厭氧氨氧化UASB系統對氨氮的超量去除機制研究

袁林杰,袁林江*,陳 希,楊 睿,于麗萍,王 剛,賀向峰,楊江偉

厭氧氨氧化UASB系統對氨氮的超量去除機制研究

袁林杰1,袁林江1*,陳 希2,楊 睿1,于麗萍1,王 剛1,賀向峰1,楊江偉1

(1.西安建筑科技大學環境與市政工程學院,陜西省環境工程重點實驗室,西北水資源與環境生態教育部重點實驗室,西安 710055；2.西安工程大學城市規劃與市政工程學院,西安 710048)

采用UASB反應器在改變NO2--N/NH4+-N比條件下,考察厭氧氨氧化系統對NH4+-N的超量去除特征、相關酶的催化活性以及污泥菌群結構.結果表明,隨著進水NO2--N濃度降低,反應器對NH4+-N的去除量相比理論較大,在停供NO2--N情況下,反應器內NH4+-N去除可達55 mg/L.反應器內NH4+-N的去除并不是是來自進水中SO42-和Fe3+/EDTA絡合物,而是存在NH4+-N的好氧硝化.過氧化氫酶測定聯合分子生物學技術分析顯示,好氧硝化的所需氧量分別來自進水和過氧化氫酶產氧.反應器底部污泥層的氨氧化菌(AOB)、厭氧氨氧化菌(AnAOB)活性優于上部污泥層,相反,上部污泥層的異養反硝化菌(HDB)活性優于底部污泥層,二者協同將NH4+-N轉化為N2.

厭氧氨氧化；氮超量去除；過氧化氫；過氧化氫酶

相比傳統硝化反硝化,厭氧氨氧化工藝對低碳氮比污水具有無需添加碳源、污泥產量少等特點,在污水生物脫氮領域得到廣泛應用[1-3].厭氧氨氧化工藝是指在厭氧條件下,厭氧氨氧化菌以NO2--N為電子受體將NH4+-N轉化為N2的過程.根據Strous[4]研究理論上厭氧氨氧化反應器中NO2--N與NH4+-N消耗量之比(Rs)和NO3--N的產量與NH4+-N的消耗量之比(Rp)分別為1.32、0.26.然而,在實際運行厭氧氨氧化反應器時,還原單位質量的NO2--N所消耗的NH4+-N通常是高于理論值,即存在所謂的“氨的超量去除”現象[5-8].

李祥等[9]對厭氧氨氧化污泥中氨氧化的潛在電子受體進行研究,發現除NO3--N、SO42-和Fe3+之外,還可能存在著導致過量NH4+-N轉化的其他物質.此外,Sabumon等[10]發現在有機條件下厭氧氨的去除可能通過過氧化氫酶產氧將氨氧化.厭氧氨氧化菌為化能自養型細菌,那么在常規無機條件下,是否也存在類似情況,尚不清楚.關于厭氧氨氧化系統中,NH4+-N超量去除過程及影響機制仍未被充分揭示,有待進一步研究.

本研究不僅從UASB厭氧氨氧化系統中可能電子受體SO42-、Fe3+/EDTA進行研究,而且通過反應器內過氧化氫(H2O2)含量和過氧化氫酶活性進行測定,論證了過氧化氫酶產氧將氨氧化的可能性.此外,本研究通過原位熒光雜交技術,微生物群落結構的解析及不同高度污泥層的微生物活性,揭示了系統中NH4+-N超量去除途徑及機制.

1 材料與方法

1.1 試驗裝置及接種污泥

反應器實際體積10.5L,有效體積6.3L,內徑100mm,有效高度800mm(圖1),反應器的溫度由水浴夾層控制在(32±2)℃,水力停留時間(HRT)為12h,原接種污泥為城市污水處理廠A2/O工藝的缺氧池污泥與少量課題組前期培養的厭氧氨氧化顆粒污泥.接種量為4L,MLSS、MLVSS分別為7.889g/L、4.131g/L.

圖1 試驗裝置示意

1．進水桶;2.進水泵;3.回流泵;4.水浴保溫層;5.三相分離器;6.出水桶;7.水封瓶

1.2 模擬廢水

實驗采用人工模擬廢水,主要以NH4Cl、NaNO2、Na2SO4按需配制,具體見表1,其他成分含量(mg/L):KHCO31250,KH2PO427.2,MgCl2·6H2O 165,CaCl2·2H2O 250;微量Ⅰ、Ⅱ各1mL/L.其中微量元素Ⅰ成分含量(g/L):EDTA 5,FeSO45;微量元素Ⅱ成分含量(g/L):EDTA 15,ZnSO4·7H2O 0.43, CuSO4·5H2O 0.25,NiCl2·6H2O 0.19,MnCl2·4H2O 0.99,CoCl2·6H2O 0.24,NaMoO4·2H2O 0.22,H3BO40.014[11].

表1 反應器內進水各組分濃度

1.3 分析方法

1.3.1 常規指標 常規水質指標參照《水和廢水監測分析方法》[12]進行分析:NH4+-N采用納氏試劑分光光度法;NO2--N采用N-(1-萘基)-乙二胺光度法;NO3--N采用紫外分光光度法;SO42-采用離子色譜法(ICS1100);MLSS、MLVSS采用重量法.溶解氧采用HQ40d型溶氧儀測定,污泥粒徑采用激光粒度分布儀(LS230/SVM),TOC總有機碳測定儀(耶拿multi N/C),H2O2采用鈦-硫酸鈦法[13],常規指標測定均為一式三份.

1.3.2 活性測定 AOB、硝化細菌(NOB)活性的測定方法和頻率:從反應器污泥層上部和底部分別取10mL的泥水混合物,用磷酸鹽緩沖液(PBS)沖洗3次并離心(4000r/min),置于100mL的血清瓶,分別同時加入NH4+-N 60mg/L、NO2--N 40mg/L模擬廢水至100mL,在33℃條件下充分曝空氣至飽和溶解氧(DO)每間隔1h取樣,通過分析水質NH4+-N、NO2--N和NO3--N濃度變化計算AOB、NOB活性[14].

AnAOB活性的測定方法和頻率:從反應器污泥層上部和底部分別取10mL的泥水混合物,用磷酸鹽緩沖液(PBS)沖洗3次并離心(4000r/min),置于100mL的血清瓶,同時加入NH4+-N 60mg/L、NO2--N 85mg/L模擬廢水至100mL,曝氮氣10min,使DO控制在0.06mg/L以下,隨后置于搖床,搖床設定參數分別為33℃、150r/min, 每間隔6h取樣,通過分析水質NH4+-N、NO2--N和NO3--N濃度變化計算AnAOB活性[14].

HDB活性的測定方法和頻率:從反應器污泥層上部和底部分別取10mL的泥水混合物,用磷酸鹽緩沖液(PBS)沖洗3次并離心(4000r/min),置于100mL的血清瓶,同時加入COD 300mg/L、NO3--N 60mg/L模擬廢水至100mL,曝氮氣5min,隨后置于搖床,搖床設定參數分別為33℃、150r/min, 每間隔3h取樣, 通過分析水質COD、NH4+-N、NO2--N和NO3--N濃度變化計算HDB活性[15].

1.3.3 過氧化氫酶定性、過氧化氫酶活性分析測定 過氧化氫酶定性:從反應器內取一定量污泥,轉入一個干凈的顯微鏡載玻片上,載玻片上先滴數滴去離子水,再加入少量3%的H2O2,靜觀20s,若20s內出現氣泡,表明該污泥表現出過氧化氫酶活性,在沒有污泥的相似條件下也進行空白對照實驗[10].

過氧化氫酶活性的測定方法和頻率:取5mL泥水混合液于離心管中,離心5min(4000r/min)并倒掉上清液,將離心后的污泥樣品置于三角瓶中,依次加入40mL超純水和0.3%的H2O2溶液,隨后放入恒溫搖床計時20min,搖床設定參數分別為25℃、150r/min,然后將其取下立即加入飽和明礬溶液0.5mL,隨后進行過濾,濾液置于盛有5mL硫酸溶液(濃度為1.5mol/L)三角瓶,在波長為240nm處測定其吸光度S,過濾后的污泥樣品放入烘箱(105℃,2h)烘干,進行稱重,取25mL無污泥樣品溶液用0.002mol/ L高錳酸鉀溶液滴定,同時做空白實驗0和對照實驗k,一式三份[16].

計算如下:

(2)

式中:為過氧化氫酶活性,mg H2O2/(g·h);-為單位吸光度;-為污泥的干重,g;為振蕩時間,min;e為消耗過氧化氫樣品溶液的吸光度0為空白溶液的吸光度;s為剩余過氧化氫樣品溶液的吸光度;k為無基質對照溶液的吸光度;為高錳酸鉀溶液的濃度, mg/L;為高錳酸鉀溶液的體積,mL;0為空白溶液的體積,mL.

1.3.4 微生物測序分析 采用上海生工的Illumina Miseq平臺對污泥樣品進行測序,使用E.Z.N. ATMMag-Bind Soil DNA Kit試劑盒(OMEGA)提取DNA,利用細菌V3-V4區域通用引物341F (CCTACGGGNGGCWGCAG)和805R(GACTACH- VGGGTATCTAATCC)對提取的合格DNA樣品進行PCR擴增及測序,進行OTU聚類分析和物種分類學分析.以上工作均由上海生工生物工程有限公司(上海,中國)完成,微生物多樣性分析于生工生物工程有限公司所提供的I-Sanger生信分析云平臺上完成.

1.3.5 熒光原位雜交(FISH) 采用熒光原位雜交[17]對反應器內顆粒污泥中的總菌、AnAOB、優勢AOB()進行觀察,通過激光共聚焦顯微鏡(TCS SP8,徠卡)在10倍物鏡下采集圖像.本研究所用探針如表2所示.

表2 研究中所用FISH探針

2 結果與討論

2.1 反應器運行狀況

由圖2可見,隨著進水NO2--N濃度的不斷降低直至為0,反應器出水NH4+-N濃度逐漸上升,相反,反應器內部分NH4+-N超量去除更加明顯.當進水不提供NO2--N的情況下,反應器內NH4+-N仍有去除,這與之前研究者[9-11]發現厭氧氨氧化反應器出現NH4+-N超量去除現象相似.按照Strous等[4]所推導出的厭氧氨氧化反應方程式,以停供亞硝酸鹽氮期間最大NO3--N產生量3mg/L計算,消耗反應器內NH4+-N也只有11.54mg/L.同時,通過對反應器產生的氣體進行收集及測定,發現反應器內產生的氣體主要為N2(82.09%)和CO2(17.91%),反應器內NH4+-N被氧化后的存在狀態主要為N2.因此,反應器內可能存在其他途徑將NH4+-N去除.

2.2 反應器內氨氮去除途徑研究

2.2.1 反應器內的潛在電子受體研究 研究者對厭氧氨氧化的深入研究,發現厭氧氨氧化微生物可以利用多種基質進行代謝[22-25].結合本研究反應器含有的潛在電子受體SO42-和Fe3+/EDTA進行探究.

圖2 厭氧氨氧化反應器NH4+-N、NO2--N、NO3--N的去除變化

由于本研究通過以亞硝酸鹽型厭氧氨氧化為基礎啟動硫酸鹽型厭氧氨氧化,以SO42-逐步替代NO2--N作為電子受體的方式進行厭氧氨氧化研究.硫酸鹽型厭氧氨氧化是在厭氧條件下,以SO42-作為電子受體將氨轉化為N2[26-27].推測反應器內可能發生硫酸鹽型厭氧氨氧化,由圖3可見,反應器長期運行140d,并未發現SO42-有去除,說明反應器內未出現硫酸鹽型厭氧氨氧化,換言之,以SO42-作為電子受體氧化氨的反應在本系統中并未發生.

研究報道[23]以NH4+-N作為電子供體,同時以Fe3+/EDTA形成的絡合物作為電子受體,無機碳為碳源的情況下進行氨氧化試驗.本研究通過不添加微量Ⅰ來研究反應器的NH4+-N去除途徑.在第120～140d,發現在不添加微量Ⅰ反應器內NH4+-N仍有去除.說明反應器未出現鐵氨氧化反應,以Fe3+/EDTA形成的絡合物作為電子受體氧化氨的反應在本系統中并未發生.

2.2.2 反應器內部其他途徑導致氨氧化研究 根據上述試驗,反應器內的潛在電子受體SO42-和Fe3+/EDTA并不能將NH4+-N轉化,對此,NH4+-N的轉化可能由其他物質引起.Sabumon等[10,28]研究有機物存在情況下厭氧氨的去除途徑,發現氨是被氧化成NO2--N或NO3--N,然后通過自養或異養途徑脫氮,同時,也指出過氧化氫酶產氧可能發揮了重要作用.下面對本研究中反應器內在無機條件下是否存在同種情況進行探討和研究.

圖3 厭氧氨氧化反應器內SO42-的去除變化

由圖4可見,本研究發現上部和底部污泥層過氧化氫酶活性分別為18.05mgH2O2/(gSS·min)、31.53mgH2O2/(gSS·min).對此,也證實了本研究的反應器中存在過氧化氫酶產氧的可能性.同時,本研究也針對反應器內過氧化氫含量進行測定,發現反應器內上部和底部污泥層H2O2含量分別為0.11mg/ L、0.33mg/L.研究表明[29]在存在微量氧的情況下,兼性微生物利用自身的氧化酶產生H2O2.同樣,超氧自由基和H2O2是生物代謝不可避免的反應副產物(超氧自由基和H2O2都是由鐵催化的芬頓反應和各種酶產生的,如過氧化物酶、NADPH氧化酶等,超氧化歧化酶將超氧陰離子轉化成H2O2).在過氧化氫酶的作用下,將H2O2水解為H2O和O2[30-31].此外,也有研究報道[32-35]保護厭氧菌的抗活性氧的酶存在. 在本研究非嚴格厭氧的厭氧氨氧化系統中,反應器內的溶解氧濃度在0.06～0.14mg/L.因此,可以說明本實驗的反應器內微生物通過產生過氧化氫酶將H2O2水解H2O和O2來免受H2O2的毒害,而AOB利用釋放出的O2將部分NH4+-N氧化為NO2--N,與Anjali等研究報道相符[36].然而,由于實驗的復雜性及時間限制,本研究未對H2O2分解釋放的氧量與進水帶入氧量的比例進行量化,后續還需進一步研究.

圖4 反應器內不同高度污泥層過氧化氫酶活性、H2O2含量

2.3 反應器中顆粒污泥的FISH分析

通過FISH技術對運行后期(140d)反應器內顆粒污泥進行原位觀察,由圖5可見,整個顆粒污泥較為松散,然而,少部分AnAOB并未被藍色標記,是因為少部分AnAOB不在探針標記的“大多數細菌”的覆蓋范圍之內.其中AnAOB為顆粒污泥的優勢菌屬.菌屬豐度低,主要分布在顆粒污泥的外圍,同時在顆粒污泥內部也存在少量菌屬.意味著有少量O2通過顆粒污泥中的孔道進入顆粒污泥內部而被菌屬利用,另外,過氧化氫酶分解H2O2產生O2也有助于菌屬在污泥內部生長.這個結果與污泥中過氧化氫酶及產生有過氧化氫最終可能產氧的推斷有一致性.

2.4 微生物菌群結構分析

為了探究在停供NO2--N前后微生物群落結構變化,采用16S rRNA基因高通量測序對X1(0d)、X2(140d)反應器內微生物群落結構進行解析.試驗樣品的Coverage數值均達到0.99,說明該樣品的多樣性分析結果是準確的.從表3可以看出,在停供NO2--N的情況下,反應器內群落的多樣性在增加(高Shannon、低Simpson),這說明出現適應不同環境條件的菌群協同將反應器內的NH4+-N去除.Chao與Ace指數值均大于實驗初期,說明在停供NO2--N的情況下,使反應器內物種豐度在增大.

圖5 反應器中顆粒污泥大多數細菌、AnAOB、優勢AOB(Nitrosomonas)的FISH圖

A:藍色EUB338-Ⅰ;B:紅色AMX368;C:綠色Nsm156; D:EUB338-Ⅰ+AMX368+Nsm156

表3 反應器內微生物群落多樣性及豐度

由圖6可見,在停供NO2--N前后,從7.36%降至6.14%、從0.84%降至0.71%、從0.03%降至0.01%,但仍以為優勢,說明此時反應器仍存在厭氧氨氧化反應.然而,可以明顯發現從0.06%升至16.17%、從0.26%升至0.37%、從0.01%升至0.14%、從0.01%升至0.14%,由于這些菌屬具有反硝化功能,意味著存在一條NO2--N生成的途徑,造成反應器內NH4+-N過量去除的原因之一.尤其注意的是屬于異養硝化-好氧反硝化菌,據報道[37]異養硝化菌能夠耐受更低的溶解氧的濃度.因此,反應器內NH4+-N過量去除與該菌屬存在某種關聯.同時,發現反應器內AOB中的從0.40%升至0.61%,相反,反應器內NOB中的從0.01%降至0.003%、從0.06%降至0.04%.研究報道[38-39],在低溶解氧的情況下AOB對氧的親和力高于NOB,進而導致AOB相對豐度高于NOB相對豐度.另一方面可能是由于AOB產生的NO2--N迅速被AnAOB或HDB所利用導致NOB未能得到足夠的底物,進而引起其相對豐度的下降.

圖6 反應器內主要微生物及豐度

2.5 反應器內不同高度污泥層特性分析

2.5.1 AOB、NOB、AnAOB、HDB活性研究 由于UASB反應器具有垂直分布特征,使得UASB反應器能夠營造適合多種微生物共存的生長環境[40-41].對此,本研究分別對上部和底部污泥的AOB、NOB、AnAOB、HDB活性進行了測定.

在HDB活性測定中并未檢測到NH4+-N的產生,說明沒有異養硝酸鹽還原氨(DNRA),另外,研究報道[42]厭氧氨氧化反應主要是以NO2--N而非NO3--N作為主要的電子受體,對此,由于這兩個過程對NO3--N的去除影響較小,本研究未考慮通過DNRA和厭氧氨氧化過程消耗NO3--N,推斷反應器內的NO3--N主要以反硝化作用進行.由圖7可見,與反應器底部污泥層的相關微生物活性相比,上部污泥層的AOB、AnAOB活性較低,然而,上部污泥層HDB活性高于底部污泥層,而反應器內NOB活性極低,幾乎檢測不到.由于本研究中進水由底部進入反應器,進水桶未除氧及回流裝置造成O2進入反應器,因此反應器底部的微生物能夠優先獲得進水中的溶解氧,從而促進AOB的生長,導致底部污泥層AOB活性高于上部[43].同時,由于實驗前期接種混合污泥(反硝化污泥和少量厭氧氨氧化顆粒污泥),結合USAB反應器特征,絕大多數厭氧氨氧化顆粒污泥處于反應器底部,因而造成底部污泥層的AnAOB活性高于上部污泥層.同樣,由于底部污泥層將進水中的溶解氧消耗殆盡,從而為上部污泥層創造一個缺氧或厭氧的環境,上部污泥層的HDB利用微生物衰亡釋放的有機物將產生的NO3--N進行內源反硝化.

2.5.2 污泥層粒徑分析 取反應器內不同高度的污泥層,對其粒徑進行測定.Miao等[44]認為粒徑小于200μm被視為絮狀污泥,粒徑大于200μm被視為顆粒污泥.由圖8可見,上部污泥層的顆粒化程度小,絮狀污泥較多,相反,底部污泥層的顆粒化程度明顯.此外,據報道[45-46]顆粒污泥具有大量的生物群體,對復雜的環境條件具有更強的適應性.說明本研究的反應器內底部污泥層相比于上部污泥層對復雜的環境條件更具有適應性.

圖7 不同高度污泥層的AOB、NOB、AnAOB、HDB活性

2.6 反應器內不同高度污泥層的氨氮轉化

本研究測定反應器內不同高度的總有機碳(TOC)見圖9,發現從反應器底部到污泥層上部,TOC濃度先增加后降低,結合2.3.1批式試驗結果,說明反應器底部污泥層將部分NH4+-N氧化成NO2--N,隨后被AnAOB所利用,同時也發生部分反硝化,為AnAOB提供NO2--N的補給;反應器上部污泥層通過底部污泥層產生的NO3--N完全反硝化或部分反硝化,同時也為AnAOB提供NO2--N的補給.因此,反應器底部和上部污泥層協同最終將NH4+-N轉化為N2.

圖9 反應器內氨氮去除途徑

3 結論

3.1 隨著進水NO2--N濃度相對不足,厭氧氨氧化反應器對NH4+-N的去除含量相對增加,發生了NH4+-N超量去除的現象.

3.2 反應器內NH4+-N超量去除主要是通過氨氧化和厭氧氨氧化途徑,氨氧化所需的O2一部分是來自于進水,另一部分通過微生物自身的過氧化氫酶降解H2O2獲取;厭氧氨氧化所需的NO2--N是通過氨氧化以及部分反硝化所獲得.

3.3 由于UASB反應器的自身特征,造成不同高度污泥層的微生物活性及污泥粒徑的不同,通過底部和上部污泥層協同作用,將反應器內NH4+-N最終以N2的形式轉化.

[1] Kartal B, Kuenen J G, Van Loosdrecht M C M. Sewage Treatment with Anammox [J]. Science, 2010,328(5979):702-703.

[2] Ali M, Okabe S. Anammox-based technologies for nitrogen removal: Advances in process start-up and remaining issues [J]. Chemosphere, 2015,141(12):144-153.

[3] Wu P, Zhang X, Wang X, et al. Characterization of the start-up of single and two-stage Anammox processes with real low-strength wastewater treatment [J]. Chemosphere, 2019,245.

[4] Strous M, Heijnen J J, Kuenen J G, et al. The sequencing batch reactor as a powerful tool for the study of slowly growing anaerobic ammonium-oxidizing microorganisms [J]. Applied Microbiology and Biotechnology, 1998,50(5):589-596.

[5] Bae H, Park K S, Chung Y C, et al. Distribution of anammox bacteria in domestic WWTPs and their enrichments evaluated by real-time quantitative PCR [J]. Process Biochemistry, 2010,45(3):323-334.

[6] Xiong L, Wang Y Y, Tang C J, et al. Start-up characteristics of a granule-based Anammox UASB reactor seeded with anaerobic granular sludge [J]. Biomed Res Int, 2013,2013:1-9.

[7] Lotti T, Kleerebezem R, Lubello C, et al. Physiological and kinetic characterization of a suspended cell anammox culture [J]. Water Research, 2014,60:1-14.

[8] 閭 剛,李 田,徐樂中,等.基于不同接種污泥復合型厭氧氨氧化反應器的快速啟動特征[J]. 環境科學, 2017,38(10):4324-4331.

Lu G, Li T, Xu LZ, et al. Quick start-up characteristics of a composite anammox reactor based on different inoculated sludge [J]. Environmental Science, 2017,38(10):4324-4331.

[9] 李 祥,林 興,王 凡,等.厭氧氨氧化污泥中氨氧化的潛在電子受體[J]. 環境科學, 2017,38(7):2941-2946.

Li X, Lin X, Wang F, et al. Potential electron acceptors for ammonia oxidation in anammox sludge [J]. Environmental Science, 2017,38(7): 2941-2946.

[10] Sabumon P C. Anaerobic ammonia removal in presence of organic matter: A novel route[J]. Journal of Hazardous Materials, 2007,149(1): 49-59.

[11] 張 蕾,鄭 平,何玉輝,等.硫酸鹽型厭氧氨氧化性能的研究[J]. 中國科學, 2008,(12):1113-1119.

Zhang L, Zheng P, He YH, et al. Study on the performance of sulfate-type anammox [J]. Chinese Science, 2008,(12):1113-1119.

[12] 國家環境保護總局.水和廢水監測分析方法[M]. 北京:中國環境科學出版社, 2004.

State Environmental Protection Administration. Water and wastewater monitoring and analysis methods [M]. Beijing: China Environmental Science Press, 2004.

[13] 李亞琪,王弘愷,朱維晃,等.聚苯胺/蒽醌修飾碳氈作為陰極在電芬頓中的應用[J]. 環境科學學報, 2020,40(11):3905-3912.

Li Y Q, Wang H K, Zhu W H, et al. Application of polyaniline/ anthraquinone modified carbon felt as a cathode in electro-Fenton [J]. Acta Scientiae Circumstantiae, 2020,40(11):3905-3912.

[14] 趙良杰,彭黨聰,呂 愷,等.一段式部分亞硝化-厭氧氨氧化工藝處理中低濃度模擬氨氮廢水 [J]. 環境工程學報, 2020,15(1):143-151.

Zhao L J, Peng D C, Lyu K, et al. Treatment of simulated medium ammonia wastewater by single-stage partial nitritation-anammox process [J]. Journal of Environmental Engineering, 2020,15(1):143- 151.

[15] 鄭照明,劉常敬,鄭林雪,等.不同粒徑的厭氧氨氧化顆粒污泥脫氮性能研究 [J]. 中國環境科學, 2014,34(12):3078-3085.

Zheng G M, Liu C J, Zheng L X, et al. Study on the denitrification performance of anaerobic ammonia oxidation granular sludge with different particle sizes [J]. China Environmental Science, 2014,34(12): 3078-3085.

[16] 崔璟宜.活性污泥中過氧化氫酶活性的測定及影響因素分析[D]: 吉林:吉林建筑大學, 2013.

Cui JY. Determination of catalase activity in activated sludge and analysis of influencing factors [D]. Jilin: Jilin Jianzhu University, 2013.

[17] Amann R I, Krumholz L R, Stahl D A. Fluorescent-oligonucleotide probing of whole cells for determinative, phylogenetic, and environmental studies in microbiology [J]. Journal of Bacteriology, 1990,172(2):762-770.

[18] Amann R I, Binder B J, Olson R J, et al. Combination of 16S rRNA-targeted oligonucleotide probes with flow cytometry for analyzing mixed microbial populations [J]. Appl. Environ. Microbiol., 1990,56(6):1919-1925.

[19] Daims H, Br Hl A, Amann R, et al. The domain-specific probe EUB338is insufficient for the detection of all Bacteria: development and evaluation of a more comprehensive probe set [J]. Systematic & Applied Microbiology, 1999,22(3):434-444.

[20] Kartal B, Rattray J, Niftrik L, et al. Candidatus "" a new propionate oxidizing species of anaerobic ammonium oxidizing bacteria [J]. Systematic and applied microbiology, 2007,30(1):39-49.

[21] Mobarry B K, Wagner M, Urbain V, et al. Phylogenetic probes for analyzing abundance and spatial organization of nitrifying bacteria [J]. Applied & Environmental Microbiology, 1997,63(2):2156-2162.

[22] Liu S, Yang F, Gong Z, et al. Application of anaerobic ammonium- oxidizing consortium to achieve completely autotrophic ammonium and sulfate removal [J]. Bioresource Technology, 2008,99(15):6817- 6825.

[23] Sawayama S. Possibility of anoxic ferric ammonium oxidation [J]. Journal of bioscience and bioengineering, 2006,101(1):70-72.

[24] Kartal B, Rattray J, Niftrik L A V, et al. Candidatus "" a new propionate oxidizing species of anaerobic ammonium oxidizing bacteria [J]. Systematic and applied microbiology, 2007,30(1):39-49.

[25] Hulth S, Aller R C, Gilbert F. Coupled anoxic nitrification/manganese reduction in marine sediments [J]. Geochimicaet Cosmochimica Acta, 1999,63(1):49-66.

[26] Zhang D, Cui L, Zhu H, et al. Treatment performance and microbial community under ammonium sulphate wastewater in a sulphate reducing ammonium oxidation process [J]. Environmental technology, 2020.

[27] Fdz-Polanco F, Fdz-Polanco M, Fernandez N, et al. New process for simultaneous removal of nitrogen and sulphur under anaerobic conditions [J]. Water Research, 2001,35(4):1111-1114.

[28] Sabumo P C. Effect of potential electron acceptors on anoxic ammonia oxidation in the presence of organic carbon [J]. Journal of hazardous materials, 2009,172(1):280-288.

[29] Fu, Huihui, Gao,et al. Microbial oxidative stress response: Novel insights from environmental facultative anaerobic bacteria [J]. Archives of Biochemistry & Biophysics, 2015,584:28-35.

[30] Blokhina O, Virolainen E, Fagerstedt K V. Antioxidants, oxidative damage and oxygen deprivation stress: A review [J]. Annals of Botany, 2003,91(2):179-194.

[31] Davydova M N, Sabirova R Z. Anti-oxidant defense of the cell Desulfovibrio desulfuricans B-1388 [J]. Anaerobe, 2003,9(1):39-41.

[32] G D S W, I P, Y L M,et al. Purification and characterization of an iron superoxide dismutase and a catalase from the sulfate-reducing bacterium Desulfovibrio gigas [J]. Journal of bacteriology, 2000, 182(3):796-804.

[33] A B, A N, M S, et al. Protection of Methanosarcina barkeri against oxidative stress: identification and characterization of an iron superoxide dismutase [J]. Archives of microbiology, 2000,174(3): 213-216.

[34] M L, M F, D T, et al. Reaction of the desulfoferrodoxin fromwith superoxide anion. Evidence for a superoxide reductase activity [J]. The Journal of biological chemistry, 2000,275(1):115-121.

[35] L L H, V S N, O S A, et al. Rubrerythrin and rubredoxin oxidoreductase in: A novel oxidative stress protection system [J]. Journal of bacteriology, 2001,183(1):101-108.

[36] Anjali G, Sabumon P C. Development of simultaneous partial nitrification, anammox and denitrification (SNAD) in a non-aerated SBR [J]. International Biodeterioration & Biodegradation, 2017,119.

[37] Jetten M S M, Logemann S, Muyzer G, et al. Novel principles in the microbial conversion of nitrogen compounds [J]. Antonie van Leeuwenhoek, 1997,71(1/2).

[38] Guisasola A, Jubany I, Baeza J A, et al. Respirometric estimation of the oxygen affinity constants for biological ammonium and nitrite oxidation [J]. Journal of Chemical Technology & Biotechnology Biotechnology, 2010,80(4):388-396.

[39] Liu X, Kim M, Nakhla G. Operational conditions for successful partial nitrification in a sequencing batch reactor (SBR) based on process kinetics [J]. Environmental technology, 2016,38(6):694-704.

[40] Wang J, Lei Z, Wang L, et al. Insight into using up-flow anaerobic sludge blanket-anammox to remove nitrogen from an anaerobic membrane reactor during mainstream wastewater treatment [J]. Bioresource Technology, 2020,314.

[41] Yue H, Zhang Y, He Y, et al. Keystone taxa regulate microbial assemblage patterns and functional traits of different microbial aggregates in simultaneous anammox and denitrification (SAD) systems [J]. Bioresource Technology, 2019,290.

[42] Graaf A A, Van De, Mulder A, Bruijn P, De, et al. Anaerobic oxidation of ammonium is a biologically mediated process [J]. Applied & Environmental Microbiology, 1995,61(4):1246-1251.

[43] 付昆明,蘇雪瑩,王會芳,等.內回流對厭氧氨氧化UASB反應器脫氮性能的影響 [J]. 中國環境科學, 2016,36(12):3560-3566.

Fu K M, Su X Y, Wang H F, et al. Influence of internal reflux on the denitrification performance of UASB reactor[J]. China Environmental Science, 2016,36(12):3560-3566.

[44] Miao Y, Peng Y, Zhang L,et al. Partial nitrification-anammox (PNA) treating sewage with intermittent aeration mode: Effect of influent C/N ratios [J]. Chemical Engineering Journal, 2018,334:664-672.

[45] Lu H-F, Zheng P, Ji Q-X, et al. The structure, density and settlability of anammox granular sludge in high-rate reactors [J]. Bioresource Technology, 2012, 123(123):312-317.

[46] 許冬冬,康 達,郭磊艷,等.厭氧氨氧化顆粒污泥研究進展 [J]. 微生物學通報, 2019,46(8):1988-1997.

Xu D D, Kang D, Guo Ly, et al. Research progress of anammox granular sludge [J]. Microbiology Bulletin, 2019,46(8):1988-1997.

Mechanism of excessive removal of ammonia nitrogen by anammox UASB system.

YUAN Lin-jie1, YUAN Lin-jiang1*, CHEN Xi2, YANG Rui1, YU Li-ping1, WANG Gang1, HE Xiang-feng1, YANG Jiang-wei1

(1.Key Laboratory of Northwest Water Resources and Environmental Ecology, Ministry of Education, Key Laboratory of Environmental Engineering of Shaanxi Province, School of Environmental and Municipal Engineering, Xi'an University of Architecture and Technology, Xi'an, 710055, China；2.School of Urban Planning and Municipal Engineering, Xi'an Polytechnic University, Xi'an, 710048, China)., 2021,41(10)：4686～4694

The UASB reactor was used to investigate the excess removal characteristics of NH4+-N by the anaerobic ammonia oxidation system, the catalytic activity of related enzymes, and the bacterial communitystructure of the sludge with changing ratio of NO2--N / NH4+-N. The results showed that as the concentration of influent NO2--N decreaseed, the removal of NH4+-N by the reactor increaseed compared to the theory. When the supply of nitrite was stopped, the removal of NH4+-N in the reactor reached up to 55mg/L. The removal of NH4+-N was not due to the anaerobic ammonia oxidization by the SO42-and Fe3+/EDTA complex from the feed water, but the aerobic nitration of NH4+-N. The analysis of catalase determination combined with molecular biology technology showed that the oxygen required for aerobic nitrification came from influent water and catalase oxygen production. The activity of ammonia oxidizing bacteria (AOB) and anaerobic ammonia oxidizing bacteria (AnAOB) in the bottom sludge bed was better than that in the upper sludge bed. On the contrary, the activity of heterotrophic denitrifying bacteria (HDB) in the upper sludge bed was better than that in the bottom sludge bed, and the two parts of sludge bed synergistically converted NH4+-N into N2.

anaerobic ammonia oxidation；nitrogen excess removal；hydrogen peroxide；catalase

X703

A

1000-6923(2021)10-4686-09

袁林杰(1995-),男,安徽合肥人,西安建筑科技大學碩士研究生,主要從事城市污水處理理論與技術.

2021-03-10

國家自然科學基金資助項目(51878538);陜西省自然科學基金資助項目(2021JQ-690)

* 責任作者, 教授, yuanlinjiang@xauat.edu.cn