.2節中的方法超聲處理1.00 g脫脂脫色海參性腺粉，然后采用1.3.2.1節酶法制備條件稍加修改。其中，將酶添加量改為0.8×104U/g，酶解時間縮短為4 h，最終得到UAE法制備的粗多糖凍干粉末。

1.3.2.4 分離純化

使用DEAE-Sepharose凝膠快速流動陰離子交換柱（2.6 cm×40 cm）對3 種SCGCP進行初步的分離純化，用0～1 mol/L NaCl溶液以4 mL/min的流速梯度洗脫，收集餾分。通過苯酚-硫酸法[12]測定各管溶液的總糖含量，并以管數為橫坐標，以490 nm波長處測定的吸光度為縱坐標制作洗脫曲線。

收集3 個樣品洗脫曲線的最高峰，用0.5 mol/L NaCl以0.5 mL/min的流速在Sephadex G-200柱（1.5 cm×100 cm）上進一步純化。3 種多糖純化產物的洗脫峰對稱，表明純化結果良好。收集洗脫峰對應管中的溶液，透析后冷凍干燥得到3 種SCGP，分別記為SCGP-E、SCGP-U和SCGP-UAE。

1.3.3 海參性腺多糖的化學成分測定

SCGP的總糖質量分數采用苯酚-硫酸法[12]測定：以葡萄糖作為標準品，在490 nm波長處測定吸光度，標準曲線方程為y＝0.009 4x+0.011 9（R2＝0.999 3）。

SCGP的蛋白質量分數采用福林-酚法[13]測定：以牛血清白蛋白作為標準品，在500 nm波長處測定吸光度，標準曲線方程為y＝0.002 7x+0.037 8（R2＝0.999 3）。

SCGP的硫酸基質量分數采用BaCl2-明膠法[14]測定：以硫酸鉀作為標準品，在360 nm波長處測定吸光度，標準曲線方程為y＝0.063 1x+0.024 5（R2＝0.998 4）。

SCGP的分子質量采用高效凝膠排阻色譜-示差-多角度激光光散射法[15]測定：取10 mg樣品溶解于1 mL 0.1 mol/L硝酸鈉溶液中，14 000 r/min離心10 min后取上清液，將上清液經0.22 μm濾膜過濾后備用；柱溫為45 ℃，加樣量為100 μL，流動相為0.1 mol/L的NaNO3。

SCGP的單糖組成采用Zhu Minqian等[16]的方法通過Thermo ICS 5000+離子色譜聯合電化學檢測器進行分析檢測：色譜柱為DionexTMCarboPacTMPA10（250 mm×4.0 mm，10 μm）；柱溫為45 ℃；進樣體積為20 μL；流動相A為超純水；流動相B為100 mmol/L NaOH；流動相梯度洗脫程序：時間梯度為0→30→45→60 min，洗脫梯度為流動相B 2.5%→20%→40%→2.5%。

1.3.4 海參性腺多糖的紫外光譜分析

SCGP的紫外光譜掃描：將SCGP用蒸餾水配制成0.5 g/L的多糖溶液，使用UT-1800紫外-可見分光光度計在190～400 nm范圍內對其進行光譜掃描。

1.3.5 海參性腺多糖的FTIR分析

SCGP的FTIR參數[1]：掃描范圍為4 000～400 cm-1，波數分辨率為4 cm-1。

1.3.6 海參性腺多糖的表觀形態分析

SCGP的表觀形態使用SEM進行觀察[1]：電子加速電壓為5.00 kV，放大倍數為1 500 倍。

1.3.7 海參性腺多糖的空間構象分析

SCGP的空間構象采用剛果紅法[9]進行分析：將2 mL 2.5 mg/mL的SCGP溶液與2 mL 80 mmol/L的剛果紅劇烈攪拌混合，依次加入不同濃度（0.1、0.2、0.3、0.4 mol/L及0.5 mol/L）的NaOH溶液，使用UT-1800紫外-可見分光光度計對其進行掃描，得到其最大吸收波長。

1.3.8 海參性腺多糖的熱穩定性分析

通過差示掃描量熱（differential scanning calorimetry，DSC）法和熱重分析（thermogravimetric analysis，TGA）來表征SCGP結構的熱穩定性，采用同步熱分析儀進行測定[15]：溫度范圍為30～800 ℃，升溫速率為10 ℃/min。

1.3.9 海參性腺多糖的抗氧化活性分析

1.3.9.1 海參性腺多糖ABTS陽離子自由基清除率的測定

SCGP的ABTS陽離子自由基清除率采用Yang Tao等[17]的方法進行測定：將7 mmol/L ABTS溶液與2.45 mmol/L過硫酸鉀等體積混合后避光反應12 h，制備ABTS陽離子溶液。用甲醇稀釋至734 nm波長處吸光度為0.700±0.020。將1.0 mL不同質量濃度（0.25、0.5、1.0、2.0、4.0 mg/mL）的SCGP溶液添加到4.0 mL ABTS溶液中，室溫反應6 min后，測定其在734 nm波長處的吸光度。以VC作為陽性對照，根據式（1）計算SCGP的ABTS陽離子自由基清除率。

式中：A0為不加樣品的吸光度；A1為加入樣品后的吸光度。

1.3.9.2 海參性腺多糖O2-·清除率的測定

SCGP的O2-·清除率采用Li Yun等[18]的方法進行測定：取5 mL 0.05 mol/L的Tris-HCl緩沖液（pH 8.2）于試管中，25 ℃水浴保溫10 min。將1.0 mL不同質量濃度（0.25、0.5、1.0、2.0、4.0 mg/mL）的SCGP溶液分別與1.0 mL 6 mmol/L的鄰苯三酚混合，隨后加入1.0 mL 8 mol/L的HCl溶液以終止反應，測定溶液在320 nm波長處的吸光度。以VC作為陽性對照，根據式（2）計算SCGP的O2-·清除率。

式中：A0為等體積去離子水代替樣品的吸光度；A1為加入樣品后的吸光度；A2為等體積去離子水代替鄰苯三酚和鹽酸溶液的吸光度。

1.3.9.3 海參性腺多糖亞鐵離子螯合能力的測定

SCGP的亞鐵離子螯合能力采用Medlej等[19]的方法進行測定：將100 μL不同質量濃度（0.25、0.5、1.0、2.0、4.0 mg/mL）的多糖樣品分別與50 μL 2 mmol/L FeCl2混合，并劇烈攪拌5 min。然后同時添加100 μL 5 mmol/L的菲洛嗪與2.75 mL的超純水。在室溫下反應10 min后，測定在562 nm波長處的吸光度。以EDTA作為陽性對照，根據式（3）計算SCGP的亞鐵離子螯合能力。

式中：A0為不加樣品的吸光度；A1為加入樣品后的吸光度。

1.4 數據處理與分析

所有實驗重復3 次，結果表示為平均值±標準差。數據使用Statistix 8.1軟件進行分析，通過Duncan檢驗進行顯著性分析，P＜0.05表示差異顯著。采用Sigmaplot 12.5軟件制圖。

2 結果與分析

2.1 海參性腺多糖的化學組成

SCGP的化學組成如表1所示。經分離純化后，SCGP-E、SCGP-U和SCGP-UAE中蛋白幾乎被完全去除，蛋白質量分數分別為0.54%、0.76%和0.55%。SCGP-UAE的總糖質量分數（69.13%）和硫酸基質量分數（14.73%）顯著高于SCGP-E（58.76%、10.58%）和SCGP-U（62.93%、13.27%）（P＜0.05）。多糖中硫酸基含量越高，其生物活性越高[20]。SCGP-UAE的分子質量（30.70 kDa）顯著小于SCGP-E（102.33 kDa）和SCGP-U（63.70 kDa）（P＜0.05）。

表1 不同方法制備SCGP的化學組成Table 1 Chemical composition of polysaccharides from sea cucumber gonad prepared by different methods

SCGP-E、SCGP-U和SCGP-UAE的單糖組成見表1。3 種多糖均含有Fuc、Rha、Ara、Gal、Glc、Xyl、Man、Gal-UA和Glc-UA，但物質的量分數不同。此外，在SCGP-E和SCGP-U中存在Rib，在SCGP-U和SCGP-UAE中存在Man-UA。SCGP-E單糖組成的物質的量之比為Fuc∶Rha∶Ara∶Gal∶Glc∶Xyl∶Man∶Rib∶Gal-UA∶Glc-UA＝17.58∶0.61∶1.22∶14.22∶15.29∶4.59∶6.42∶19.88∶1.07∶19.11，SCGP-U的單糖組成的物質的量之比為Fuc∶Rha∶Ara∶Gal∶Glc∶Xyl∶Man∶Rib∶Gal-UA∶Glc-UA∶Man-UA＝29.67∶6.48∶2.36∶9.04∶19.65∶0.59∶5.30∶17.49∶0.20∶9.04∶0.20，SCGP-UAE的單糖組成的物質的量之比為Fuc∶Rha∶Ara∶Gal∶Glc∶Xyl∶Man∶Gal-UA∶Glc-UA∶Man-UA＝51.21∶4.98∶0.73∶25.05∶7.33∶6.81∶3.08∶0.51∶0.07∶0.22。3 種SCGP的單糖組成出現差異的可能原因為：1）酶法與UAE提取可能會導致多糖鏈的水解以及分子之間氫鍵的斷裂[21]，從而影響SCGP的單糖組成；2）酶和超聲波可以將細胞中的不溶物降解為可溶性碳水化合物，從而導致多糖單糖組成的改變[22]。

2.2 海參性腺多糖的純度鑒定

SCGP-E、SCGP-U和SCGP-UAE的紫外吸收光譜如圖1所示。3 種多糖在190～200 nm處都有較強的吸收峰，為多糖的特征吸收峰[23]。此外，在260 nm和280 nm波長處，SCGP-E、SCGP-U和SCGP-UAE均沒有吸收信號，說明3 種多糖中均不存在核酸和蛋白質[24]，分離純化后SCGP的純度較高，與表1中蛋白質量分數分析結果一致。

圖1 SCGP的紫外光譜Fig. 1 Ultraviolet absorption spectra of SCGP

2.3 海參性腺多糖的FTIR特征基團分析結果

3 種方法制備SCGP的FTIR如圖2所示，它們具有與典型多糖吸收峰相似的光譜。在3 346 cm-1附近有光滑而寬闊的強吸收峰，為O-H拉伸吸收峰，該吸收峰受到分子間或分子內氫鍵的影響[25]。1 701 cm-1處的吸收峰表明SCGP內含有游離羧基[26]。同時，1 253 cm-1處的特征吸收峰為羧基內C＝O鍵的對稱或不對稱伸縮振動，這表明SCGP-E、SCGP-U和SCGP-UAE為酸性多糖[27]。在1 097 cm-1附近處的吸收峰為C—O—H側基的彈性振動和C-O-C糖苷鍵振動所引起[28]。在960 cm-1處的吸收峰為糖類分子振動產生的吸收峰[29]。820 cm-1處的吸收峰為C—O—S的對稱伸縮振動所引起，表明SCGP中存在硫酸鹽基團[30]。

圖2 SCGP的FTIR圖Fig. 2 FITR spectra of SCGP

2.4 海參性腺多糖的表觀形態

SCGP-E、SCGP-U和SCGP-UAE的表觀形態如圖3所示。在1 500 倍電子顯微鏡下，3 種多糖均為薄片狀，表面光滑。與SCGP-E相比，SCGP-U和SCGP-UAE的表面增加許多碎片結構。其中，SCGP-E具有較高的聚集度，這可能與其分子質量較高有關[31]，而SCGP-U和SCGP-UAE由于分子質量較小，相對松散，使其具有較大的表面積[32]。

圖3 SCGP-E（A）、SCGP-U（B）和SCGP-UAE（C）的SEM圖Fig. 3 SEM images of SCGP-E (A), SCGP-U (B) and SCGP-UAE (C)

2.5 海參性腺多糖的空間構象

在堿性溶液中，具有三股螺旋結構的多糖與剛果紅發生絡合反應，使溶液的最大吸收波長與剛果紅溶液相比發生紅移現象，由此能夠判斷多糖是否具有三股螺旋結構[33]。由圖4可知，3 種方法制備的SCGP-E、SCGP-U和SCGP-UAE與剛果紅進行反應，其最大吸收波長均隨著NaOH溶液濃度的增加呈現下降趨勢，說明SCGP-E、SCGP-U和SCGP-UAE中均不存在三股螺旋結構。這是由于這3 種多糖均含有多種單糖，而雜多糖不宜形成三股螺旋結構[34]。

圖4 剛果紅-SCGP絡合物的最大吸收波長Fig. 4 Maximum absorption wavelengths of Congo red complexes of polysaccharides from sea cucumber gonad

2.6 海參性腺多糖的熱穩定性結果

SCGP-E、SCGP-U、SCGP-UAE的DSC結果如圖5A所示。SCGP-E、SCGP-U和SCGP-UAE分別在64.27、80.59、87.25 ℃時出現多糖自由水的損失；多糖的放熱峰峰值分別出現在429.21、432.09、485.74 ℃處，此時樣品發生分解或氧化降解反應，放熱峰值溫度越高，表明樣品的熱性能越穩定[35]。從放熱峰值溫度來看，SCGPUAE的熱穩定性優于SCGP-E和SCGP-U。

圖5 SCGP的DSC（A）和TGA（B）圖譜Fig. 5 DSC (A) and TGA (B) profiles of polysaccharides from SCGP

SCGP-E、SCGP-U、SCGP-UAE的TGA結果如圖5B所示。當加熱到100 ℃時，SCGP-E、SCGP-U和SCGPUAE的質量損失分別為16.70%、16.45%和8.39%，這主要是自由水蒸發造成的。將SCGP-E、SCGP-U和SCGPUAE樣品進一步分別加熱到212.31、208.45、185.24 ℃時，多糖內部含有的束縛水被釋放并蒸發為水蒸氣。隨著溫度加熱到500 ℃左右，可以觀察到3 種多糖均損失了大部分質量，此時發生的熱降解是由于糖苷鍵隨機斷裂和樣品的轉移而產生[36]。當加熱到790 ℃時，SCGP-E、SCGP-U和SCGP-UAE的樣品殘留質量分數分別為23.80%、33.77%和36.22%。

DSC和TGA結果表明，SCGP-E、SCGP-U、SCGP-UAE擁有良好的熱穩定性，有研究指出良好的熱穩定性有利于多糖在食品和制藥生產中的應用[37]。

2.7 海參性腺多糖的抗氧化活性分析結果

2.7.1 海參性腺多糖的ABTS陽離子自由基清除率

SCGP-E、SCGP-U和SCGP-UAE的ABTS陽離子自由基清除率如圖6A所示，3 種多糖對ABTS陽離子自由基的率效果與其質量濃度均呈劑量-效應關系，其中，SCGP-UAE的ABTS陽離子自由基清除率顯著高于SCGP-E和SCGP-U（P＜0.05）。當多糖質量濃度為4.0 mg/mL時，SCGP-UAE的ABTS陽離子自由基清除率較SCGP-U和SCGP-E分別提高5.59%和2.16%。相關研究表明，多糖清除ABTS陽離子自由基的過程涉及電子轉移，多糖可提供的電子越多，其ABTS陽離子自由基清除能力越強[38]，因此可以推測SCGP-UAE較SCGP-E和SCGP-U能提供更多的電子，這與SCGP-UAE具有更高的硫酸鹽含量有關[20]。當多糖質量濃度為4.0 mg/mL時，SCGP-UAE與傳統抗氧化劑VC的ABTS陽離子自由基清除率無顯著差異（P＞0.05）。結果表明，超聲輔助酶解法可作為高抗氧化性SCGP的有效制備技術。

圖6 SCGP的體外抗氧化活性Fig. 6 Antioxidant activity in vitro of polysaccharides from sea cucumber gonad

2.7.2 海參性腺多糖的O2-·自由基清除率

SCGP-E、SCGP-U和SCGP-UAE對O2-·的清除能力如圖6B所示。3 種方法制備的SCGP對O2-·的清除活性均具有劑量-效應關系，清除能力依次為SCGP-UAE＞SCGP-U＞SCGP-E。通常天然多糖的抗氧化活性與其高硫酸鹽含量[39]和低分子質量[40]有關。硫酸鹽含量高、分子質量低是SCGP-UAE抗氧化活性較強的原因。當多糖質量濃度為4.0 mg/mL時，SCGP-UAE的O2-·清除率為56.44%，分別較SCGP-U和SCGP-E提高14.05%和33.59%；此時，VC的清除率為91.86%。結果表明，SCGP糖具有一定的O2-·清除能力，但顯著低于VC（P＜0.05）。

2.7.3 海參性腺多糖的亞鐵離子螯合能力

一些過渡金屬離子如Fe2+、Cu+、Pb2+、Co2+等能促使活性氧的產生，其中Fe2+的促氧化能力最強[41]，因此研究SCGP對Fe2+的螯合作用具有重要意義。如圖6C所示，SCGP-E、SCGP-U和SCGP-UAE的亞鐵離子螯合能力均隨著多糖質量濃度升高而增強。在0.25～4.0 mg/mL的質量濃度范圍內，SCGP-UAE的亞鐵離子螯合能力顯著高于SCGP-E和SCGP-U（P＜0.05）。在4.0 mg/mL時，SCGP-UAE的亞鐵離子螯合能力為95.93%，較SCGP-U和SCGP-E分別提高26.63%和47.10%，與VC（99.27%）無顯著差異（P＞0.05）。Wang Jing等[42]研究發現，多糖的生物活性（如抗氧化活性）是由于多糖中存在硫酸基團，此外，Li Siqian等[43]發現硫酸基團具有Fe2+螯合能力。

3 結 論

研究結果表明，制備方法對SCGP的結構特征及抗氧化活性具有較大影響。3 種海參性腺多糖SCGP-E、SCGP-U和SCGP-UAE均不含三股螺旋結構，它們的紫外光譜、傅里葉變換紅外光譜和單糖種類相似，但總糖質量分數、硫酸基質量分數、分子質量、單糖組成比例及熱穩定性間存在顯著差異。其中，SCGP-UAE的總糖質量分數、硫酸基質量分數及熱穩定最高，分子質量最低，抗氧化活性最佳，表明其結構特性與抗氧化活性間存在相關性。因此，結合多糖結構及生物活性等因素可知，超聲波輔助酶法是一種很有潛力的海參性腺多糖工業制備技術。本研究結果可為SCGP-UAE在功能性保健品中的開發和應用提供一定的依據，但SCGP-UAE的體內抗氧化活性有待進一步研究。