999精品在线视频,手机成人午夜在线视频,久久不卡国产精品无码,中日无码在线观看,成人av手机在线观看,日韩精品亚洲一区中文字幕,亚洲av无码人妻,四虎国产在线观看 ?

PvEG261對普通菜豆鐮孢菌枯萎病抗性和抗旱性的影響

2021-10-30 01:27:16薛仁風豐明黃宇寧MatthewBlairWalterMessier葛維德
中國農業科學 2021年20期

薛仁風,豐明,黃宇寧,Matthew Blair,Walter Messier,葛維德

對普通菜豆鐮孢菌枯萎病抗性和抗旱性的影響

薛仁風1,豐明1,黃宇寧1,Matthew Blair2,Walter Messier3*,葛維德1*

1遼寧省農業科學院作物研究所,中國沈陽 110161;2田納西州立大學農業與環境科學系,美國田納西州納什維爾 37209;3進化基因組學公司,美國路易斯安那州拉斐特 80501

【目的】分析普通菜豆的序列及表達模式特征,并研究其抗枯萎病和抗旱功能,為普通菜豆鐮孢菌枯萎病抗病和抗旱信號調控網絡解析及分子育種奠定基礎。【方法】對開放讀碼框(open reading frame,ORF)進行生物信息學分析,預測該基因編碼蛋白質的理化性質、二級結構、信號肽序列,在NCBI中通過Blastp檢索高同源性蛋白序列進行序列比對并構建系統發育進化樹;利用qRT-PCR技術分析組織表達特異性及響應枯萎病原菌、干旱脅迫的表達模式;構建過表達載體,轉化發根農桿菌K599菌株,誘導普通菜豆產生轉基因不定根系,同時構建沉默載體,其體外轉錄產物接種普通菜豆,干擾的表達,通過接種鐮孢菌枯萎病原菌和干旱處理,觀察對照、過表達和基因沉默菜豆植株的表型,進行抗病性和抗旱性鑒定,并測定過氧化氫(H2O2)含量、丙二醛(MDA)含量、超氧化物歧化酶(SOD)和過氧化物酶(POD)活性等生理生化指標。【結果】的cDNA序列長471 bp,編碼156個氨基酸組成的蛋白質。結構預測其含有10個strand結構,基因編碼產物預測分子質量為38.89 kD,理論為5.21。屬于Dirigent超家族成員,包含10個氨基酸的信號肽序列,屬于外分泌蛋白。PvEG261與豇豆DIR22蛋白親緣關系最近,達到91.61%。qRT-PCR結果顯示,接種枯萎病原菌和干旱脅迫后,該基因的在菜豆根組織中表達量明顯上升,而且該基因具有明顯的組織表達特異性,在根中的表達量最高。接種病原菌和干旱脅迫后,與對照相比,過表達植株的抗病性和抗旱性水平明顯提高,植株枯萎病發病程度及缺水造成的萎蔫程度均顯著降低,根中H2O2含量、POD活性、SOD活性均顯著高于對照植株,而MDA含量顯著低于對照植株,而基因沉默植株發病程度及萎蔫程度均顯著升高,根中H2O2含量、POD活性、SOD活性均顯著低于對照植株,MDA含量則顯著高于對照植株。【結論】響應枯萎病原菌侵染和干旱脅迫,并且正向調控普通菜豆鐮孢菌枯萎病抗性和抗旱性水平。

普通菜豆;;鐮孢菌枯萎病;干旱脅迫;響應機制

0 引言

【研究意義】普通菜豆(L.)產量約占全球食用豆類總產量的50%,僅次于大豆和花生,是世界上種植面積最大的食用豆類[1-3]。真菌性土傳病害是造成普通菜豆嚴重減產的重要原因,其中以尖鐮孢菌菜豆專化型(f.sp.,Fop)引起的普通菜豆鐮孢菌枯萎病(Fusarium wilt)最為嚴重[4]。因此,發掘并利用普通菜豆優異抗病基因資源,能夠為普通菜豆抗枯萎病新品種培育奠定基礎,對于理解普通菜豆枯萎病的抗病分子機制,提升中國普通菜豆抗病育種水平有重要意義。【前人研究進展】Dirigent超家族基因是植物重要的抗病響應基因,植物寄主通過激活包括Dirigent基因在內的多種基因應對生物和非生物挑戰,在增強不同農作物的抗逆性中發揮潛在作用[5]。Dirigent蛋白參與介導植物中單木酚植物酚的自由基偶聯,從而產生木脂素和木質素[6-11],研究表明,木脂素和木質素均屬于植物抵御害蟲和微生物的重要化合物,參與寄主防御系統相關反應[12-15]。Dirigent基因在許多植物中都存在多個基因家族成員,包括地衣、蕨類、裸子植物和被子植物[5,16-17]。許多Dirigent基因可被不同類型的非生物和生物脅迫因素誘導,包括損傷[16]、干旱、低溫、脫落酸(abscisic acid,ABA)[17]、H2O2、NaCl、聚乙二醇[18]、真菌侵染[19-20]和昆蟲取食[5]等。BURLAT等[6]研究表明Dirigent蛋白被免疫定位在形成層和細胞壁區域。在挪威云杉樹皮和形成層接種樹皮甲蟲共生真菌病原體幾周后,接種部位周圍的細胞被部分或完全木質化[21-22]。木質化能夠增加寄主細胞壁強度,從而阻止真菌病原體的傳播,該過程可能是通過誘導Dirigent基因活性引起的[5]。WANG等[23]研究表明,在油菜籽中Dirigent基因組成型表達條件下,寄主表現出對多種病原真菌抗性的顯著增加。此外,旋蒴苣苔Dirigent基因可以響應多種非生物脅迫,包括干旱、CaCl2、ABA、H2O2和乙二醇雙四乙酸(ethylene glycol tetraacetic acid,EGTA),并在非生物脅迫響應機制中發揮重要作用[17]。【本研究切入點】普通菜豆是世界上重要的食用豆類糧食作物,但生產中真菌性土傳病害和干旱脅迫嚴重危害普通菜豆的產量和品質。Dirigent基因是響應植物生物和非生物脅迫的重要基因,然而,目前關于普通菜豆Dirigent基因的研究成果依然不多,其表達特征和生物學功能更是少有報道。【擬解決的關鍵問題】本研究通過分析的序列、組織特異性表達特征及其在枯萎病原菌侵染、干旱脅迫下的表達模式,并采用過量表達和基因沉默技術驗證其生物學功能,明確其在枯萎病抗性和抗旱中的作用,為普通菜豆抗病與抗旱機制解析及分子育種奠定基礎。

1 材料與方法

1.1 試驗材料及處理

的cDNA序列由美國進化基因組學公司Walter Messier教授提供[24]。供試普通菜豆(L.)品種BRB130、普通菜豆鐮孢菌枯萎病原菌FOP-DM01菌株(f.sp.isolate FOP-DM01)由遼寧省農業科學院保存,病原菌的接種參考XUE等[25]方法;植物過表達載體p35SGFPGUS+、基因沉默表達載體pG7R2V和pGHopR1均由美國田納西州立大學農業與環境科學系Matthew Blair教授惠贈;發根農桿菌()K599菌株感受態細胞購自上海唯地生物技術有限公司,限制性內切酶、T4-DNA連接酶均購自NEB公司;體外轉錄試劑盒(RiboMAXTMLarge Scale RNA Production Systems Kit)購自Promega公司;RNA提取試劑盒、DNA聚合酶、反轉錄試劑盒、熒光定量PCR試劑盒購自天根生化科技(北京)有限公司;T載體克隆試劑盒購自寶生物工程(大連)有限公司;PCR引物均由生工生物工程(上海)股份有限公司合成(表1)。

1.2 PvEG261的序列分析

利用ProtParam(https://web.expasy.org/protparam/)在線分析編碼蛋白質的理化性質,利用SignalP軟件在線預測信號肽序列,利用PSIPRED(http://bioinf.cs.ucl.ac.uk/psipred/)在線預測蛋白質二級結構,利用Blastp在線分析軟件(http://blast.ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi)尋找的同源序列,并分析序列保守結構域。利用MEGA7.0(http://www.megasoftware.net/)構建同源進化樹。

1.3 PvEG261的表達模式分析

在未經處理的野生型普通菜豆根、莖、葉、花、莢等不同器官中取樣,檢測的組織表達特異性;將10日齡普通菜豆幼苗接種FOP-DM01菌株后0、24、48、72、96和120 h于根部取樣,以未接種病原菌的普通菜豆根組織作為對照;將10日齡的普通菜豆幼苗浸入含有16.1% PEG6000中處理0、0.5、1、3、6和12 h后于根部取樣,以清水處理為對照,提取總RNA,反轉錄獲得cDNA,用于檢測的表達量。通過qTOWER 2.2實時定量PCR儀(Analytikjena,Germany)分析的相對表達量。試驗數據采用2?ΔΔCT法分析,確定基因的相對表達量,每個取樣點設3個重復。定量PCR引物EG261-F/R根據的cDNA序列設計,以普通菜豆的作為內參,設計引物ACT-F/R[26]。

1.4 PvEG261的過量表達與基因沉默載體的構建

通過設計引物OE-F/OE-R,在上游和下游分別引入Ⅰ和Ⅰ內切酶位點。用Ⅰ和Ⅰ雙酶切的cDNA,然后與經過相同雙酶切的p35SGFPGUS+載體連接,構建的過表達載體,命名為p35S-。

通過病毒誘導基因沉默(virus induced gene silencing,VIGS)技術構建的沉默體系,利用引物GS-F/GS-R擴增的ORF中412 bp片段,并在上游和下游引入HⅠ和Ⅰ酶切位點,將擴增片段導入pG7R2V載體,命名為pG7R2V-412。將pG7R2V質粒經過Ⅰ酶切、連接后,用作空載體對照,命名為pG7R2V-CK。

表1 本試驗所用引物

下劃線序列代表限制性內切酶位點

The underlined sequence represents the restriction endonuclease site

1.5 轉基因不定根的遺傳轉化

參考ESTRADA-NAVARRETE等[27]方法進行轉基因不定根的誘導。將p35S-載體轉化發根農桿菌K599菌株感受態細胞,接種普通菜豆7日齡幼苗作為處理,以轉化p35SGFPGUS+載體和無載體轉化的K599菌株誘導產生不定根的菜豆植株作為對照。不定根的誘導在90%濕度條件下進行,當不定根長至3—4 cm時將植株移栽至新盆中,使其穩定生長,28℃光照16 h/25℃黑暗8 h條件下培養3周。

1.6 基因沉默表達植株的構建

參考Díaz-Camino等[28]方法構建基因沉默植株。將pG7R2V-412載體與pGHopR1載體的體外轉錄產物等量混合后接種普通菜豆植株首片三出復葉作為處理,以pG7R2V-CK載體與pGHopR1載體體外轉錄產物混合物接種的菜豆植株和野生型植株作為對照。培養條件為28℃光照16 h/25℃黑暗8 h。

1.7 抗病性、抗旱性鑒定

參考XUE等[25]和CHEN等[26]方法對過表達和沉默表達的菜豆植株進行抗病性和抗旱性鑒定,每個對照或處理調查株數均為9。普通菜豆植株均培養于28℃光照16 h/25℃黑暗8 h條件下溫室,觀察植株生長狀態。

1.8 抗病和抗旱相關生理指標檢測

測定過表達和基因沉默的菜豆植株根組織及相關生理生化指標。參考SAGISAKA[29]方法測定H2O2含量,參考ZHANG等[30]方法測定丙二醛(malondialdehyde,MDA)含量和超氧化物歧化酶(superoxide dismutase,SOD)活性,參考DO等[31]方法測定過氧化物酶(peroxidase,POD)活性。一個酶活性單位定義為每分鐘將1 μmol底物轉化為產物的酶量。

1.9 數據處理

采用SPSS 19.0和Excel 2007進行數據統計分析。

2 結果

2.1 普通菜豆PvEG261的序列分析

編碼的蛋白質含有10個strand結構,其他為coil結構。PvEG261預測分子質量為38.89 kD,理論為5.21。PvEG261屬于Dirigent超家族成員(圖1-A)。蛋白質結構預測結果表明,該蛋白質包含10個氨基酸的信號肽序列,屬于外分泌蛋白。PvEG261的氨基酸序列與豇豆(XP_027906892.1)、紅小豆(XP_017441835.1)、綠豆(XP_014492698.1)等多種作物的Dirigent基因所編碼的氨基酸序列具有很高的同源性。系統進化樹分析結果表明,PvEG261與豇豆的DIR22蛋白親緣關系最近,蛋白序列相似性達到91.61%(圖1-B和圖1-C)。

2.2 普通菜豆PvEG261的表達模式

采用qRT-PCR技術分析在普通菜豆各個組織中的相對表達量。結果表明,在普通菜豆各個組織中均有不同程度表達,其中在根中的表達豐度最高,莖中次之,在葉中表達豐度最低(圖2-A)。接種普通菜豆鐮孢菌枯萎病原菌FOP-DM01菌株后,在普通菜豆品種BRB130根中的表達水平顯著高于接種前(圖2-B),接種病原菌72 h后,基因表達量顯著提升,在96和120 h達到最高,分別為接種前表達水平的4.5和3.8倍。當用PEG6000處理菜豆植株時,根中表達水平受到強烈誘導,表達量在處理6 h后達到最大值,約為處理0 h表達水平的6.2倍(圖2-C)。

2.3 PvEG261過表達和基因沉默菜豆植株的獲得

利用EG261-F/EG261-R引物組合對過表達和基因沉默菜豆植株進行qRT-PCR檢測,結果表明,過表達菜豆植株不定根中目標基因的表達量顯著高于空載體轉化和非轉化不定根(圖3-A);沉默植株根中目標基因的表達量顯著低于接種空載體病毒菜豆植株和野生型植株根組織(圖3-B)。

2.4 PvEG261過表達和基因沉默菜豆植株抗病性和抗旱性鑒定

接種枯萎病病原菌2周后,過表達菜豆植株發病級數顯著低于空載體轉化和非轉化不定根植株(圖4-A)。接種病原菌2周后,2組對照植株發病級數分別達到8.6和8.8,而過表達不定根的菜豆植株發病級數僅為6.1(圖4-B);接種病原菌后,沉默菜豆植株發病級數顯著高于接種空載體病毒菜豆植株和野生型植株(圖4-C)。接種病原菌2周后,2組對照植株發病級數僅為分別達到4.8和4.1,而沉默的菜豆植株發病級數高達8.9(圖4-D)。以上結果表明,在調控普通菜豆枯萎病抗病反應中發揮重要作用。

通過2周的干旱處理,發現對照組植株葉片嚴重萎蔫失水下垂,而過表達不定根的菜豆植株生長狀態明顯要好于對照(圖5-A),過表達不定根長度顯著高于對照植株,達到19.6 cm(圖5-B)。此外,干旱脅迫處理后,過表達菜豆植株的不定根系更加發達,根系鮮重達到5.7 g,比較非轉化、空載體對照均顯著提高(圖5-C);而沉默植株經過2周干旱處理后,整株嚴重枯萎(圖5-D),沉默植株根長度僅為12.7 cm,顯著低于對照植株(圖5-E),此外基因沉默植株根系鮮重也僅為2.7 g,也均明顯低于野生型、空載體2組對照(圖5-F)。以上結果表明,對普通菜豆植株的抗旱性起到正向調控作用。

A:PvEG261蛋白序列分析;B:PvEG261蛋白和其他植物中的Dirigent蛋白序列比對。綠色代表相似性達50%以上;粉色代表相似性達75%以上;黑色代表相似性達100%;C:PvEG261蛋白和其他植物中的Dirigent蛋白的同源進化樹分析。CaDIR22:咖啡,XP_027102329.1;LaDIR22:羽扇豆,XP_019462472.1;MpDIR3:刺毛黧豆,RDX73385.1;ApDIR22:相思子,XP_027337739.1;GmDIR22:大豆,XP_006576480.1;GsDIR:野生大豆,KHN26491.1;VaDIR22:紅豆,XP_017441835.1;VrDIR22:綠豆,XP_014492698.1;VuDIR22:豇豆,XP_027906892.1

2.5 普通菜豆植株抗病和抗旱生理指標檢測

在病原菌侵染和干旱脅迫條件下,過表達植株根組織H2O2含量、POD活性、SOD活性均顯著高于對照植株(圖6-A—圖6-C),而MDA含量顯著低于對照植株(圖6-D)。基因沉默植株根組織H2O2含量、POD活性、SOD活性均顯著低于對照植株(圖6-E—圖6-G),而MDA含量顯著高于對照植株(圖6-H)。以上結果表明,對普通菜豆枯萎病抗病性和抗旱性的提升具有促進作用。

A:PvEG261過表達植株的qRT-PCR檢測;B:PvEG261沉默植株的qRT-PCR檢測

3 討論

普通菜豆(L.)是世界范圍內重要的食用豆類作物之一,而食用豆類,尤其在發展中國家是人類攝取蛋白質(約22%),維生素(葉酸)和礦物質(鈣、銅、鐵、鎂、錳、鋅)的重要來源[32]。在生產效率低下和種植經驗匱乏的國家和地區,普通菜豆在生產中更容易受到病蟲害及干旱、土地貧瘠等

生物或非生物脅迫的影響。

植物Dirigent蛋白首先在連翹中被分離并鑒定出來[33],其主要參與木脂素和木質素合成中的相關酶促反應,并且在水生植物逐漸適應陸生環境過程中逐漸進化[34]。木質素或木脂素類物質積累量的提高,都可以增強植物的抗性,許多研究表明Dirigent基因參與植物的防御系統,增強植物的抗逆性[35-36]。本研究中PvEG261蛋白序列具有其他植物Dirigent蛋白序列的保守結構域,而且通過構建系統進化樹,發現PvEG261與豇豆、綠豆、小豆的Dirigent蛋白親緣關系都很近,說明該基因應該編碼普通菜豆Dirigent蛋白。PvEG261蛋白N端具有明顯的信號肽序列,屬于分泌蛋白,而且在根組織中該基因表達量最高,這些結果均與前人研究結果一致[37-39]。

A:PvEG261過表達植株2周后病情特征;B:PvEG261過表達植株病級分析;C:PvEG261沉默植株2周后病情特征;D:PvEG261沉默植株病級分析。NT:非轉化植株;EV:空載體轉化植株;OE:PvEG261轉基因不定根植株;GS:PvEG261沉默植株。下同

Dirigent蛋白是一類植物病原應答誘導蛋白,許多農作物受病原菌侵染時,Dirigent基因都被快速誘導表達,這些研究表明Dirigent蛋白基因在植物病害防御過程中具有非常重要作用[35-39]。前人研究表明,三七()中克隆到的7個DIR基因(—)都響應茄腐鐮刀菌()的侵染,基因表達量均顯著上調,并且過表達的轉基因煙草木質素和木脂素生物合成相關基因的表達量顯著升高,從而提高了木質素、木脂素的積累量并增強煙草對茄腐鐮刀菌的抗性[37]。白菜()在尖孢鐮刀菌()侵染后,表達量顯著提升,接種24 h后,基因表達量比未侵染植株提升約5倍[40]。本研究發現普通菜豆受鐮孢菌枯萎病原菌侵染后,根中的表達水平同樣顯著升高,過表達的轉基因菜豆植株對枯萎病原菌的抗性明顯增強,而的沉默植株對枯萎病原菌的抗性卻顯著降低,這說明該基因在普通菜豆防御系統中發揮著重要作用。

植物Dirigent基因在響應非生物脅迫方面同樣發揮了重要作用。在PEG6000誘導條件下,菜豆根中表達水平也受到強烈誘導,表達量快速提升,這與甘蔗()經PEG處理后,的表達水平變化規律一致,同時在大腸桿菌()中過表達也可以顯著提高大腸桿菌對PEG的耐受力[41]。因此,Dirigent基因作為植物木質素合成中的重要調控基因,在響應干旱脅迫方面發揮重要作用。本研究中,在干旱脅迫條件下,過表達的轉基因植株不定根長度和鮮重顯著高于對照,而基因沉默植株根長度和鮮重顯著低于對照,這說明對調控普通菜豆的抗旱性具有重要作用。

A:PvEG261過表達植株干旱脅迫2周后表型特征;B:PvEG261過表達植株根長度分析;C:PvEG261過表達植株根鮮重分析;D:PvEG261沉默植株干旱脅迫2周后表型特征;E:PvEG261沉默植株根長度分析;F:PvEG261沉默植株根鮮重分析

當植物遭受逆境脅迫時,H2O2等活性氧(reactive oxygen species,ROS)分子迅速積累,協助植物抵御病原菌的侵染,它不僅可以直接殺死病原菌,還參與細胞壁的木質化等過程,同時它還可以作為第二信使調控相關基因的表達,提高植物的抗逆性[42]。然而,大量積累的ROS也一定程度破壞了植物細胞內環境的穩態及各種代謝活動的正常進行,同時伴隨ROS的積累,大量MDA的合成也給植物細胞造成了損傷[43]。因此,植物細胞通過增加相關抗氧化防護酶(POD和SOD等)活性來清除逆境脅迫下細胞內積累的大量的ROS,以降低ROS對細胞的破壞[44]。本研究中,在病原菌侵染和干旱脅迫條件下,過表達菜豆植株根組織H2O2含量、POD活性、SOD活性顯著高于對照,MDA含量顯著低于對照,而基因沉默植株根組織H2O2含量、POD活性、SOD活性顯著低于對照,MDA含量顯著高于對照。結果說明,能夠誘導合成大量ROS,提高菜豆植株的抗病性和抗旱性,并通過調節POD和SOD等抗氧化酶活性,降低了ROS對細胞造成的破壞,降低MDA水平,減輕了病原菌侵染和干旱脅迫對菜豆植株造成的傷害。

Dirigent基因家族在植物應答多種生物與非生物脅迫的防御反應,次生代謝和纖維素的生物合成中都發揮著重要的作用[6,16,45]。然而,關于普通菜豆中Dirigent蛋白及其生物學功能,特別是對鐮孢菌枯萎病抗性和抗旱性的影響仍然報道較少。本研究結果表明,普通菜豆的Dirigent基因在菜豆抗枯萎病和抗旱相關反應過程中發揮了重要的作用,伴隨著逆境響應因子的表達,正向調控寄主枯萎病抗病性和抗旱性水平,但關于參與普通菜豆鐮孢菌枯萎病抗性和抗旱性的分子機制今后還需要進一步深入研究。

A:PvEG261過表達植株H2O2含量分析;B:PvEG261過表達植株SOD活性分析;C:PvEG261過表達植株POD活性分析;D:PvEG261過表達植株MDA含量分析;E:PvEG261沉默植株H2O2含量分析;F:PvEG261沉默植株SOD活性分析;G:PvEG261沉默植株POD活性分析;H:PvEG261沉默植株MDA含量分析

4 結論

屬于典型的普通菜豆Dirigent基因家族成員,其編碼蛋白屬于外分泌蛋白,在根中表達量最高,具有明顯的組織表達特異性;該基因響應枯萎病原菌、干旱的誘導,表達量顯著提升,并且正向調控普通菜豆鐮孢菌枯萎病抗性和抗旱性水平。

[1] 張赤紅, 曹永生, 宗緒曉, 王志剛, 王述民.普通菜豆種質資源形態多樣性鑒定與分類研究.中國農業科學, 2005, 38(1): 27-32.

ZHANG C H, CAO Y S, ZONG X X, WANG Z G, WANG S M.Morphological diversity and classification of common bean (L.) germplasm resource in China.Scientia Agricultura Sinica, 2005, 38(1): 27-32.(in Chinese)

[2] Perez-VegaE, PaedaA, RodrIguez-SuArezC, CampaA, GiraldezR, FerreiraJ J.Mapping of QTLs for morpho- agronomic and seed quality traits in a RIL population of common bean (L.).Theoretical and Applied Genetics, 2010, 120: 1367-1380.

[3] Schmutz J, McClean P E, Mamidi S, Wu G A, Cannon S B, Grimwood J, Jenkins J, Shu S q, Song Q j, Chavarro C, Torres-TorresM, Geffroyv, Moghaddam S M, Gaod y, Abernathyb, Barryk, Blair m, Brick m a, Chovatiam, Gepts p, GoodsteinD M, Gonzalesm, Hellstenu, Hyten D L, Jiag F, Kelly J D, Kudrna D, LeeR, Richard M M S, Miklas P N, OsornoJ M, Rodrigues J, ThareauV, UrreaC A, Wang m, Yu Y, ZhangM, Wing R A, Cregan P B, Rokhsar D S, JacksonS A.A reference genome for common bean and genome-wide analysis of dual domestications.Nature Genetics, 2014, 46: 707-713.

[4] HARTER L L.A Fusarium disease of beans.(Abstr.).Phytopathology, 1929, 19: 82.

[5] Ralph S, Park J Y, Bohlmann J, Mansfield S D.Dirigent proteins in conifer defense: gene discovery, phylogeny and differential wound- and insect-induced expression of a family of DIR and DIR-like genes in spruce (spp.), Plant Molecular Biology, 2006, 60: 21-40.

[6] Burlat V, Kwon M, Devin L B, Lewis N G.Dirigent proteins and dirigent sites in lignifying tissues.Phytochemistry, 2001, 57: 883-897.

[7] Davin L B, Wang H B, Crowell A L, Bedgar D L, Martin D M, Sarkanen S, Lewis N G.Stereoselective biomolecular phenoxy radical coupling by an auxiliary (Dirigent) protein without an active center.Science, 1997, 275: 362-366.

[8] Liu J, Stipanovic R D, Bell A A, Puckhaber L S, Magill C W.Stereoselective coupling of hemigossypol to form (+)-gossypol in moco cotton is mediated by a dirigent protein.Phytochemistry, 2008, 69: 3038-3042.

[9] Pickel B, Constantin M A, Pfannstiel J, Conrad J, Beifuss U, Schaller A.An enantiocomplementary dirigent protein for the enantioselective laccase-catalyzed oxidative coupling of phenols.Angewandte Chemie-International Edition, 2010, 49: 202-204.

[10] Dalisay D S, Kim K W, Lee C, Yang H, Rübel O, Bowen B P, DavinL B, LewisN G.Dirigent protein-mediated lignan and cyanogenic glucoside formation in flax seed: integrated omics and MALDI mass spectrometry imaging.Journal of Natural Products, 2015, 78: 1231-1242.

[11] Effenberger I, Zhang B, Li L, Wang Q, Liu Y, Klaiber I, Pfannstiel J, Wang Q M, Schaller A.Dirigent proteins from cotton (sp.) for the atropselective synthesis of gossypol.Angewandte Chemie-International Edition, 2015, 54: 14660-14663.

[12] Lewis N G, Davin L B.Evolution of lignin and neolignan biochemical pathways//Nes W D, (Ed.).Isopentenoids and other natural products evolution, function.Washington DC: ACS Symposium Series, 1994, 562: 202-246.

[13] Lewis N G, Davin L B.Lignans: biosynthesis and function// Barton D H R, Nakanishi K, Meth-Cohn O, (Eds.).Comprehensive Natural Products Chemistry.London: Elsevier, 1999: 639-712.

[14] Boudet A M.Lignins and lignification selected issues.Plant Physiology and Biochemistry, 2000, 38: 81-96.

[15] Zhou J, Lee C, Zhong R, Ye Z H.MYB58 and MYB63 are transcriptional activators of the lignin biosynthetic pathway during secondary cell wall formation in.The Plant Cell, 2009, 21: 248-266.

[16] Ralph S G, Jancsik S, Bohlmann J.Dirigent proteins in conifer defense II: extended gene discovery, phylogeny, and constitutive and stress-induced gene expression in spruce (spp).Phytochemistry, 2007, 68: 1975-1991.

[17] Wu R H, Wang L L, Wang Z, Shang H H, Liu X, Zhu Y, Qi D D, DENG X.Cloning and expression analysis of a dirigent protein gene from the resurrection plant.Progress in Natural Science, 2009, 19: 347-352.

[18] Moura J C M S, Bonine C, Viana J, Dornelas M C, Mazzafera P.Abiotic and biotic stresses and changes in the lignin content and composition in plants.Journal of Integrative Plant Biology, 2010, 52: 360-376.

[19] Zhu L, Zhang X, Tu L, Zeng F, Nie Y, Guo X.Isolation and characterization of two novel dirigent-like genes highly induced in cotton (and) after infection by.Journal of Plant Pathology, 2007, 89: 41-45.

[20] Reboledo G, Del Campo R, Alvarez A, Montesano M, Mara H, Ponce de León I.Physcomitrella patens activates defense responses against the pathogen.International Journal of Molecular Sciences, 2015, 16: 22280-22298.

[21] Franceschi V R, Krokene P, Krekling T, Christiansen E.Phloem parenchyma cells are involved in local and distant defense responses to fungal inoculation or barkbeetle attack in Norway spruce ().American Journal of Botany, 2000, 87: 314-326.

[22] Nagy N E, Franceschi V R, Solheim H, Krekling T, Christiansen E.Wound-induced traumatic resin duct development in stems of Norway spruce (): anatomy and cytochemical traits.American Journal of Botany, 2000, 87: 302-313.

[23] Wang Y, Fristensky B.Transgenic canola lines expressing pea defense gene DRR206 have resistance to aggressive blackleg isolates and to.Molecular Breeding, 2001, 8: 263-271.

[24] Messier W.Dirigent geneand its orthologs and paralogs and their uses for pathogen resistance in plants, US, US 9834783B2, 2017.

[25] XUE R F, WU X B, WANG Y J, ZHUANG Y, CHEN J, WU J, GE W D, WANG L F, WANG S M, BLAIR M WHairy root transgene expression analysis of a secretory peroxidase()from common bean infected by Fusarium wilt.Plant Science, 2017, 260: 1-7.

[26] Chen J B, Wang S M, Jing R L, Mao x g.Cloning thegene from common bean () and its expression patterns under abiotic stresses.Journal of Plant Physiology, 2009, 166(1): 12-19.

[27] Estrada-Navarrete G, Alvarado-Affantranger X, Olivares J E, Guillén G, Díaz-Camino C, Campos F, Quinto C, Gresshoff P M, Sanchez F.Fast, efficient and reproducible genetic transformation ofspp.by.Nature Protocols, 2007, 2(7): 1819-1824.

[28] Díaz-Camino C, Annamalai P, Sanchez F, Kachroo A, Ghabrial S A.An effective virus-based gene silencing method for functional genomics studies in common bean.Plant Methods, 2011, 7(1): 16.

[29] Sagisaka S.The occurrence of peroxide in a perennial plant,.Plant Physiology, 1976, 57: 308-309.

[30] Zhang H, Gao X, Zhi Y, Li X, Zhang Q, Niu J, Wang J, Zhai H, Zhao N, Li J, Liu Q, He S.A non-tandem CCCH-type zinc finger protein, IbC3H18, functions as a nuclear transcriptional activator and enhances abiotic stress tolerance in sweet potato.New Phytologist, 2019, 223: 1918-1936.

[31] Do H M, Hong J K, Jung H W, Kim S H, Ham J H, Hwang B K.Expression of peroxidaselike genes, H2O2production, and peroxidase activity during the hypersensitive response topv.in.Molecular Plant Microbe Interaction, 2003, 16: 196-205.

[32] Broughton W J, Hernandez G, Blair M, Beebe S, Gepts P, Vanderleyden J.Bean (spp.)-model food legumes.Plant Soil, 2003, 252: 55-128.

[33] Davin L B, Wang H B, Crowell A L, Bedgar D L, Martin D M, Sarkanen S, Lewis N G.Stereoselective bimolecular phenoxy radical coupling by an auxiliary (dirigent) protein without an active center.Science, 1997, 275: 362-366.

[34] Kim M K, Jeon J H, Fujita M, Davin L B, Lewis N G.The western red cedar () 8-8’ DIRIGENT family displays diverse expression patterns and conserved monolignol coupling specificity.Plant Molecular Biology, 2002, 49: 199-214.

[35] Li N, Zhao M, Liu T, Dong L, Cheng Q, Wu J, Wang L, Chen X, Zhang C, Lu W, Xu P, Zhang S.A novel soybean dirigent genecontributes to promotion of lignan biosynthesis and enhances resistance to.Frontier in Plant Science, 2017, 8: 1185.

[36] Ma Q H, Liu Y C.TaDIR13, a dirigent protein from wheat, promotes lignan biosynthesis and enhances pathogen resistance.Plant Molecular Biology Reporter, 2015, 33(1): 143-152.

[37] 關瑞攀.Dirigent基因參與三七——茄腐鐮刀菌互作的分子機理研究[D].昆明: 昆明理工大學, 2018.

GUAN R P.Molecular mechanism of dirigent genes involved in the interaction of[D].Kunming: Kunming University of Science and Technology, 2018.(in Chinese)

[38] 張洪偉, 李繼剛, 鄭建坡, 曲占良.馬鈴薯晚疫病抗性相關基因的克隆與表達.華北農學報, 2012(2): 23-29.

ZHANG H W, LI J G, ZHENG J P, QU Z L.Cloning and expression of a potato dirigent-like gene () responsive to infection by.Acta Agriculturae Boreali-Sinica, 2012(2): 23-29.(in Chinese)

[39] 郭寶生, 師恭曜, 王凱輝, 劉素恩,趙存鵬, 王兆曉, 耿軍義, 華金平.黃萎病菌侵染下陸地棉Dirigent-like蛋白基因表達差異分析.中國農業科學, 2014, 47(22): 4349-4359.

GUO B S, SHI G Y, WANG K H, LIU S E, ZHAO C P, WANG Z X, GENG J Y, HUA J P.Expression differences of dirigent-Like protein genes in upland cotton responsed to infection by.Scientia Agricultura Sinica, 2014, 47(22): 4349-4359.(in Chinese)

[40] Thamil Arasan S K, Park J I, Ahmed N U, Jung H J, Hur Y, Kang K K, Lim Y P, Nou I S.Characterization and expression analysis of dirigent family genes related to stresses in.Plant Physiology and Biochemstry, 2013, 67: 144-153.

[41] Guo J L, Xu L P, Fang J P, Su Y C, FU H Y, QUE Y X, XU J S.A novel dirigent protein gene with highly stem-specific expression from sugarcane, response to drought, salt and oxidative stresses.Plant Cell Reports, 2012, 31(10): 1801-1812.

[42] Liu G, Sheng X, Greenshields D L, Ogieglo A, Kaminskyj S, Selvaraj G, Wei Y.Profiling of wheat class III peroxidase genes derived from powdery mildew-attacked epidermis reveals distinct sequence-associated expression patterns.Molecular Plant Microbe Interaction, 2005, 18(7): 730-741.

[43] Majid M, Akbar M, Tomoaki H, Maki K.Drought stress alters water relations and expression of pip-type aquaporin genes inplants.Plant & Cell Physiology, 2008(5): 801-813.

[44] 崔苗苗, 馬琳, 張錦錦, 王筱, 龐永珍, 王學敏.紫花苜蓿的表達特性及耐鹽性效應.中國農業科學, 2020, 53(18): 27-41.

CUI M M, MA L, ZHANG J J, WANG X, PANG Y Z, WANG X M.Gene expression and salt-tolerance analysis ofgene from Alfalfa.Scientia Agricultura Sinica, 2020, 53(18): 27-41.(in Chinese)

[45] Davin L B, Lewis N G.Dirigent proteins and dirigent sites explain the mystery of specificity of radical precursor coupling in lignan and lignin biosynthesis.Plant Physiology, 2000, 123: 453-462.

Effects ofgene on the Fusarium wilt and drought-resistance in common bean

XUE RenFeng1, FENG Ming1, HUANG YuNing1, Matthew Blair2, Walter Messier3*, GE WeiDe1*

1Crop research institute, Liaoning Academy of Agricultural Sciences, Shenyang 110161, China;2Department of Agricultural and Environmental Sciences, Tennessee State University, Nashville 37209, TN USA;3Evolutionary Genomics, Inc., Lafayette 80501, LA USA

【Objective】By analyzing the sequence and expression pattern characteristics offrom common beans, and studying its resistance to Fusarium wilt and drought, the foundation was laid for the signal regulation network analysis of Fusarium wilt and drought-resistance and molecular breeding in common beans.【Method】 Bioinformatics analysis was performed on the open reading frame (ORF) ofto predict the physical and chemical properties, secondary structure, signal peptide sequence of the protein encoded by the, and search for highly homologous protein sequence in NCBI database through Blastp tool online for sequence alignment and phylogenetic tree construction; the tissue expression specificity ofand the expression pattern in response to Fusarium wilt pathogen and drought stress were analyzed by qRT-PCR;overexpression vector was constructed and transformed intoK599 to induce the generation of hairy transgenic roots in common beans.Meanwhile, thesilencing vector was constructed, and the transcription productwas inoculated on the seedlings of common bean to interfere withexpression.Through inoculation with the pathogen and drought treatment, the phenotypes of control,overexpressed and silenced plants were observed, disease and drought-resistance were both identified, and hydrogen peroxide (H2O2) content, malondialdehyde (MDA) content, superoxide dismutase (SOD) and peroxidase (POD) activity as physiological and biochemical indicators were all assayed.【Result】 The cDNA sequence ofwas 471 bp, which encodes a protein composed of 156 amino acids.The structure prediction indicated that it contained 10 strand structures, the predicted molecular mass of the encoding product was 38.89 kD, and the theoreticalwas 5.21.belonged to the members of dirigent gene superfamily, it contained a signal peptide sequence of 10 amino acids, and belonged to a secreted protein.The relationship between PvEG261 and cowpea DIR22 protein is the closest, which reached 91.61%.The results of qRT-PCR showed that the expression in the root tissues increased significantly after inoculation with Fusarium wilt pathogen and drought treatment, and the gene has obvious tissue expression specificity, with the highest expression level in the roots.After inoculation with pathogen and drought treatment, the disease and drought-resistance of the overexpressed plants were significantly improved in comparison with the control, the plant disease scores and the wilting degree caused by water shortage were significantly reduced, and the H2O2content, POD and SOD activity in the roots were all significantly higher than the control plant, while the MDA content was dramatically lower than the control plant.The disease and wilting degree of the gene silenced plants were significantly increased.The H2O2content, POD and SOD activity in the roots were significantly lower than the control plant, and the MDA content was significantly higher than the control plants.【Conclusion】responded to Fusarium wilt pathogen infection and drought stress, and positively regulated the Fusarium wilt and drought-resistance in common beans.

common bean;; fusarium wilt; drought stress; response mechanism

2021-04-06;

2021-05-27

國家自然科學基金(31972962)、財政部和農業農村部國家現代農業產業技術體系-食用豆(CARS-08)

薛仁風,E-mail:xuerf82@163.com。通信作者Walter Messier,E-mail:wmessier@evolgen.com。通信作者葛維德,E-mail:snowweide@163.com

(責任編輯 李莉)

主站蜘蛛池模板: 在线观看国产精品日本不卡网| 国产女人在线视频| 熟妇丰满人妻| 亚洲精品午夜无码电影网| 亚洲无码久久久久| 在线免费a视频| 无码精品国产dvd在线观看9久 | a在线亚洲男人的天堂试看| 首页亚洲国产丝袜长腿综合| 亚洲成人在线免费观看| 国产亚洲欧美另类一区二区| 在线播放国产99re| 无码高潮喷水专区久久| 久久中文电影| 91福利一区二区三区| 天天综合网色| 97亚洲色综久久精品| 国产精品久久久免费视频| 欧美日韩成人| 国内毛片视频| 亚洲美女一区| 国产女人18水真多毛片18精品| 99人妻碰碰碰久久久久禁片| 欧洲欧美人成免费全部视频| 亚洲六月丁香六月婷婷蜜芽| 狠狠久久综合伊人不卡| 91久久偷偷做嫩草影院精品| 欧美www在线观看| 欧美高清三区| 亚洲h视频在线| 国产制服丝袜91在线| jizz国产视频| 亚洲国产精品不卡在线| 在线中文字幕日韩| 国产一区二区三区在线观看视频| 欧美国产中文| 一本大道无码高清| 高清无码手机在线观看| 伊人成人在线| 日本www在线视频| 国产肉感大码AV无码| 国产精品女主播| 一级看片免费视频| 99精品视频九九精品| 国产小视频免费| 精品视频一区二区三区在线播| 国产区福利小视频在线观看尤物| 美女视频黄频a免费高清不卡| 色综合综合网| 日韩人妻少妇一区二区| 国内精品小视频在线| 国产精品综合久久久| 亚洲最大福利视频网| 无码一区中文字幕| 老司机精品一区在线视频| 日本午夜在线视频| 亚洲精品成人福利在线电影| 国产欧美另类| 日本亚洲成高清一区二区三区| a毛片在线| 精品国产成人a在线观看| 亚洲毛片一级带毛片基地| av在线无码浏览| 天天干伊人| 欧美精品啪啪一区二区三区| 国产精品七七在线播放| 黄色网页在线观看| 亚洲天堂久久新| 久久福利片| 无码电影在线观看| 99成人在线观看| 91成人免费观看在线观看| 亚洲自偷自拍另类小说| 久久亚洲国产一区二区| 91无码视频在线观看| 又污又黄又无遮挡网站| 女人18毛片一级毛片在线| 欧美日韩午夜| 欧美日韩北条麻妃一区二区| 欧美日韩福利| 欧美一级视频免费| 日本一区二区三区精品视频|